Summary

Кальвариальная модель увеличения костей в кролике для оценки роста костей и неоваскуляризации в материалах замены костей

Published: August 13, 2019
doi:

Summary

Здесь мы представляем хирургический протокол у кроликов с целью оценки костного замещения материалов с точки зрения способности к регенерации костей. С помощью цилиндров PEEK, закрепленных на черепах кроликов, остеопроводлении, остеоиндукции, остеогенеза и васкулогенеза, индуцированных материалами, можно оценивать либо на живых, либо на эвтаназии животных.

Abstract

Основной принцип кроличьей модели кролика заключается в том, чтобы выращивать новую костную ткань вертикально поверх корковой части черепа. Эта модель позволяет оценить материалы замены костей для пероральной и черепно-мозговой регенерации костей с точки зрения роста костей и поддержки неоваскуляризации. После того, как животные обезболиваются и проветриваются (эндотрахеальная интубация), четыре цилиндра из полиэтилеера эфира кетона (PEEK) привинчиваются на череп, по обе стороны от средних и корональных швов. Пять интрамедуллярных отверстий пробурены в костной области, делимитированных каждым цилиндром, что позволяет приток клеток костного мозга. Образцы материала помещаются в цилиндры, которые затем закрываются. Наконец, хирургическое место зашивается, и животные пробуждаются. Рост костей можно оценить на живых животных с помощью микротомографии. После эвтаназии животных рост костей и неоваскуляризация могут быть оценены с помощью микротомографии, иммуногистологии и иммунофлуоресценции. Поскольку оценка материала требует максимальной стандартизации и калибровки, клизменная модель выглядит идеальной. Доступ очень прост, калибровка и стандартизация облегчаются использованием определенных цилиндров и четыре образца могут быть оценены одновременно. Кроме того, можно использовать живую томографию, и в конечном итоге можно ожидать значительного сокращения числа животных, которые должны быть усыплены.

Introduction

Кальвариальная модель увеличения костей была разработана в 90-х годах с целью оптимизации концепции управляемой регенерации костей (GBR) в устной и черепно-мозговой хирургической области. Основной принцип этой модели заключается в том, чтобы выращивать новую костную ткань вертикально поверх корковой части черепа. Для этого реактор (например, титан-купол, цилиндр или клетка) фиксируется на черепе для защиты регенерации костей, проводимой трансплантатом (например, гидрогелем, заменителем костей и т.д.). С помощью этой модели, титанаили керамических клеток 1, 2,3,4,5,6, GBR мембраны7,8,9 ,10, остеогенные факторы11,12,13,14,15,16,17,новая кость заменители12,16,17,18,19,20,21,22,23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 или механизм неоваскуляризации в процессе регенерации костей30 были оценены.

С переводческой точки зрения, кальвариальная модель представляет собой одностенный дефект, который можно сравнить с дефектом класса IV в челюсти31. Цель состоит в том, чтобы вырастить новую кость над корковой областью, без какой-либо боковой поддержки эндогенных костных стенок. Таким образом, модель является чрезвычайно жесткой и оценивает реальный потенциал вертикальной остеопроводимости над корковой частью кости. Если описанная в настоящем случае модель в первую очередь посвящена оценке остеопроводимости у заменителей костей, то также может быть оценен авеогенез и/или остеоиндукция, а также васкулогенез1,2,3, 4,5,6,7,8,9,10,11,12,13 ,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29,30.

По существу по этическим, практическим и экономическим причинам, кальвариальная модель была разработана в кролика, в котором метаболизм костей и структура весьма актуальны по сравнению с человеком32. Из 30 приведенных выше ссылок 80% использоваликроличья кальвариальная модель 1,2,3,4,5,6,7,8 ,9,10,11,12,13,14,15,17,22, 23,26,27,28,29,30,33, таким образом демонстрируя актуальность этой модели животных. В 2008 году группа Busenlechner перенесла клизменную модель свиньи, чтобы позволить сравнение восьми заменителей костей одновременно20 (по сравнению с двумя заменителями кости с кроликом). С другой стороны, наша группа передала кролика calvarial модели овец. Короче говоря, титановые купола были размещены на черепах овец, чтобы охарактеризовать остеопроводцию нового 3D-печатного костного заменителя. Эти исследования позволили нам разработать и освоить кальвариальную модель и ее анализ16,21.

