Summary

면역 표지된 신장 조직의 광학 클리어링 및 화상 진찰

Published: July 22, 2019
doi:

Summary

항체 라벨링, 광학 클리어링 및 고급 광 현미경의 조합은 완전한 구조 또는 장기의 3차원 분석을 가능하게 합니다. 여기에 설명된 간단한 방법은 두꺼운 신장 슬라이스의 면역 라벨링, 에틸 시나메이트와 광학 클리어링, 3차원 신장 구조의 시각화 및 정량화를 가능하게 하는 공초점 이미징을 결합하는 간단한 방법입니다.

Abstract

광학 클리어링 기술은 후속 3차원(3차원) 이미징을 위해 샘플 전체에 걸쳐 굴절률을 평형화하여 조직을 투명하게 만듭니다. 그(것)들은 거시적인 거리를 통해 확장하는 현미경 다세포 구조물을 분석하는 잠재력을 위한 모든 연구 지역에 있는 큰 관심을 받았습니다. 신장 tubules, 혈관, 신경 및 사구체가 많은 방향으로 확장한다는 것을 감안할 때, 지금까지 전통적인 2 차원 기술에 의해 부분적으로 포착된, 조직 정리는 또한 신장 연구의 많은 새로운 지역을 열었습니다. 광학 클리어링 방법의 목록은 빠르게 성장하고 있지만,이 분야의 초보자가 주어진 연구 질문에 가장 적합한 방법을 선택하는 것은 여전히 어렵습니다. 여기에 제공된 두꺼운 마우스 신장 슬라이스의 항체 라벨링을 결합하는 간단한 방법이 있다; 저렴하고 무독성이며 즉시 사용할 수있는 화학 물질 인 에틸 시나 메이트 (ethyl cinnamate)가있는 광학 클리어링; 및 공초점 이미징. 이 프로토콜은 신장을 침투시키고 항원 회수 단계를 사용하여 항체-결합을 증가시키는 방법을 전문 장비를 필요로 하지 않고 설명한다. 그것의 응용은 신장 내의 다른 다세포 구조물을 화상 진찰에서 제출되고, 조직에 나쁜 항체 침투를 해결하는 방법은 해결됩니다. 우리는 또한 내인성 형광을 화상 진찰의 잠재적인 어려움및 아주 큰 견본을 취득하고 그(것)들을 극복하는 방법 토론합니다. 이 간단한 프로토콜은 3차원으로 조직을 연구할 수 있는 설치가 간편하고 포괄적인 도구를 제공합니다.

Introduction

전체 기관 또는 큰 다세포 구조를 공부에 대한 관심이 증가함에 따라 투명 조직의 이미징을 3차원으로 포함하는 광학 클리어링 방법의 개발이 이해지고 있습니다. 최근까지, 전체 구조의 세포 수, 길이 또는 부피를 추정하는 가장 좋은 방법은 2 차원 1에서 후속 분석을위한 조직의 전신샘플링을 기반으로 하는 입체학 또는 철저한 직렬 단면입니다. 2개 , 3. 그러나 이러한 방법은 시간이 많이 걸리며 높은 수준의 교육 및 전문 지식이 필요합니다4. 광학 클리어링 방법은3D 이미징5,6,7에대한 조직을 반투명하게 만들기 위해 샘플 전체에 걸쳐 굴절률을 평형화함으로써 이러한 문제를 극복한다.

용매 기반 및 수성 기반 방법의 두 가지 주요 범주로 속하는 몇 가지 광학 청산 방법이 개발되었습니다. 수성 기반 방법은 더 간단한 침수 8,9,과수10,11,및 하이드로겔 포함12,13으로나눌 수 있다. 용매 기반 방법은 조직을 탈수시키고, 지질을 제거하고, 굴절률을 약 1.55값으로 정상화한다. 대부분의 용매 기반 방법의 한계는 GFP, 용매 독성, 일부 이미징 챔버 또는 객관적렌즈에 사용되는 접착제를 용해하는 능력, 그리고 동안 조직의 수축과 같은 일반적으로 사용되는 리포터 단백질의 내인성 형광의 담금질입니다. 탈수14,15,16,17,18,19,20,21. 그러나, 용매 기반 방법은 간단하고 시간 효율적이며 다양한 조직 유형에서 작동할 수 있다.

