Summary

Lentiviral CRISPR/Cas9-Vermittelte Genombearbeitung zur Untersuchung hämatopoetischer Zellen in Krankheitsmodellen

Published: October 03, 2019
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Summary

Beschrieben werden Protokolle für die hocheffiziente Genombearbeitung von murinen hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen (HSPC) durch das CRISPR/Cas9-System zur schnellen Entwicklung von Mausmodellsystemen mit hämatopoetischen systemspezifischen Genmodifikationen.

Abstract

Die Manipulation von Genen in hämatopoetischen Stammzellen mit konventionellen Transgeneseansätzen kann zeitaufwändig, teuer und herausfordernd sein. Durch fortschritte In der Genom-Editing-Technologie und lentivirusvermittelten Transgen-Bereitstellungssystemen wird hier eine effiziente und wirtschaftliche Methode beschrieben, die Mäuse etabliert, bei denen Gene speziell in hämatopoetischen Stammzellen manipuliert werden. Lentiviren werden verwendet, um Cas9-extierende Linien-negative Knochenmarkzellen mit einer Guide-RNA (gRNA) zu transduzieren, die auf bestimmte Gene und ein rotes Fluoreszenz-Reporter-Gen (RFP) abzielt, dann werden diese Zellen in tödlich bestrahlte C57BL/6-Mäuse transplantiert. Mäuse, die mit Lentivirus transplantiert werden, die nicht zielgerichtete gRNA exdrücken, werden als Kontrollen verwendet. Die Transplantation von transduzierten hämatopoetischen Stammzellen wird durch zytometrische Durchflussanalyse von RFP-positiven Leukozyten peripheren Blutes bewertet. Mit dieser Methode können 90 % Transduktion von myeloischen Zellen und 70 % der Lymphzellen nach 4 Wochen nach der Transplantation erreicht werden. Genomische DNA wird aus RFP-positiven Blutzellen isoliert, und Teile der Ziel-Site-DNA werden durch PCR verstärkt, um die Genombearbeitung zu validieren. Dieses Protokoll bietet eine hochdurchsatzhohe Auswertung von hämatopoese-regulatorischen Genen und kann auf eine Vielzahl von Mauskrankheitsmodellen mit hämatopoetischer Zellbeteiligung erweitert werden.

Introduction

Viele Studien in Hämatologie und Immunologie basieren auf der Verfügbarkeit von genetisch veränderten Mäusen, einschließlich konventioneller und bedingter transgener/knock-out-Mäuse, die hämatopoetische systemspezifische Cre-Treiber wie Mx1-Cre, Vav-Cre und andere verwenden. 1,2,3,4,5. Diese Strategien erfordern die Etablierung neuer Mausstämme, die zeitaufwändig und finanziell belastend sein können. Während revolutionäre Fortschritte in der Genom-Editing-Technologie die Erzeugung neuer Mausstämme in nur 3-4 Monaten mit dem entsprechenden technischen Know-how ermöglicht haben6,7,8,9 , viel mehr Zeit ist erforderlich, um die Mauskolonie zu verstärken, bevor Experimente durchgeführt werden. Darüber hinaus sind diese Verfahren kostspielig. Beispielsweise listet Jackson Laboratory den aktuellen Preis für Dieerzeugungsdienste für Knock-out-Mäuse auf 16.845 US-Dollar pro Stamm (Stand Dezember 2018) auf. Daher sind Methoden, die wirtschaftlicher und effizienter sind als herkömmliche murintransgene Ansätze, vorteilhafter.

Die clusterierte, regelmäßig interspacete kurze palindromische Wiederholungen/CRISPR-assoziierte Protein-9-Technologie (CRISPR/Cas9) hat zur Entwicklung neuer Werkzeuge für eine schnelle und effiziente RNA-basierte, sequenzspezifische Genombearbeitung geführt. Ursprünglich als bakterieller adaptiver Immunmechanismus zur Zerstörung der eindringenden Pathogen-DNA entdeckt, wurde das CRISPR/Cas9-System als Werkzeug zur Steigerung der Wirksamkeit der Genombearbeitung in eukaryotischen Zellen und Tiermodellen eingesetzt. Eine Reihe von Ansätzen wurden verwendet, um CRISPR/Cas9-Maschinen in hämatopoetische Stammzellen zu übertragen (d. h. Elektroporation, Nukleofektion, Lipofektion, virale Abgabe und andere).

