JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochimie

وصف مجاميع البروتين الفردية عن طريق الفحص النانوي بالأشعة تحت الحمراء والفحص المجهري للقوة الذرية

Published: September 12, 2019
doi:
10.3791/60108
, , , ,
1Centre for Misfolding Diseases, Department of Chemistry,University of Cambridge, 2Institute of Biotechnology, Life Sciences Center,Vilnius University, 3Cavendish Laboratory, Department of Physics,University of Cambridge

Summary

نحن نصف تطبيق الفحص النانوي بالأشعة تحت الحمراء والفحص المجهري للقوة الذرية عالية الدقة لتصور عملية التجميع الذاتي للبروتين في مجاميع oligomeric وfibrils الأميلويد، والتي ترتبط ارتباطا وثيقا مع بداية والتنمية من مجموعة واسعة من الاضطرابات العصبية البشرية.

Abstract

ظاهرة عدم طي البروتين والتجميع يؤدي إلى تشكيل المجاميع البروتين غير متجانسة للغاية، والتي ترتبط مع الظروف العصبية مثل مرض الزهايمر ومرض باركنسون. وعلى وجه الخصوص، تبين أن المجاميع ذات الوزن الجزيئي المنخفض، وهي قلة الأميلويد، تمتلك خصائص سمية سماوية عامة، وهي متورطة كسموم عصبية في العديد من أشكال الخرف. نحن نوضح استخدام الأساليب القائمة على الفحص المجهري للقوة الذرية (AFM) لمعالجة المهمة الصعبة المتمثلة في توصيف الخصائص المورفولوجية والهيكلية والكيميائية لهذه المجاميع، والتي يصعب دراستها باستخدام الهيكلية التقليدية الأساليب أو الأساليب البيوفيزيائية السائبة بسبب عدم تجانسها وطبيعتها العابرة. وتقترب التنظير المجهري للمسبار المسحي قادرة الآن على التحقيق في مورفولوجيا المجاميع النشوانية ذات الاستبانة دون النانومترية. نبين هنا أن الأشعة تحت الحمراء (IR) nanospectroscopy (AFM-IR)، الذي يستغل في وقت واحد دقة عالية من AFM وقوة التعرف على المواد الكيميائية من مطياف الأشعة تحت الحمراء، يمكن أن تذهب أبعد من ذلك وتمكين توصيف الخصائص الهيكلية للفرد المجاميع البروتين، وبالتالي تقديم رؤى في آليات التجميع. وبما أن النهج الذي نصفه يمكن تطبيقه أيضا على التحقيقات في تفاعلات تجمعات البروتين مع الجزيئات الصغيرة والأجسام المضادة، فإنه يمكن تقديم معلومات أساسية لتطوير مركبات علاجية جديدة لتشخيص أو علاج الاضطرابات العصبية.

Introduction

أكثر من 40 مليون شخص في جميع أنحاء العالم يتأثرون حاليا بالاضطرابات العصبية، مثل مرض الزهايمر (AD)1 ومرض باركنسون (PD)2 الأمراض. وبشكل أعم، يرتبط أكثر من خمسين علم أمراض على المستوى الجزيئي مع سوء طي البروتين والتجميع، وهي عملية تؤدي إلى انتشار مجاميع بروتين الفيبريلار غير القابلة للذوبان، والمعروفة باسم رواسب الأميلويد3، 4.الأصول الجزيئية للتنكس العصبي وصلاتها مع التغيرات المطابقة البروتينية للبروتينات مما يؤدي إلى تشكيل الأميلويد، ومع ذلك، لا تزال غير واضحة، ويرجع ذلك إلى حد كبير إلى مستوى عال من التغاير، والطبيعة العابرة ونانوscale أبعاد المجاميع المرضية4،5.