수성 기반 방법은 1.38-1.528,11,12,22,23,24 범위의 굴절 지수가있는 수성 용액에 조직의 침지에 의존합니다. . 이러한 방법은 내인성 형광 리포터 단백질 방출을 보존하고 탈수 유발 수축을 방지하기 위해 개발되었지만, 대부분의 수성 계 청산 방법의 한계는 프로토콜의 더 긴 지속 기간, 조직 확장, 및 단백질 변형 (즉, ScaleA2와 같은 과수성 프로토콜에서 요소로 단백질의 부분 변성) 7,11,23,25. ScaleS는 요소-유도 조직 확장을 탈수시킴으로써 균형을 이룬 소르비톨과 우레아를 결합하여 조직 확장을 해결하고, 전자 현미경 검사법10에의해 평가된 바와 같이 조직 초구조를 보존하였다. 조직 수축 또는 확장은 구조물의 절대 크기, 물체 사이의 거리 또는 부피당 세포 밀도에 영향을 미칩니다. 따라서, 조직의 정리 시 크기 변화의 측정은 얻어진결과 7,26을해석하는 데 도움이 될 수 있다.

일반적으로 광학 클리어링을 위한 프로토콜은 전처리, 투과, 면역 라벨링(필요한 경우), 굴절률 매칭 및 고급 광 현미경(예: 2광자, 공초점 또는 광시트 형광 현미경 검사법). 대부분의 클리어링 접근법은 신경 조직을 시각화하기 위해 개발되었으며, 새로운 연구는 다른장기에서 의 응용 프로그램을 검증했습니다 5. 이 포괄적인 도구는 사구체27,28,면역 침투28, 혈관 구조28,및 수관 분절을 포함하여 신장 구조의 안정적이고 효율적인 분석을 허용하는 것으로 이전에 입증되었습니다. 29,그것은 건강과 질병에 사구 기능 및 tubule 리모델링의 이해를 더 나은 이상적인 접근이다.

여기서 요약하면 신장 관의 면역 염색을 결합하는 용매 기반 방법이다. 저렴하고 무독성이며 즉시 사용이 간 화학 물질인 에틸 시나메이트(ECi)가 있는 광학 클리어링; 완전한 수화 시각화 및 정량화를 허용하는 공초점 현미경 이미징. 이 방법은 간단하고, 신장 슬라이스의 항원 회수와 상업용 항체의 얼룩을 결합하며, 대부분의 실험실에서 접근 할 수있는 특수 장비를 필요로하지 않습니다.

Protocol

참고: 여기에 설명된 모든 실험 절차는 미국 오리건 주 포틀랜드 보건 과학 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)와 독일 아헨의 관련 지방 당국에 의해 승인되었습니다. 1. 마우스 신장의 역행 복부 대동맥 관류 및 고정 전날 또는 저녁에 솔루션을 준비하고 밤새 냉장고에 보관하십시오. 사용하기 전에 실온(RT)에 따뜻한 용액을 사용하십시오. <li…

Representative Results

신장은 43개의 다른 세포 모형31로이루어져 있는 복잡한 기관입니다. 이 세포의 대부분은 사구체및 tubules와 같은 큰 다세포 구조물을 형성하고, 그들의 기능은 서로 상호 작용에 높게 의존합니다. 고전적 2-D 조직학 기법은 부분적으로 이러한 큰 구조물을 포착하고 그대로구조(31)내에서 초점 변화를 놓칠 수 있다. 따라서 광학 클리어링 기술을 사용한 3D 분석은 ?…