В последних трех исследованиях приводится16,20,21, вместе с рядом других исследований12,17,18,19,22, 23,24,26,27,28,29, подтвердил большой потенциал кальвариантной модели в качестве скрининга и характеристики Модели. Однако, несмотря на то, что полученные результаты были вполне удовлетворительными, они также указали на некоторые ограничения: (1) Использование титановых куполов, которые предотвращали рентгеновское диффузию и, в свою очередь, живило использование микроКТ. Они не могут быть удалены до гистологической обработки, заставляя исследователей вставлять образцы в поли (метил-метакрилат) мели (PMMA). Таким образом, полученный анализ в значительной степени ограничивался топографией. (2) Высокие финансовые затраты, особенно из-за стоимости животных, и расходы, связанные с логистикой, обслуживанием и хирургии животных. (3) Трудности для получения этических разрешений для крупных животных.

Недавнее исследование Polo, et al.26 в значительной степени улучшило модель на кролика. Титановые купола были заменены замкнутыми цилиндрами, которые могли быть заполнены постоянным объемом материала. Четыре из этих цилиндров были помещены на черепа кролика. По завершении строительства цилиндры можно было бы удалить таким образом, чтобы биопсия была без металла, что вводило гораздо большую гибкость в отношении обработки образцов. Модель кроличьего калибра стала привлекательной для одновременного тестирования с меньшими затратами, легкой обработкой животных и упрощением обработки образцов. Воспользовавшись этими последними разработками, мы еще больше усовершенствовали модель, заменив титан на PEEK для производства цилиндров, тем самым позволяя рентгеновскую диффузию и использование микротомографии на живых животных.

В этой статье мы описаем анестезию и хирургические процессы и покажем примеры выходов, которые могут быть получены с помощью этого протокола, т.е. (иммуно-) гистологии, гистоморфографии, живой и экс-виво микротомографии для оценки механизмов костей регенерации и количественно нового синтеза костей поддерживается костной заменителя материалов.

Protocol

В соответствии с требованиями швейцарского законодательства протокол был одобрен академическим комитетом и контролируется кантональными и федеральными ветеринарными учреждениями (разрешения n’ GE/165/16 и GE/100/18). 1. Специальные устройства и животные Цилиндров</stro…

Representative Results

Описанная в настоящем году модель посвящена оценке остеопроводимости в костных заменителях. Также может быть оценена остеогенез и остеоиндукция заменителей костей (предварительно) клетчатых или загруженных биоактивнымимолекулами, а также васкулогенез…

Discussion

Описанная в настоящем случае модель проста и должна быть разработана довольно легко до тех пор, пока все шаги следуют и оборудование подходит. Поскольку описанный протокол является хирургическим методом, все шаги кажутся критическими и должны соблюдаться должным образом. Очень важно, …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы в долгу перед Geistlich AG (Wolhusen, CH) и Фондом остеологии (Lucerne, CH) (грант n-18-049) за их поддержку, а также Global D (Brignais, FR) за предоставление винтов. Особая благодарность д-р Б. Шефер из Geistlich. Мы также благодарны Элиане Дюбуа и Клэр Херрманн за их отличную гистологическую обработку и их драгоценные советы. Наконец, мы тепло признаем Ксавье Белин, Сильви Руле и вся команда Pr Валид Хабре, “экспериментальная хирургия Dpt”, за их замечательную техническую помощь.

