نموذج كالفاري لتكبير العظام في الأرنب لتقييم نمو العظام والأوعية الدموية الجديدة في مواد استبدال العظام
Summary
هنا نقدم بروتوكول جراحي في الأرانب بهدف تقييم مواد استبدال العظام من حيث قدرات تجديد العظام. باستخدام اسطوانات نظرة خاطفة ثابتة على جماجم الأرانب، والتوصيل العظمي، وosteoinduction، وتكوّن العظام والتكوين الأوعية الدموية الناجمة عن المواد يمكن تقييمها إما على الحيوانات الحية أو القتل الرحيم.
Abstract
المبدأ الأساسي لنموذج كالفاريال الأرنب هو أن تنمو أنسجة العظام الجديدة عموديا على رأس الجزء القشري من الجمجمة. يسمح هذا النموذج بتقييم مواد استبدال العظام لتجديد العظام عن طريق الفم والوجه القحفي من حيث نمو العظام ودعم الأوعية الدموية الجديدة. مرة واحدة يتم التخدير الحيوانات والتهوية (التنبيب داخل الرغامى)، يتم مشدود أربع اسطوانات مصنوعة من كيتون الأثير متعدد الأثير (PEEK) على الجمجمة، على جانبي الغرز المتوسطة والإكليلية. يتم حفر خمسة ثقوب داخل النخاع داخل منطقة العظام المحددة من قبل كل اسطوانة، مما يسمح بتدفق خلايا نخاع العظام. يتم وضع عينات المواد في الاسطوانات التي يتم إغلاقها بعد ذلك. وأخيرا، يتم خياطة الموقع الجراحي، والحيوانات تستيقظ. يمكن تقييم نمو العظام على الحيوانات الحية باستخدام التصوير الميكروتومي. وبمجرد قتل الحيوانات، يمكن تقييم نمو العظام والأوعية الدموية الجديدة باستخدام التصوير المجهري، وعلم الأنسجة المناعية، والفلورة المناعية. وبما أن تقييم المادة يتطلب أقصى قدر من التوحيد القياسي والمعايرة، فإن النموذج الكالفاري يبدو مثالياً. والوصول سهل جدا، ويسهل المعايرة والتوحيد باستخدام اسطوانات محددة، ويمكن تقييم أربع عينات في وقت واحد. وعلاوة على ذلك، يمكن استخدام التصوير المقطعي الحي، وفي نهاية المطاف يمكن توقع حدوث انخفاض كبير في الحيوانات التي سيتم قتلها الرحيم.
Introduction
تم تطوير نموذج كالفاريل لتكبير العظام في التسعينات بهدف تحسين مفهوم تجديد العظام الموجه (GBR) في المجال الجراحي عن طريق الفم والوجه القحفي. المبدأ الأساسي لهذا النموذج هو زراعة أنسجة العظام الجديدة عموديا على رأس الجزء القشري من الجمجمة. وللقيام بذلك، يتم تثبيت مفاعل (مثل قبة التيتانيوم أو الاسطوانة أو القفص) على الجمجمة لحماية تجديد العظام الذي يتم بواسطة الكسب غير المشروع (على سبيل المثال، هيدروجيل، بديل العظام، وما إلى ذلك). مع المعونة من هذا النموذج،التيتانيوم أو أقفاص السيراميك 1،2،3،4،5،6،GBR الأغشية7،8،9 ،10، العوامل العظمية11،12،13،14،15،16،17، العظام الجديدة البدائل12و16و17و18و19و20و21و22و23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 أو تم تقييم آلية الأوعية الدموية الجديدة خلال عملية تجديد العظام30.
من وجهة نظر الترجمة، يمثل نموذج calvarial عيب جدار واحد التي يمكن مقارنتها بعيب الفئة الرابعة في الفك31. والهدف من ذلك هو زراعة عظام جديدة فوق منطقة القشرية، دون أي دعم جانبي من جدران العظام الذاتية. وبالتالي فإن النموذج صارم للغاية ويقيّم الإمكانات الحقيقية للموصل الرأسي للعظام فوق الجزء القشري من العظام. إذا كان النموذج الموضح هنا مخصص في المقام الأول لتقييم التوصيل العظمي في بدائل العظام، يمكن أيضا تقييم تكوين العظام و / أو الأوستيو، فضلا عن تكوين الأوعية الدموية1،2،3، 4,5,6,7,8,9,10,11,12,13 ،14،15،16،17،18،19،20،21،22 ،23،24،25،26،27،28،29،30.