Discussion

광학 클리어링 기술은 다양한 장기에서 미세 해부학의 3차원 시각화 및 정량화에 대해 폭넓은 관심을 받고 있습니다. 여기서, 용매계 클리어링 방법(ECi)을 신장 슬라이스에서 전체 튜블의 3차원 이미징을 위한 면역 라벨링과 결합하였다. 이 방법은 간단하고 저렴하며 빠를 수 있습니다. 그러나 다른 연구 질문은 다른 클리어링 프로토콜5로 가장 잘 대답 할 수 있습니다. 또한 용매…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

T. S.는 DFG 독일 연구 재단 (332853055), 엘스 크뢰너 – 프레세니우스 – 스티퉁 (2015_A197), RWTH 아헨의 의료 학부 (RWTH 반환 자 프로그램)의 보조금에 의해 지원됩니다. V. G. P. 도이치 Gesellschaft 모피 Nephrologie, 알렉산더 폰 훔볼트 재단, 그리고 호주의 국립 건강 및 의료 연구 위원회에서 연구 펠로우십에 의해 지원됩니다. D. H. E는 레덕크 폰디에 의해 지원됩니다. R. K.는 DFG (KR-4073/3-1, SCHN1188/5-1, SFB/TRR57, SFB/TRR219), 노스리뉴스트팔리아 주(MIWF-NRW) 및 RWTH 아헨 대학교의 임상 연구를 위한 학제간 센터(O3-11)의 보조금으로 지원됩니다.

Materials

0.22 µm filter Fisher Scientific 09-761-112
15 mL conical tube Fisher Scientific 339650
21 gauge butterfly needle Braun Venofix
3-way stopcock Fisher Scientific K420163-4503
3D analyis software Bitplane AG IMARIS
3D analyis software Cellprofiler free open-source software
5-0 silk suture Fine Science Tools 18020-50
50 ml plastic syringes Fisher Scientific 14-817-57
Anti-BrdU monoclonal antibody Roche 11296736001
Antibody diluent Dako S0809
CD31-647 BioLegend 102516
Citrate-based antigen retrieval solution Vector Laboratories H-3300
curved hemostat Fisher Scientific 13-812-14
Dako Wash Buffer Agilent S3006
dissecting microscope Motic DSK-500
Embedding cassettes Carl Roth E478.1
Ethanol Merck 100983
Ethyl cinnamate Sigma-Aldrich 112372
Flexible film/Parafilm M Sigma-Aldrich P7793
Goat anti-AQP2 Santa Cruz Biotechnology sc-9882
Guinea pig anti-NKCC2 N/A N/A DOI: 10.1681/ASN.2012040404
HCl Carl Roth P074.1
Heparin Sagent Pharmaceuticals 401-02
hemostat Agnthos 312-471-140
horizontal rocker Labnet S2035-E
Imaging dish Ibidi 81218
Ketamine MWI Animal Health 501090
Micro serrefine Fine Science Tools 18052-03
NaOH Fisher Scientific S318-500
Operating scissors Merit 97-272
Paraformaldehyde Thermo Fischer Scientific O4042-500
Rabbit anti-phoshoThr53-NCC PhosphoSolutions p1311-53
Silicone elastomer World Precision Instruments Kwik-Sil KWIK-SIL
Sodium azide Sigma-Aldrich S2002
Tissue slicer Zivic Instruments HSRA001-1
Triton X-100 Acros Organics AC215682500
Vannas scissors Fine Science Tools 15000-00
Vibratome Lancer Series 1000
Xylazine MWI Animal Health AnaSed Inj SA (Xylazine)