Hier wird ein Lentivirus-System eingesetzt, um Zellen zu transduzieren, da es in der Lage ist, Cas9-exezierende murine hämatopoetische Stammzellen effektiv zu infizieren und das Führungs-RNA-Expressionskonstrukt, Promotoren, regulatorische Sequenzen und Gene, die kodieren, zusammenzupacken. fluoreszierende Reporterproteine (z. B. GFP, RFP). Mit dieser Methode wurde eine Ex-vivo-Genbearbeitung von hämatopoetischen Stammzellen der Maus erreicht, gefolgt von einer erfolgreichen Rekonstitution des Knochenmarks bei tödlich bestrahlten Mäusen10. Der für diese Studie verwendete Lentivirus-Vektor drückt die Cas9- und GFP-Reportergene aus dem gemeinsamen Kern-EF1a-Promotor mit einer internen ribosomalen Einstiegsstelle vor dem Reportergen aus. Die Rna-Führungssequenz wird von einem separaten U6-Promotor exprimiert. Dieses System wird dann verwendet, um Insertions- und Deletionsmutationen in den Kandidaten-Klonhämatopoese-Treibergen Tet2 und Dnmt3a10zu erzeugen. Die Transduktionseffizienz bei dieser Methode ist jedoch relativ gering (ca. 5%-10%) aufgrund der großen Größe des Vektoreinsatzes (13 Kbp), die die Transduktionseffizienz und die Virentiter während der Produktion reduziert.

In anderen Studien wurde gezeigt, dass eine größere virale RNA-Größe sowohl die Virusproduktion als auch die Transduktionseffizienz negativ beeinflusst. Beispielsweise wird eine Erhöhung der Insert-Größe um 1 kb gemeldet, um die Virusproduktion um 50 % zu verringern, und die Transduktionseffizienz wird bei hämatopoetischen Stammzellen der Maus auf mehr als 50 % sinken11. Daher ist es vorteilhaft, die Größe des viralen Einsatzes so weit wie möglich zu reduzieren, um die Effizienz des Systems zu verbessern.

Dieses Manko kann durch den Einsatz von Transgenmäusen von Cas9 überwunden werden, bei denen das Cas9-Protein entweder konstitutiv oder induzierbar exprimiert wird12. Die konstitutiven CRISPR/Cas9-Knock-in-Mäuse drücken Cas9 Endonuklease und EGFP aus dem CAG-Promotor am Rosa26-Ort auf allgegenwärtige Weise aus. So kann ein Konstrukt mit sgRNA unter der Kontrolle des U6-Promoters und des RFP-Reportergens unter der Kontrolle des EF1a-Kernpromotors mit dem Lentivirus-Vektor geliefert werden, um eine Genombearbeitung zu erreichen. Mit diesem System wurden die Gene hämatopoetischer Stammzellen erfolgreich bearbeitet, was eine Transduktionseffizienz von 90 % zeigt. Somit bietet dieses Protokoll eine schnelle und effektive Methode, um Mäuse zu erstellen, bei denen gezielte Genmutationen in das hämatopoetische System eingeführt werden. Während unser Labor diese Art von Technologie hauptsächlich verwendet, um die Rolle der klonalen Hämatopoese in Herz-Kreislauf-Erkrankungen13,14,15zu untersuchen, ist es auch auf Studien hämatologischer bösartig16. Darüber hinaus kann dieses Protokoll auf die Analyse erweitert werden, wie DNA-Mutationen in HSPC andere Krankheits- oder Entwicklungsprozesse im hämatopoetischen System beeinflussen.

Um ein robustes Lentivirus-Vektorsystem zu etablieren, sind hohe Tikern-Virenbestände und optimierte Bedingungen für die Transduktion und Transplantation hämatopoetischer Zellen erforderlich. Im Protokoll werden Anweisungen zur Herstellung eines Hochtiter-Virusbestands in Abschnitt 1, zur Optimierung der Kulturbedingungen von murinen hämatopoetischen Stammzellen in Abschnitt 2, Methoden zur Knochenmarktransplantation in Abschnitt 3 und zur Bewertung der Engraftment in Abschnitt 4.

Protocol

Alle Verfahren, die tierische Themen betreffen, wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Virginia genehmigt. 1. Erzeugung und Reinigung von Lentiviruspartikeln HINWEIS: Lentivirus-Partikel, die die optimierte Guide-RNA enthalten, können durch die detaillierten Protokolle von Addgene erzeugt werden: . Optimierte Methoden für High-Titer Lentivirus V…

Representative Results

Mit dem oben beschriebenen Protokoll wurden ca. 0,8-1,0 x 108 Knochenmarkzellen pro Maus erhalten. Die Anzahl der Linien-negativen Zellen, die wir erhalten, beträgt ungefähr 3 x 106 Zellen pro Maus. Typischerweise beträgt die Ausbeute von Knochenmark-Linien-negativen Zellen 4%-5% der Gesamtknochenmark-Kernzellen. Der Chimäre der transduzierten Zellen (RFP-positiv) wird durch die Durchflusszytometrie des…

Discussion

Der Vorteil dieses Protokolls ist die Schaffung von Tiermodellen, die spezifische Mutationen in hämatopoetischen Zellen in einer schnellen und äußerst kostengünstigen Weise im Vergleich zu herkömmlichen transgenen Ansätzen der Maus beherbergen. Es wurde festgestellt, dass diese Methode die Erzeugung von Mäusen mit hämatopoetischen Zellgenmanipulationen innerhalb eines Monats ermöglicht. Es gibt mehrere wichtige Schritte in diesem Protokoll, die einer weiteren Prüfung bedürfen.