أساسا لأسباب أخلاقية وعملية واقتصادية، تم تطوير نموذج calvarial في الأرنب الذي التمثيل الغذائي للعظام والهيكل هي ذات الصلة تماما بالمقارنة مع الإنسان32. من بين 30 مرجعاالمذكورة أعلاه، 80٪تستخدم نموذج كالفاريال الأرنب 1،2،3،4،5،6،7،8 ,9,10,11,12,13,14,15,17,22, 23،26،27،28،29،30،33،مما يدل على أهمية هذا النموذج الحيواني. في 2008, [بوسّنلشنر] نقل المجموعة النموذج [كلفريل] إلى الخنزير, أن يسمح المقارنة من ثمانية عظمة بدائل في وقت واحد20 (يقارن إلى اثنان عظم ة بديلة مع الأرنبة). من ناحية أخرى، نقلت مجموعتنا نموذج الأرنب كالفاريال إلى الأغنام. وباختصار، تم وضع قباب التيتانيوم على جماجم الأغنام لتوصيف التوصيل العظمي لبديل عظام جديد مطبوع ثلاثي الأبعاد. هذه الدراسات سمحت لنا بتطوير وإتقان نموذج الكالفارية وتحليلها16،21.
وذكرت الدراسات الثلاث الأخيرة16،20،21، جنبا إلى جنب مع العديد من التحقيقات الأخرى12،17،18،19،22، 23،24،26،27،28،29،وأكد الإمكانات الكبيرة لنموذج كالفاريال كفحص وتوصيف نموذج. ومع ذلك، على الرغم من أن النتائج التي تم الحصول عليها كانت مرضية جدا، وأشاروا أيضا إلى بعض القيود: (1) استخدام قباب التيتانيوم، التي منعت انتشار الأشعة السينية وبالتالي العيش استخدام الأشعة المقطعية الدقيقة. لا يمكن إزالة هذه قبل المعالجة النسيجية، مما اضطر الباحثين إلى تضمين العينات في بولي (ميثيل ميثاكريلات) الراتنج (PMMA). ولذلك اقتصرت التحليلات الناتجة إلى حد كبير على الطوبوغرافيا. (2) ارتفاع التكاليف المالية خاصة بسبب تكلفة الحيوانات، والتكاليف المتعلقة باللوجستيات والصيانة والجراحة للالحيوانات. (3) صعوبات الحصول على الموافقات الأخلاقية للالحيوانات الكبيرة.
دراسة حديثة من قبل بولو، وآخرون26 تحسنت إلى حد كبير النموذج على الأرنب. تم استبدال القباب التيتانيوم باسطوانات closable التي يمكن ملؤها مع حجم ثابت من المواد. وقد وضعت أربع من هذه الاسطوانات على جماجم الأرانب. وعند الانتهاء، يمكن إزالة الاسطوانات بحيث تكون الخزعات خالية من المعادن، مما يوفر مرونة أكبر بكثير فيما يتعلق بمعالجة العينات. أصبح نموذج كالفاريال الأرنب جذابة للاختبار في وقت واحد مع انخفاض التكاليف، وسهولة التعامل مع الحيوانات وتسهيل معالجة العينات. وبالاستفادة من هذه التطورات الأخيرة، قمنا بزيادة تحسين النموذج عن طريق استبدال التيتانيوم بـ PEEK لإنتاج اسطوانات، مما يسمح بنشر الأشعة السينية واستخدام التصوير المقطعي المجهري على الحيوانات الحية.
في هذه المقالة، سوف نقوم بوصف عمليات التخدير والجراحة وعرض أمثلة على المخرجات التي يمكن الحصول عليها باستخدام هذا البروتوكول، أي علم الأنسجة (المناعية)، ودراسة الأنسجة، والتصوير المجهري الحي والجسم الحي من الخارج لتقييم آليات العظام تجديد وتحديد كمية تخليق العظام الجديدة التي تدعمها المواد البديلة للعظام.