وقد استندت التحقيقات الناجحة للغاية من هياكل البروتين في العقود القليلة الماضية على نطاق واسع على استخدام أساليب السائبة، بما في ذلك الأشعة السينية البلورات، والفحص المجهري الإلكترون بالتبريد ومطياف الرنين المغناطيسي النووي5، 6 , 7 , 8 , 9. ضمن هذه الفئة من التقنيات، ظهرت الأشعة تحت الحمراء (IR) مطياف كأداة تحليلية حساسة لكشف الخصائص الكيميائية للنظم البيولوجية مثل البروتينات8. تسمح أساليب الأشعة تحت الحمراء بالقياس الكمي للتغيرات الهيكلية الثانوية والرباعية للبروتين أثناء طيها وتجميعها. وبالإضافة إلى ذلك، من أجل المزيد من فك على المستوى المجهري التفاصيل الميكانيكية التي تنطوي عليها المناظر الطبيعية المعقدة للطاقة الحرة من البروتين أثناء تجميعها، كان تقدما كبيرا في تطوير أدوات الحركية الكيميائية لتمتد إلى معقدة مسارات التجميع الذاتي بما في ذلك تشكيل الفيبريلات الأميلويد5،6،7،10،11،12. ومع ذلك، فإن الأساليب الطيفية السائبة لا توفر سوى معلومات متوسطة عن مجموعة غير متجانسة من الأنواع الموجودة في الحل أو المشاركة في خطوات مجهرية محددة، مما يجعل التحقيق في الخصائص البيوفيزيائية للفرد الأنواع المجمعة التي تتحدى على مستوى النانو13،14.

وقد ظهرت في العقود الأخيرة عدة تقنيات للتنظير المجهري مع القدرة على العمل على مقاييس أصغر من حد الانعراج للضوء. وتشمل هذه الفئة من الأساليب الفحص المجهري الإلكتروني (EM) والفحص المجهري للقوة الذرية (AFM). في حين أن المسح المجهري الإلكتروني (SEM) والفحص المجهري الإلكتروني للإرسال (TEM) يوفران صورًا ثنائية الأبعاد (ثنائية الأبعاد) للعينة، فقد ظهر AFM في العقود الأخيرة كتقنية قوية ومتعددة الاستخدامات لدراسة المورفولوجيا ثلاثية الأبعاد (ثلاثية الأبعاد)، كما فضلا عن الخصائص النانوية الميكانيكا للعينة مع قرار دون نانومتر13،14،15،16،17،18،19، 20 , 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27.الأساس المنطقي وراء دراسة تجميع البروتين عن طريق AFM هو أن هذا النهج يتيح التحقيق في مورفولوجيا الأنواع الفردية الموجودة في الحل13،14،16، 17,19,20,21,25,27,28,29,30, 31،32،33،34،35،36،37. على وجه الخصوص، من خلال رصد العينة كدالة للوقت، يسمح AFM بالتحقيق في تطور مورفولوجيا الأنواع داخل العينة، مما يجعل من الممكن متابعة وتصور مسارات تشكيل الأميلويد23، 25،38،39،40،41،42. وعلاوة على ذلك، يتيح AFM التحديد الكمي للمعلمات الهيكلية مثل ارتفاعات وأطوال الأنواع الفردية الموجودة في الحل13و19و30و31 ،32،33،34،35،36،37،40،43، 44 , 45 , 46 , 47 , 48– غير أن دراسة خاصية فيزيائية حيوية واحدة، مثل علم المورفولوجيا، كثيرا ما لا تكون كافية عند دراسة النظم البيولوجية غير المتجانسة والمعقدة. طرق التصوير AFM أو SEM أو TEM وحدها لا تكشف بسهولة عن الخصائص الكيميائية للأنواع غير المتجانسة من المجاميع الأميلويد على مقياس النانو.