References

  1. Oh, S. W., et al. A mesoscale connectome of the mouse brain. Nature. 508 (7495), 207-214 (2014).
  2. Zhai, X. Y., et al. 3-D reconstruction of the mouse nephron. Journal of the American Society of Nephrology. 17 (1), 77-88 (2006).
  3. Nyengaard, J. R. Stereologic methods and their application in kidney research. Journal of the American Society of Nephrology. 10 (5), 1100-1123 (1999).
  4. Puelles, V. G., Bertram, J. F., Moeller, M. J. Quantifying podocyte depletion: theoretical and practical considerations. Cell and Tissue Research. 369 (1), 229-236 (2017).
  5. Puelles, V. G., Moeller, M. J., Bertram, J. F. We can see clearly now: optical clearing and kidney morphometrics. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 26 (3), 179-186 (2017).
  6. Ariel, P. A beginner’s guide to tissue clearing. International Journal of Biochemistry and Cell Biology. 84, 35-39 (2017).
  7. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  8. Ke, M. T., Fujimoto, S., Imai, T. SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction. Nature Neuroscience. 16 (8), 1154-1161 (2013).
  9. Kuwajima, T., et al. ClearT: a detergent- and solvent-free clearing method for neuronal and non-neuronal tissue. Development. 140 (6), 1364-1368 (2013).
  10. Hama, H., et al. ScaleS: an optical clearing palette for biological imaging. Nature Neuroscience. 18 (10), 1518-1529 (2015).
  11. Susaki, E. A., et al. Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis. Cell. 157 (3), 726-739 (2014).
  12. Chung, K., et al. Structural and molecular interrogation of intact biological systems. Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).
  13. Lee, E., Sun, W. ACT-PRESTO: Biological Tissue Clearing and Immunolabeling Methods for Volume Imaging. Journal of Visualized Experiments. (118), (2016).
  14. Klingberg, A., et al. Fully Automated Evaluation of Total Glomerular Number and Capillary Tuft Size in Nephritic Kidneys Using Lightsheet Microscopy. Journal of the American Society of Nephrology. 28 (2), 452-459 (2017).
  15. Dodt, H. U., et al. Ultramicroscopy: 3-D visualization of neuronal networks in the whole mouse brain. Nature Methods. 4 (4), 331-336 (2007).
  16. Erturk, A., et al. 3-D imaging of solvent-cleared organs using 3-DISCO. Nature Protocols. 7 (11), 1983-1995 (2012).
  17. Becker, K., Jahrling, N., Saghafi, S., Weiler, R., Dodt, H. U. Chemical clearing and dehydration of GFP expressing mouse brains. PloS One. 7 (3), e33916 (2012).
  18. Renier, N., et al. iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging. Cell. 159 (4), 896-910 (2014).
  19. Pan, C., et al. Shrinkage-mediated imaging of entire organs and organisms using uDISCO. Nature Methods. 13 (10), 859-867 (2016).
  20. Schwarz, M. K., et al. Fluorescent-protein stabilization and high-resolution imaging of cleared, intact mouse brains. PLoS ONE. 10 (5), e0124650 (2015).
  21. Jing, D., et al. Tissue clearing of both hard and soft tissue organs with the PEGASOS method. Cell Research. 28 (8), 803-818 (2018).
  22. Staudt, T., Lang, M. C., Medda, R., Engelhardt, J., Hell, S. W. 2,2′-thiodiethanol: a new water soluble mounting medium for high resolution optical microscopy. Microscopy Research and Technique. 70 (1), 1-9 (2007).
  23. Hama, H., et al. Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain. Nature Neuroscience. 14 (11), 1481-1488 (2011).
  24. Yang, B., et al. Single-cell phenotyping within transparent intact tissue through whole-body clearing. Cell. 158 (4), 945-958 (2014).
  25. Hua, L., Zhou, R., Thirumalai, D., Berne, B. J. Urea denaturation by stronger dispersion interactions with proteins than water implies a 2-stage unfolding. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (44), 16928-16933 (2008).