Protocol
Representative Results
Discussion
النموذج الموضح هنا بسيط وينبغي تطويره بسهولة تامة طالما يتم اتباع جميع الخطوات والمعدات المناسبة. كما وصف البروتوكول هو طريقة جراحية، جميع الخطوات تبدو حاسمة ويجب اتباعها بشكل صحيح. من المهم أن يتم تدريبنا على التجارب الحيوانية، وخاصة في التعامل مع الأرانب والتخدير. لا تتردد في طلب التخد…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
والمؤلفون مدينون لشركة Geistlich AG (Wolhusen, CH) ومؤسسة علم العظام (لوسيرن, CH) (منحة رقم 18-049) لدعمهم, فضلا عن D العالمية (Brignais, FR) لتوفير مسامير. شكر خاص للدكتور ب. شايفر من جيستليش. كما أننا ممتنون لإليان دوبوا وكلير هيرمان على معالجتهما النسيجية الممتازة ونصائحهما الثمينة. وأخيراً، نعترف بحرارة بكزافييه بيلين، سيلفي روليه وفريق كامل من بير وليد حبري، “الجراحة التجريبية Dpt”، لمساعدتهم التقنية الرائعة.
Materials
| Drugs | |||
| Enrofloxacine Baytril 10% | Bayer | Antibiotic | |
| Fentanyl | Bischel | For analgesia | |
| Ketalar 50mg/ml | Pfizer | Ketamine for anesthesia | |
| Lidohex | Bichsel | Lubricating gel for the eyes | |
| Opsite | Smith and Nephew | 66004978 | Sprayable dressing |
| Povidone iodine 10%, Betadine | Mundipharma | anti-infective agent | |
| Propofol 2% | Braun | 3538710 | For anesthesia |
| Rapidocain 2% | sintetica | Local anesthesia | |
| Ringer-acetate | Fresenius Kabi | Volume compensation | |
| Rompun 2% | Bayer | Xylazin for anesthesia | |
| Sevoflurane 5% | Abbvie | For anesthesia | |
| Sterile saline | Sintetica | ||
| Temgesic | Reckitt Benckiser | Buprenorphine hydrochloride, analgesia | |
| Thiopental Inresa | Ospediala | For anesthesia | |
| Xylocaine 10% spray | Astra Zeneca | For intubation | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Fresenius Vial pilot C | Imexmed | Infusion pump | |
| Heated pad | Harvard Apparatus | ||
| Suction dominant 50 | Medela | ||
| Suction tubing Optimus | Promedical | 80342.2 | |
| Surgical motor | Schick dental | Qube | Drilling of intramedullary holes |
| Ventilation | Maquet Servo1 | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Material | |||
| Cylinders and caps | Boutyplast | Customized | composition: PEEK (poly ether ether ketone) |
| Manual self-retaining shaft | GlobalD | ACT1K | |
| Mobile handle for self-retaining shaft | GlobalD | MTM | |
| Self- drilling screws | GlobalD | VA1.2KL4 | cross-drive screws composed by Titanium grade5, ISO 5832-3 |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Surgical tray | |||
| Endotracheal tube Shiley diameter 2,5mm | Covidien | 86233 | For intubation |
| Endotracheal tube Shiley diameter 4,9mm | Covidien | 107-35G | For intubation |
| Ethicon prolene 4-0 | Ehticon | 8581H | Non-resorbable suture |
| Forceps | Marcel Blanc | BD027R | 145 mm |
| Intubation catheter | Cook medical | Guide for intubation | |
| Needlle holder | Marcel Blanc | BM008R | |
| Needles BD Microlance3 | Becton Dickinson | 300300/304622 | 26G; 18G |
| Periosteal | HU-Friedy | P9X | |
| Round surgical burs | Patterson | 78000 | 0.8 mm in diameter, Drilling of intramedullary holes |
| Scalpel | Swann-Morton | n°10 and n°15 | |
| Scissors | Marcel Blanc | 00657 | 180 mm |
| Syringes Omnifix | Braun | 4616057V | 5ml, 10ml and 50ml |
| Venflon G22 | Braun | 42690985-01 | Vasofix safety for the ear iv line |
References
- Anderud, J., et al. Guided bone augmentation using a ceramic space-maintaining device. Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology and Oral Radiology. 118 (5), 532-538 (2014).
- Lundgren, A. K., Lundgren, D., Hammerle, C. H., Nyman, S., Sennerby, L. Influence of decortication of the donor bone on guided bone augmentation. An experimental study in the rabbit skull bone. Clinical Oral Implants Research. 11 (2), 99-106 (2000).
- Lundgren, D., Lundgren, A. K., Sennerby, L., Nyman, S. Augmentation of intramembraneous bone beyond the skeletal envelope using an occlusive titanium barrier. An experimental study in the rabbit. Clinical Oral Implants Research. 6 (2), 67-72 (1995).