وقد أحرز تقدم كبير لتحليل العينات البيولوجية غير المتجانسة على هذا النطاق في الآونة الأخيرة مع تطوير وتطبيق في مجال تجميع البروتين من التصوير النانوبي بالأشعة تحت الحمراء (AFM-IR)24،26، 38،42،49،50،51،52. يستغل هذا الأسلوب المبتكر الجمع بين الاستبانة المكانية لـ AFM (حوالي 1-10 نانومتر) مع قوة التحليل الكيميائي للالأشعة تحت الحمراء. وتستند تقنية AFM-IR إلى قياس تأثير الرنين المستحث بالحرارة الضوئية مدفوعاً بليزر الأشعة تحت الحمراء، وإلى قياس التوسع الحراري للعينة قيد التحقيق من طرف AFM. يمكن إضاءة العينة بواسطة ليزر الأشعة تحت الحمراء مباشرة من أعلى أو من أسفل في انعكاس داخلي كامل، وبالمثل كما هو الحال في مطياف الأشعة تحت الحمراء التقليدية24،42،52،53 . يمكن نبض ليزر الأشعة تحت الحمراء بترددات نموذجية بحسب مئات الكيلوهرتز (1-1000 كيلوهرتز) وضبطه على نطاق طيفي واسع، عادة بين 1000-3300 سم-1. على الرغم من أن مصدر الليزر يغطي مساحة تبلغ حوالي 30 درجة مئوية، يتم تحديد الاستبانة المكانية لتقنية AFM-IR اسمياً من خلال قطر طرف AFM، الذي يكشف التوسع الحراري المحلي للنظام. AFM-IR مناسبة تماما لدراسة العينات البيولوجية لأن إشارة الأشعة تحت الحمراء يتناسب مع سمكها تصل إلى 1-1.5 ميكرومتر، وأطياف الأشعة تحت الحمراء الناتجة عموما تتفق مع أطياف الإرسال FTIR المقابلة13،54 ،55. ولهذا السبب، يمكن تطبيق أساليب التحليل المعمول بها في التحليل الطيفي بسهولة، مثل دراسة التحولات الكيميائية، وتغيير شكل النطاق، وفك الإلتواء عن طريق تحليل المشتقات الثانية52. وعموما، فإن الجمع بين الاستبانة المكانية للمركبات المضادة للمواد الكيميائية وقوة التعرف الكيميائي على مطياف الأشعة تحت الحمراء، يتيح AFM-IR الحصول في وقت واحد على مجموعة واسعة من الخصائص المورفولوجية والميكانيكية والكيميائية لعينة على مقياس النانو.

هنا، نقوم بتوضيح بروتوكول لتوصيف عملية تجميع البروتين الذي يستغل مزيج من اختبارات الفلورة في المختبر، والتصوير عالي الدقة AFM والأشعة تحت الحمراء نانوية AFM. وقد برع هذا النهج المشترك بالفعل في تقديم نتائج مفصلة في دراسة الخصائص الكيميائية والهيكلية للقطرات الصغيرة الفردية التي شكلتها المجاميع البروتين، في دراسة فصل مرحلة البروتين السائل السائل، وفي التحقيق في التغايرية والخصائص الفيزيائية الحيوية للأنواع المجمعة الفردية في النانومقياس23،26،38،45،50،53، 56و57.

Protocol

1. تجميع الاختبارات على قارئات لوحة الفلورة ملاحظة: البروتوكول الموضح هنا هو مثال على كيفية دراسة تجميع أي بروتين أو ببتيد بواسطة الحركية الكيميائية. على وجه الخصوص، فإنه يصف بروتوكول الأمثل لدراسة تجميع الببتيد Aβ42، الذي يشارك في بداية وتطور مرض الزهايمر58،</s…

Representative Results

ويبين الشكل 1مسار زمني تمثيلي لتجميع Aβ42، مقيساً بـ “قياس الفلورة” (ThT) . تتميز عملية التجميع عادة بمنحنى السيني، حيث يتم ملاحظة مرحلة التأخر في البداية، ويليها مرحلة نمو حاد، قبل أن يصل المنحنى إلى هضبة عندما يتم الوصول إلى حالة توازنثابتة6،7 <…