Materials

Drugs
Enrofloxacine Baytril 10% Bayer Antibiotic
Fentanyl Bischel For analgesia
Ketalar 50mg/ml Pfizer Ketamine for anesthesia
Lidohex Bichsel Lubricating gel for the eyes
Opsite Smith and Nephew 66004978 Sprayable dressing
Povidone iodine 10%, Betadine Mundipharma anti-infective agent
Propofol 2% Braun 3538710 For anesthesia
Rapidocain 2% sintetica Local anesthesia
Ringer-acetate Fresenius Kabi Volume compensation
Rompun 2% Bayer Xylazin for anesthesia
Sevoflurane 5% Abbvie For anesthesia
Sterile saline Sintetica
Temgesic Reckitt Benckiser Buprenorphine hydrochloride, analgesia
Thiopental Inresa Ospediala For anesthesia
Xylocaine 10% spray Astra Zeneca For intubation
Name Company Catalog Number Comments
Equipment
Fresenius Vial pilot C Imexmed Infusion pump
Heated pad Harvard Apparatus
Suction dominant 50 Medela
Suction tubing Optimus Promedical 80342.2
Surgical motor Schick dental Qube Drilling of intramedullary holes
Ventilation Maquet Servo1
Name Company Catalog Number Comments
Material
Cylinders and caps Boutyplast Customized composition: PEEK (poly ether ether ketone)
Manual self-retaining shaft GlobalD ACT1K
Mobile handle for self-retaining shaft GlobalD MTM
Self- drilling screws GlobalD VA1.2KL4 cross-drive screws composed by Titanium grade5, ISO 5832-3
Name Company Catalog Number Comments
Surgical tray
Endotracheal tube Shiley diameter 2,5mm Covidien 86233 For intubation
Endotracheal tube Shiley diameter 4,9mm Covidien 107-35G For intubation
Ethicon prolene 4-0 Ehticon 8581H Non-resorbable suture
Forceps Marcel Blanc BD027R 145 mm
Intubation catheter Cook medical Guide for intubation
Needlle holder Marcel Blanc BM008R
Needles BD Microlance3 Becton Dickinson 300300/304622 26G; 18G
Periosteal HU-Friedy P9X
Round surgical burs Patterson 78000 0.8 mm in diameter, Drilling of intramedullary holes
Scalpel Swann-Morton n°10 and n°15
Scissors Marcel Blanc 00657 180 mm
Syringes Omnifix Braun 4616057V 5ml, 10ml and 50ml
Venflon G22 Braun 42690985-01 Vasofix safety for the ear iv line