- Slotte, C., Lundgren, D. Impact of cortical perforations of contiguous donor bone in a guided bone augmentation procedure: an experimental study in the rabbit skull. Clinical Implant Dentistry and Relat Research. 4 (1), 1-10 (2002).
- Tamura, T., et al. Three-dimensional evaluation for augmented bone using guided bone regeneration. Journal of Periodontal Research. 40 (3), 269-276 (2005).
- Yamada, Y., et al. Correlation in the densities of augmented and existing bone in guided bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 23 (7), 837-845 (2012).
- Chierico, A., et al. Electrically charged GTAM membranes stimulate osteogenesis in rabbit calvarial defects. Clinical Oral Implants Research. 10 (5), 415-424 (1999).
- Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of the permeability of shields with autologous bone grafts on bone augmentation. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (6), e386-e392 (2013).
- Ito, K., Nanba, K., Murai, S. Effects of bioabsorbable and non-resorbable barrier membranes on bone augmentation in rabbit calvaria. Journal of Periodontology. 69 (11), 1229-1237 (1998).
- Lee, Y. M., et al. Enhanced bone augmentation by controlled release of recombinant human bone morphogenetic protein-2 from bioabsorbable membranes. Journal of Periodontology. 74 (6), 865-872 (2003).
- Fugl, A., et al. S-nitroso albumin enhances bone formation in a rabbit calvaria model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 43 (3), 381-386 (2014).
- Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of self-assembling peptide hydrogel scaffold on bone regeneration with recombinant human bone morphogenetic protein-2. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (5), e283-e289 (2013).
- Ito, K., et al. Effects of ipriflavone on augmented bone using a guided bone regeneration procedure. Clinical Oral Implants Research. 18 (1), 60-68 (2007).
- Jung, R. E., Hammerle, C. H., Kokovic, V., Weber, F. E. Bone regeneration using a synthetic matrix containing a parathyroid hormone peptide combined with a grafting material. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 22 (2), 258-266 (2007).
- Minegishi, T., et al. Effects of ipriflavone on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvaria. Journal of Oral Science. 44 (1), 7-11 (2002).
- Moussa, M., et al. Medium-Term Function of a 3D Printed TCP/HA Structure as a New Osteoconductive Scaffold for Vertical Bone Augmentation: A Simulation by BMP-2 Activation. Materials. 8 (5), 2174-2190 (2015).
- Thoma, D. S., Kruse, A., Ghayor, C., Jung, R. E., Weber, F. E. Bone augmentation using a synthetic hydroxyapatite/silica oxide-based and a xenogenic hydroxyapatite-based bone substitute materials with and without recombinant human bone morphogenetic protein-2. Clinical Oral Implants Research. 26 (5), 592-598 (2014).
- Busenlechner, D., et al. Resorption of deproteinized bovine bone mineral in a porcine calvaria augmentation model. Clinical Oral Implants Research. 23 (1), 95-99 (2012).
- Busenlechner, D., et al. Paste-like inorganic bone matrix: preclinical testing of a prototype preparation in the porcine calvaria. Clinical Oral Implants Research. 20 (10), 1099-1104 (2009).
- Busenlechner, D., et al. Simultaneous in vivo comparison of bone substitutes in a guided bone regeneration model. Biomaterials. 29 (22), 3195-3200 (2008).
- Carrel, J. P., et al. A 3D printed TCP/HA structure as a new osteoconductive scaffold for vertical bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 55-62 (2016).
- Murai, M., et al. Effects of different sizes of beta-tricalcium phosphate particles on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Dental Materials Journal. 25 (1), 87-96 (2006).
- Nishida, T., et al. Effects of bioactive glass on bone augmentation within a titanium cap in rabbit parietal bone. Journal of Periodontology. 77 (6), 983-989 (2006).
- Nyan, M., et al. Feasibility of alpha tricalcium phosphate for vertical bone augmentation. Journal of Investigating and Clinical Dentistry. 5 (2), 109-116 (2012).
- Polimeni, G., et al. Histopathological observations of a polylactic acid-based device intended for guided bone/tissue regeneration. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 99-105 (2008).
- Polo, C. I., et al. Effect of recombinant human bone morphogenetic protein 2 associated with a variety of bone substitutes on vertical guided bone regeneration in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 84 (3), 360-370 (2013).