Discussion

الخطوة الحاسمة الأولى في هذا البروتوكول هي إعداد البروتينات الأحادية، كما هو الحال في حل Aβ42 الموضح في الخطوتين 1.1 و1.2. من الضروري الشروع في عملية التجميع من حل أحادي النضوس، حيث أن وجود الأنواع القلة أو المجمعة قد يؤدي إلى ضعف إمكانية استنساخ حركية التجميع58،والحث على المصنوع?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

يشكر المؤلفون المؤسسة الوطنية السويسرية للعلوم (SNF) على الدعم المالي (رقم المنحة P2ELP2_162116 و P300P2_171219)، وكلية داروين، برنامج Erasmus+ للدعم المالي (رقم المنحة 2018-1-LT01-KA103-046719-15400-P3) وقد تلقت البحوث التي أدت إلى هذه النتائج تمويلا من مجلس البحوث الأوروبي في إطار البرنامج الإطاري السابع للاتحاد الأوروبي (FP7/2007-2013) من خلال منحة ERC PhysProt (الاتفاق رقم 337969)، ومؤسسة نيومان (T.P.J.K.) ومؤسسة مركز كامبريدج للأمراض القابلة للطي (C.G., M.V., and T.P.J.K.).

Materials

AFM-IR system Anasys Instruments nanoIR 2 or 3 Systems to measure thermal expansion in contact and resonance mode
Corning 96-well Half Area Black/Clear Bottom Polystyrene NBS Microplate Corning 3881
Corning Microplate Aluminium Sealing Tape Corning 6570
Double Sided Adhesive Discs AGAR Scientific AGG3347N
FLUOstar Omega BMG Labtech 415-101 Platereader
Mica Disc 10mm V1 AGAR Scientific AGF7013
Park NX10 AFM system Park Systems N/A Atomic Force Microscope
Platypus Ultra-Flat Gold Chips Platypus Technologies AU.1000.SWTSG
PPP-NCHR-10 cantilevers Park Systems PPP-NCHR-10
Protein LowBind Tubes, 2.0mL Eppendorf 30108132
Silicon gold coated cantilevers Anasys Instruments PR-EX-nIR2
SPM Specimen Discs 12mm AGAR Scientific AGF7001
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Selkoe, D. J., Hardy, J. The amyloid hypothesis of Alzheimer’s disease at 25 years. EMBO Molecular Medicine. 8, 595-608 (2016).
  2. Poewe, W., et al. Parkinson disease. Nature Reviews Disease Primers. 3, 1-21 (2017).
  3. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, functional amyloid, and human disease. Annual Review of Biochemistry. 75, 333-366 (2006).
  4. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, amyloid formation, and human disease: A summary of progress over the last decade. Annual Review of Biochemistry. 86, 27-68 (2017).
  5. Knowles, T. P. J., Vendruscolo, M., Dobson, C. M. The amyloid state and its association with protein misfolding diseases. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15, 384-396 (2014).
  6. Meisl, G., et al. Molecular mechanisms of protein aggregation from global fitting of kinetic models. Nature Protocols. 11, 252-272 (2016).
  7. Knowles, T. P. J., et al. An analytical solution to the kinetics of breakable filament assembly. Science. 326, 1533-1537 (2009).
  8. Barth, A. Infrared spectroscopy of proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767, 1073-1101 (2007).
  9. Fitzpatrick, A. W. P., et al. Atomic structure and hierarchical assembly of a cross- amyloid fibril. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 5468-5473 (2013).
  10. Cohen, S. I. A., et al. Proliferation of amyloid-β42 aggregates occurs through a secondary nucleation mechanism. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 9758-9763 (2013).
  11. Michaels, T. C. T., Lazell, H. W., Arosio, P., Knowles, T. P. J. Dynamics of protein aggregation and oligomer formation governed by secondary nucleation. Journal of Chemical Physics. 143, (2015).
  12. Šarić, A., Michaels, T. C. T., Zaccone, A., Knowles, T. P. J., Frenkel, D. Kinetics of spontaneous filament nucleation via oligomers: Insights from theory and simulation. The Journal of Chemical Physics. 145, 211926 (2016).