References

  1. Anderud, J., et al. Guided bone augmentation using a ceramic space-maintaining device. Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology and Oral Radiology. 118 (5), 532-538 (2014).
  2. Lundgren, A. K., Lundgren, D., Hammerle, C. H., Nyman, S., Sennerby, L. Influence of decortication of the donor bone on guided bone augmentation. An experimental study in the rabbit skull bone. Clinical Oral Implants Research. 11 (2), 99-106 (2000).
  3. Lundgren, D., Lundgren, A. K., Sennerby, L., Nyman, S. Augmentation of intramembraneous bone beyond the skeletal envelope using an occlusive titanium barrier. An experimental study in the rabbit. Clinical Oral Implants Research. 6 (2), 67-72 (1995).
  4. Slotte, C., Lundgren, D. Impact of cortical perforations of contiguous donor bone in a guided bone augmentation procedure: an experimental study in the rabbit skull. Clinical Implant Dentistry and Relat Research. 4 (1), 1-10 (2002).
  5. Tamura, T., et al. Three-dimensional evaluation for augmented bone using guided bone regeneration. Journal of Periodontal Research. 40 (3), 269-276 (2005).
  6. Yamada, Y., et al. Correlation in the densities of augmented and existing bone in guided bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 23 (7), 837-845 (2012).
  7. Chierico, A., et al. Electrically charged GTAM membranes stimulate osteogenesis in rabbit calvarial defects. Clinical Oral Implants Research. 10 (5), 415-424 (1999).
  8. Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of the permeability of shields with autologous bone grafts on bone augmentation. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (6), e386-e392 (2013).
  9. Ito, K., Nanba, K., Murai, S. Effects of bioabsorbable and non-resorbable barrier membranes on bone augmentation in rabbit calvaria. Journal of Periodontology. 69 (11), 1229-1237 (1998).
  10. Lee, Y. M., et al. Enhanced bone augmentation by controlled release of recombinant human bone morphogenetic protein-2 from bioabsorbable membranes. Journal of Periodontology. 74 (6), 865-872 (2003).
  11. Fugl, A., et al. S-nitroso albumin enhances bone formation in a rabbit calvaria model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 43 (3), 381-386 (2014).
  12. Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of self-assembling peptide hydrogel scaffold on bone regeneration with recombinant human bone morphogenetic protein-2. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (5), e283-e289 (2013).
  13. Ito, K., et al. Effects of ipriflavone on augmented bone using a guided bone regeneration procedure. Clinical Oral Implants Research. 18 (1), 60-68 (2007).
  14. Jung, R. E., Hammerle, C. H., Kokovic, V., Weber, F. E. Bone regeneration using a synthetic matrix containing a parathyroid hormone peptide combined with a grafting material. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 22 (2), 258-266 (2007).
  15. Minegishi, T., et al. Effects of ipriflavone on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvaria. Journal of Oral Science. 44 (1), 7-11 (2002).
  16. Moussa, M., et al. Medium-Term Function of a 3D Printed TCP/HA Structure as a New Osteoconductive Scaffold for Vertical Bone Augmentation: A Simulation by BMP-2 Activation. Materials. 8 (5), 2174-2190 (2015).
  17. Thoma, D. S., Kruse, A., Ghayor, C., Jung, R. E., Weber, F. E. Bone augmentation using a synthetic hydroxyapatite/silica oxide-based and a xenogenic hydroxyapatite-based bone substitute materials with and without recombinant human bone morphogenetic protein-2. Clinical Oral Implants Research. 26 (5), 592-598 (2014).
  18. Busenlechner, D., et al. Resorption of deproteinized bovine bone mineral in a porcine calvaria augmentation model. Clinical Oral Implants Research. 23 (1), 95-99 (2012).
  19. Busenlechner, D., et al. Paste-like inorganic bone matrix: preclinical testing of a prototype preparation in the porcine calvaria. Clinical Oral Implants Research. 20 (10), 1099-1104 (2009).
  20. Busenlechner, D., et al. Simultaneous in vivo comparison of bone substitutes in a guided bone regeneration model. Biomaterials. 29 (22), 3195-3200 (2008).
  21. Carrel, J. P., et al. A 3D printed TCP/HA structure as a new osteoconductive scaffold for vertical bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 55-62 (2016).
  22. Murai, M., et al. Effects of different sizes of beta-tricalcium phosphate particles on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Dental Materials Journal. 25 (1), 87-96 (2006).
  23. Nishida, T., et al. Effects of bioactive glass on bone augmentation within a titanium cap in rabbit parietal bone. Journal of Periodontology. 77 (6), 983-989 (2006).
  24. Nyan, M., et al. Feasibility of alpha tricalcium phosphate for vertical bone augmentation. Journal of Investigating and Clinical Dentistry. 5 (2), 109-116 (2012).
  25. Polimeni, G., et al. Histopathological observations of a polylactic acid-based device intended for guided bone/tissue regeneration. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 99-105 (2008).
  26. Polo, C. I., et al. Effect of recombinant human bone morphogenetic protein 2 associated with a variety of bone substitutes on vertical guided bone regeneration in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 84 (3), 360-370 (2013).