- Slotte, C., Lundgren, D., Burgos, P. M. Placement of autogeneic bone chips or bovine bone mineral in guided bone augmentation: a rabbit skull study. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 18 (6), 795-806 (2003).
- Tamimi, F. M., et al. Bone augmentation in rabbit calvariae: comparative study between Bio-Oss and a novel beta-TCP/DCPD granulate. Journal of Clinical Periodontology. 33 (12), 922-928 (2006).
- Torres, J., et al. Effect of solely applied platelet-rich plasma on osseous regeneration compared to Bio-Oss: a morphometric and densitometric study on rabbit calvaria. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 106-112 (2008).
- Yamada, Y., et al. Angiogenesis in newly augmented bone observed in rabbit calvarium using a titanium cap. Clinical Oral Implants Research. 19 (10), 1003-1009 (2008).
- Cordaro, L., Terheyden, H., Wismeijer, D., Chen, S., Buser, D. . ITI Treatment Guide. 7, (2014).
- Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: A review. European Cells & Materials. 13, 1-10 (2007).
- Min, S., et al. Effects of marrow penetration on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 78 (10), 1978-1984 (2007).
- Braun, T. M., Giannobile, W. V., Nevins, M. Ch. 4. Osteology guidelines for oral and maxillofacial regeneration Preclinical models for translational research. , 31-43 (2011).
- Doro, D. H., Grigoriadis, A. E., Liu, K. J. Calvarial Suture-Derived Stem Cells and Their Contribution to Cranial Bone Repair. Frontiers in Physiology. 8, 956 (2017).
- Russel, W., Burch, R. . The principles of humane experimental technique. , (1959).
- Asvanund, P., Chunhabundit, P. Alveolar bone regeneration by implantation of nacre and B-tricalcium phosphate in guinea pig. Implant Dentistry. 21 (3), 248-253 (2012).
- Gielkens, P. F., et al. Gore-Tex as barrier membranes in rat mandibular defects: an evaluation by microradiography and micro-CT. Clinical Oral Implants Research. 19 (5), 516-521 (2008).
- Lioubavina, N., Kostopoulos, L., Wenzel, A., Karring, T. Long-term stability of jaw bone tuberosities formed by "guided tissue regeneration". Clinical Oral Implants Research. 10 (6), 477-486 (1999).
- Mardas, N., Kostopoulos, L., Stavropoulos, A., Karring, T. Osteogenesis by guided tissue regeneration and demineralized bone matrix. Journal of Clinical Periodontology. 30 (3), 176-183 (2003).
- Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Mardas, N., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone used as an adjunct to guided bone augmentation: an experimental study in the rat. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 3 (3), 156-165 (2001).
- Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone (Bio-Oss) and bioactive glass (Biogran) arrest bone formation when used as an adjunct to guided tissue regeneration (GTR): an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 30 (7), 636-643 (2003).
- Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Fate of bone formed by guided tissue regeneration with or without grafting of Bio-Oss or Biogran. An experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 31 (1), 30-39 (2004).
- Stavropoulos, A., Nyengaard, J. R., Kostopoulos, L., Karring, T. Implant placement in bone formed beyond the skeletal envelope by means of guided tissue regeneration: an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 32 (10), 1108-1115 (2005).
- Thomaidis, V., et al. Comparative study of 5 different membranes for guided bone regeneration of rabbit mandibular defects beyond critical size. Medical Science Monitor. 14 (4), (2008).
- Zhang, J. C., et al. The repair of critical-size defects with porous hydroxyapatite/polyamide nanocomposite: an experimental study in rabbit mandibles. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 39 (5), 469-477 (2010).
- Zhang, X., et al. Osteoconductive effectiveness of bone graft derived from antler cancellous bone: an experimental study in the rabbit mandible defect model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 41 (11), 1330-1337 (2012).
- Bronoosh, P., et al. Effects of low-intensity pulsed ultrasound on healing of mandibular bone defects: an experimental study in rabbits. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 277-284 (2015).
- Gomes, F. V., et al. Low-level laser therapy improves peri-implant bone formation: resonance frequency, electron microscopy, and stereology findings in a rabbit model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 245-251 (2014).
- Lalani, Z., et al. Spatial and temporal localization of secretory IgA in healing tooth extraction sockets in a rabbit model. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 62 (4), 466-472 (2004).
- Osorio, L. B., et al. Post-extraction evaluation of sockets with one plate loss–a microtomographic and histological study. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 31-38 (2014).