  13. Ruggeri, F. S., Habchi, J., Cerreta, A., Dietler, G. AFM-based single molecule techniques: Unraveling the amyloid pathogenic species. Current Pharmaceutical Design. 22, 3950-3970 (2016).
  14. Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Atomic force microscopy for single molecule characterisation of protein aggregation. Archives of Biochemistry and Biophysics. 664, 134-138 (2019).
  15. Iljina, M., et al. Nanobodies raised against monomeric α-synuclein inhibit fibril formation and destabilize toxic oligomeric species. BMC Biology. 15, 1-14 (2017).
  16. Schilling, C., et al. Sequence-Optimized Peptide Nanofibers as Growth Stimulators for Regeneration of Peripheral Neurons. Advanced Functional Materials. 1809112, 1-15 (2019).
  17. Chiki, A., et al. Mutant exon1 huntingtin aggregation is regulated by T3 phosphorylation-induced structural changes and crosstalk between T3 phosphorylation and acetylation at K6. Angewandte Chemie – International Edition. 56, 5202-5207 (2017).
  18. Sieste, S., et al. Water-dispersible polydopamine-coated nanofibers for stimulation of neuronal growth and adhesion. Advanced Healthcare Materials. 7, 1-11 (2018).
  19. De, S., et al. Different soluble aggregates of Aβ42 can give rise to cellular toxicity through different mechanisms. Nature Communications. 10, 1541 (2019).
  20. Chang, K. C., Chiang, Y. W., Yang, C. H., Liou, J. W. Atomic force microscopy in biology and biomedicine. Tzu Chi Medical Journal. 24, 162-169 (2012).
  21. Variola, F. Atomic force microscopy in biomaterials surface science. Physical Chemistry Chemical Physics. 17, 2950-2959 (2015).
  22. Drolle, E., Hane, F., Lee, B., Leonenko, Z. Atomic force microscopy to study molecular mechanisms of amyloid fibril formation and toxicity in Alzheimer’s disease. Drug Metabolism Reviews. 46, 207-223 (2014).
  23. Ruggeri, F. S., et al. Identification and nanomechanical characterization of the fundamental single-strand protofilaments of amyloid α-synuclein fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 7230-7235 (2018).
  24. Ruggeri, F. S., et al. Infrared nanospectroscopy characterization of oligomeric and fibrillar aggregates during amyloid formation. Nature Communications. 6, 1-9 (2015).
  25. Ruggeri, F. S., et al. Microfluidic deposition for resolving single-molecule protein architecture and heterogeneity. Nature Communications. 9, (2018).
  26. Qamar, S., et al. FUS phase peparation is modulated by a molecular chaperone and methylation of arginine cation-π interactions. Cell. 173, 720-734 (2018).
  27. Habchi, J., et al. Cholesterol catalyses Aβ42 aggregation through a heterogeneous nucleation pathway in the presence of lipid membranes. Nature Chemistry. 10, 673-683 (2018).
  28. Sweers, K. K. M., Stöckl, M., Bennink, M. L., Subramaniam, V., Uversky, V. N., Lyubchenko, Y. L. Characterizing nanoscale morphologic and mechanical properties of α-Synuclein amyloid fibrils with atomic force microscopy. Bio-nanoimaging: Protein Misfolding & Aggregation. , 309-322 (2014).
  29. Goldsbury, C., et al. Amyloid structure and assembly Insights from scanning transmission electron microscopy. Journal of Structural Biology. 173, 1-13 (2011).
  30. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Devlin, G. L., Dobson, C. M., Welland, M. E. Analysis of structural order in amyloid fibrils. Nanotechnology. 18, (2007).
  31. Knowles, T. P. J., Mezzenga, R. Amyloid fibrils as building blocks for natural and artificial functional materials. Advanced Materials. , 6546-6561 (2016).
  32. Knowles, T. P. J., Oppenheim, T. W., Buell, A. K., Chirgadze, D. Y., Welland, M. E. Nanostructured films from hierarchical self-assembly of amyloidogenic proteins. Nature Nanotechnology. 5, 204-207 (2010).