  27. Slotte, C., Lundgren, D., Burgos, P. M. Placement of autogeneic bone chips or bovine bone mineral in guided bone augmentation: a rabbit skull study. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 18 (6), 795-806 (2003).
  28. Tamimi, F. M., et al. Bone augmentation in rabbit calvariae: comparative study between Bio-Oss and a novel beta-TCP/DCPD granulate. Journal of Clinical Periodontology. 33 (12), 922-928 (2006).
  29. Torres, J., et al. Effect of solely applied platelet-rich plasma on osseous regeneration compared to Bio-Oss: a morphometric and densitometric study on rabbit calvaria. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 106-112 (2008).
  30. Yamada, Y., et al. Angiogenesis in newly augmented bone observed in rabbit calvarium using a titanium cap. Clinical Oral Implants Research. 19 (10), 1003-1009 (2008).
  31. Cordaro, L., Terheyden, H., Wismeijer, D., Chen, S., Buser, D. . ITI Treatment Guide. 7, (2014).
  32. Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: A review. European Cells & Materials. 13, 1-10 (2007).
  33. Min, S., et al. Effects of marrow penetration on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 78 (10), 1978-1984 (2007).
  34. Braun, T. M., Giannobile, W. V., Nevins, M. Ch. 4. Osteology guidelines for oral and maxillofacial regeneration Preclinical models for translational research. , 31-43 (2011).
  35. Doro, D. H., Grigoriadis, A. E., Liu, K. J. Calvarial Suture-Derived Stem Cells and Their Contribution to Cranial Bone Repair. Frontiers in Physiology. 8, 956 (2017).
  36. Russel, W., Burch, R. . The principles of humane experimental technique. , (1959).
  37. Asvanund, P., Chunhabundit, P. Alveolar bone regeneration by implantation of nacre and B-tricalcium phosphate in guinea pig. Implant Dentistry. 21 (3), 248-253 (2012).
  38. Gielkens, P. F., et al. Gore-Tex as barrier membranes in rat mandibular defects: an evaluation by microradiography and micro-CT. Clinical Oral Implants Research. 19 (5), 516-521 (2008).
  39. Lioubavina, N., Kostopoulos, L., Wenzel, A., Karring, T. Long-term stability of jaw bone tuberosities formed by "guided tissue regeneration&#34. Clinical Oral Implants Research. 10 (6), 477-486 (1999).
  40. Mardas, N., Kostopoulos, L., Stavropoulos, A., Karring, T. Osteogenesis by guided tissue regeneration and demineralized bone matrix. Journal of Clinical Periodontology. 30 (3), 176-183 (2003).
  41. Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Mardas, N., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone used as an adjunct to guided bone augmentation: an experimental study in the rat. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 3 (3), 156-165 (2001).
  42. Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone (Bio-Oss) and bioactive glass (Biogran) arrest bone formation when used as an adjunct to guided tissue regeneration (GTR): an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 30 (7), 636-643 (2003).
  43. Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Fate of bone formed by guided tissue regeneration with or without grafting of Bio-Oss or Biogran. An experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 31 (1), 30-39 (2004).
  44. Stavropoulos, A., Nyengaard, J. R., Kostopoulos, L., Karring, T. Implant placement in bone formed beyond the skeletal envelope by means of guided tissue regeneration: an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 32 (10), 1108-1115 (2005).
  45. Thomaidis, V., et al. Comparative study of 5 different membranes for guided bone regeneration of rabbit mandibular defects beyond critical size. Medical Science Monitor. 14 (4), (2008).
  46. Zhang, J. C., et al. The repair of critical-size defects with porous hydroxyapatite/polyamide nanocomposite: an experimental study in rabbit mandibles. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 39 (5), 469-477 (2010).
  47. Zhang, X., et al. Osteoconductive effectiveness of bone graft derived from antler cancellous bone: an experimental study in the rabbit mandible defect model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 41 (11), 1330-1337 (2012).
  48. Bronoosh, P., et al. Effects of low-intensity pulsed ultrasound on healing of mandibular bone defects: an experimental study in rabbits. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 277-284 (2015).
  49. Gomes, F. V., et al. Low-level laser therapy improves peri-implant bone formation: resonance frequency, electron microscopy, and stereology findings in a rabbit model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 245-251 (2014).
  50. Lalani, Z., et al. Spatial and temporal localization of secretory IgA in healing tooth extraction sockets in a rabbit model. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 62 (4), 466-472 (2004).
  51. Osorio, L. B., et al. Post-extraction evaluation of sockets with one plate loss–a microtomographic and histological study. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 31-38 (2014).
check_url/fr/59976?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Marger, L., Barone, A., Martinelli-Kläy, C. P., Schaub, L., Strasding, M., Mekki, M., Sailer, I., Scherrer, S. S., Durual, S. Calvarial Model of Bone Augmentation in Rabbit for Assessment of Bone Growth and Neovascularization in Bone Substitution Materials. J. Vis. Exp. (150), e59976, doi:10.3791/59976 (2019).

View Video