  26. Wan, P., et al. Evaluation of seven optical clearing methods in mouse brain. Neurophotonics. 5 (3), 035007 (2018).
  27. Puelles, V. G., et al. Validation of a 3-D Method for Counting and Sizing Podocytes in Whole Glomeruli. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (10), 3093-3104 (2016).
  28. Puelles, V. G. Novel 3-D analysis using optical tissue clearing documents the evolution of murine rapidly progressive glomerulonephritis. Kidney International (in press). , (2019).
  29. Saritas, T., et al. Optical Clearing in the Kidney Reveals Potassium-Mediated Tubule Remodeling. Cell Reports. 25 (10), 2668-2675 (2018).
  30. Masselink, W., et al. Broad applicability of a streamlined ethyl cinnamate-based clearing procedure. Development. 146 (3), (2019).
  31. Clark, J. Z., et al. Representation and relative abundance of cell-type selective markers in whole-kidney RNA-Seq data. Kidney International. 95 (4), 787-796 (2019).
  32. Qi, Y., et al. FDISCO: Advanced solvent-based clearing method for imaging whole organs. Science Advances. 5 (1), eaau8355 (2019).
  33. Sylwestrak, E. L., Rajasethupathy, P., Wright, M. A., Jaffe, A., Deisseroth, K. Multiplexed Intact-Tissue Transcriptional Analysis at Cellular Resolution. Cell. 164 (4), 792-804 (2016).
  34. Shah, S., et al. Single-molecule RNA detection at depth by hybridization chain reaction and tissue hydrogel embedding and clearing. Development. 143 (15), 2862-2867 (2016).
  35. Gleave, J. A., Lerch, J. P., Henkelman, R. M., Nieman, B. J. A method for 3-D immunostaining and optical imaging of the mouse brain demonstrated in neural progenitor cells. PLoS ONE. 8 (8), e72039 (2013).
  36. Saritas, T., et al. Disruption of CUL3-mediated ubiquitination causes proximal tubule injury and kidney fibrosis. Scientific Reports. 9 (1), 4596 (2019).
  37. Hall, A. M., Crawford, C., Unwin, R. J., Duchen, M. R., Peppiatt-Wildman, C. M. Multiphoton imaging of the functioning kidney. Journal of the American Society of Nephrology. 22 (7), 1297-1304 (2011).
  38. Holliger, P., Hudson, P. J. Engineered antibody fragments and the rise of single domains. Nature Biotechnology. 23 (9), 1126-1136 (2005).
  39. Bunka, D. H., Stockley, P. G. Aptamers come of age – at last. Nature Reviews: Microbiology. 4 (8), 588-596 (2006).
  40. Kim, S. Y., et al. Stochastic electrotransport selectively enhances the transport of highly electromobile molecules. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (46), E6274-E6283 (2015).
  41. Liu, A. K. L., Lai, H. M., Chang, R. C., Gentleman, S. M. Free of acrylamide sodium dodecyl sulphate (SDS)-based tissue clearing (FASTClear): a novel protocol of tissue clearing for 3-D visualization of human brain tissues. Neuropathology and Applied Neurobiology. 43 (4), 346-351 (2017).
  42. Xu, N., et al. Fast free-of-acrylamide clearing tissue (FACT)-an optimized new protocol for rapid, high-resolution imaging of 3-D brain tissue. Scientific Reports. 7 (1), 9895 (2017).
  43. Tainaka, K., et al. Whole-body imaging with single-cell resolution by tissue decolorization. Cell. 159 (4), 911-924 (2014).
  44. Matryba, P., Bozycki, L., Pawlowska, M., Kaczmarek, L., Stefaniuk, M. Optimized perfusion-based CUBIC protocol for the efficient whole-body clearing and imaging of rat organs. Journal of Biophotonics. 11 (5), e201700248 (2018).
check_url/fr/60002?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Saritas, T., Puelles, V. G., Su, X., Ellison, D. H., Kramann, R. Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue. J. Vis. Exp. (149), e60002, doi:10.3791/60002 (2019).

View Video