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Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

S. S. wurde von einem Postdoktorandenstipendium der American Heart Association 17POST33670076 unterstützt. K. W. wurde durch die NIH-Zuschüsse R01 HL138014, R01 HL141256 und R01 HL139819 unterstützt.

Materials

1/2 cc LO-DOSE INSULIN SYRINGE EXELINT 26028 general supply
293T cells ATCC CRL-3216– Cell line
APC-anti-mouse Ly6C (Clone AL-21) BD Biosciences 560599 Antibodies
APC-Cy7-anti-mouse CD45R (RA3-6B2) BD Biosciences 552094 Antibodies
BD Luer-Lok disposable syringes, 10 ml BD 309604 general supply
BD Microtainer blood collection tubes, K2EDTA added BD Bioscience 365974 general supply
BD Precisionglide needle, 18 G BD 305195 general supply
BD Precisionglide needle, 22 G  BD 305155 general supply
BV510-anti-mouse CD8a (Clone 53-6.7) Biolegend 100752 Antibodies
BV711-anti-mouse CD3e (Clone 145-2C11) Biolegend 100349 Antibodies
Collagen from calf skin Sigma-Aldrich 9007-34-5 general supply
Corning Costar Ultra-Low Attachment Multiple Well Plate, 6 well  Millipore Sigma CLS3471 general supply
CRISPR/Cas9 knock-in mice The Jackson Laboratory 028555 mouse
DietGel 76A Clear H2O 70-01-5022 general supply
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) – high glucose Sigma Aldrich D6429 Medium
eBioscience 1X RBC Lysis Buffer Thermo fisher Scientific 00-4333-57 Solution
Falcon 100 mm TC-Treated Cell Culture Dish Life Sciences 353003 general supply
Falcon 5 mL round bottom polystyrene test tube Life Sciences 352054 general supply
Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes Fisher Scientific 352098 general supply
Falcon 6 Well Clear Flat Bottom TC-Treated Multiwell Cell Culture Plate  Life Science 353046 general supply
Fisherbrand microhematocrit capillary tubes Thermo Fisher Scientific 22-362566 general supply
Fisherbrand sterile cell strainers, 70 μm Fisher Scientific 22363548 general supply
FITC-anti-mouse CD4 (Clone RM4-5) Invitrogen 11-0042-85 Antibodies
Fixation Buffer BD Bioscience 554655 Solution
Guide-it Compete sgRNA Screening Systems Clontech 632636 Kit
Isothesia (Isoflurane) solution Henry Schein 29404 Solution
Lenti-X qRT-PCR Titration Kit  Takara 631235 Kit
Lineage Cell Depletion Kit, mouse Miltenyi Biotec 130-090-858 Kit
Millex-HV Syringe Filter Unit, 0.45 mm Millipore Sigma SLHV004SL general supply
PBS pH7.4 (1X) Gibco 10010023 Solution
PE-Cy7-anti-mouse CD115 (Clone AFS98) eBioscience 25-1152-82 Antibodies
PEI MAX Polysciences 24765-1 Solution
Penicillin-Streptomycin Mixture Lonza 17-602F Solution
PerCP-Cy5.5-anti-mouse Ly6G (Clone 1A8) BD Biosciences 560602 Antibodies
pLKO5.sgRNA.EFS.tRFP  Addgene 57823 Plasmid
pMG2D Addgene 12259 Plasmid
Polybrene Infection/Transfection Reagent Sigma Aldrich TR-1003-G Solution
Polypropylene Centrifuge Tubes BECKMAN COULTER 326823 general supply
psPAX2  Addgene 12260 Plasmid
RadDisk – Rodent Irradiator Disk Braintree Scientific IRD-P M general supply
Recombinant Murine SCF Peprotech 250-03 Solution
Recombinant Murine TPO  Peprotech  315-14 Solution
StemSpan SFEM STEMCELL Technologies 09600 Solution
TOPO TA cloning kit for sequencing with One Shot TOP10 Chemically Competent E.coli Thermo fisher Scientific K457501 Kit
Zombie Aqua Fixable Viability Kit BioLegend 423102 Solution 

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Citer Cet Article
Sano, S., Wang, Y., Evans, M. A., Yura, Y., Sano, M., Ogawa, H., Horitani, K., Doviak, H., Walsh, K. Lentiviral CRISPR/Cas9-Mediated Genome Editing for the Study of Hematopoietic Cells in Disease Models. J. Vis. Exp. (152), e59977, doi:10.3791/59977 (2019).

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