  33. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Craig, A., Dobson, C. M., Welland, M. E. Spatial persistence of angular correlations in amyloid fibrils. Physical Review Letters. 96, 1-4 (2006).
  34. Knowles, T. P. J., et al. Twisting transition between crystalline and fibrillar phases of aggregated peptides. Physical Review Letters. 109, 158101 (2012).
  35. Knowles, T. P., et al. Role of intermolecular forces in defining material properties of protein nanofibrils. Science. 318, 1900-1903 (2007).
  36. Smith, J. F., Knowles, T. P. J., Dobson, C. M., MacPhee, C. E., Welland, M. E. Characterization of the nanoscale properties of individual amyloid fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 15806-15811 (2006).
  37. Sokolov, D. V. Atomic force microscopy for protein nanotechnology. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). 300, 323-367 (2013).
  38. Ruggeri, F. S., et al. Influence of the β-sheet content on the mechanical properties of aggregates during amyloid fibrillization. Angewandte Chemie – International Edition. 54, 2462-2466 (2015).
  39. Jeong, J. S., Ansaloni, A., Mezzenga, R., Lashuel, H. A., Dietler, G. Novel mechanistic insight into the molecular basis of amyloid polymorphism and secondary nucleation during amyloid formation. Journal of Molecular Biology. 425, 1765-1781 (2013).
  40. Adamcik, J., Mezzenga, R. Study of amyloid fibrils via atomic force microscopy. Current Opinion in Colloid and Interface Science. 17, 369-376 (2012).
  41. Deguire, S. M., et al. N-terminal huntingtin (Htt) phosphorylation is a molecular switch regulating Htt aggregation, helical conformation, internalization, and nuclear targeting. Journal of Biological Chemistry. , (2018).
  42. Ruggeri, F. S., et al. Nanoscale studies link amyloid maturity with polyglutamine diseases onset. Scientific Reports. 6, 1-11 (2016).
  43. Adamcik, J., et al. Understanding amyloid aggregation by statistical analysis of atomic force microscopy images. Nature Nanotechnology. 5, 423-428 (2010).
  44. Lin, Y. C., Komatsu, H., Ma, J., Axelsen, P. H., Fakhraai, Z. Quantitative analysis of amyloid polymorphism using height histograms to correct for tip convolution effects in atomic force microscopy imaging. RSC Advances. 6, 114286-114295 (2016).
  45. Mannini, B., et al. Stabilization and characterization of cytotoxic Aβ40 oligomers isolated from an aggregation reaction in the presence of zinc ions. ACS Chemical Neuroscience. , (2018).
  46. Medalsy, I., Hensen, U., Muller, D. J. Imaging and quantifying chemical and physical properties of native proteins at molecular resolution by force-volume AFM. Angewandte Chemie – International Edition. 50, 12103-12108 (2011).
  47. Dufrêne, Y. F., Martínez-Martín, D., Medalsy, I., Alsteens, D., Müller, D. J. Multiparametric imaging of biological systems by force-distance curve–based AFM. Nature Methods. 10, 847-854 (2013).
  48. Takai, E., et al. Scanning electron microscope imaging of amyloid fibrils. American Journal of Biochemistry and Biotechnology. 10, 31-39 (2014).
  49. Dazzi, A., et al. AFM-IR: Combining atomic force microscopy and infrared spectroscopy for nanoscale chemical characterization. Applied Spectroscopy. 66, 1365-1384 (2012).
  50. Volpatti, L. R., et al. Micro- and nanoscale hierarchical structure of core-shell protein microgels. Journal of Materials Chemistry B. 4, 7989-7999 (2016).
  51. Galante, D., et al. A critical concentration of N-terminal pyroglutamylated amyloid beta drives the misfolding of Ab1-42 into more toxic aggregates. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 79, 261-270 (2016).
  52. Ruggeri, F. S., et al. Identification of oxidative stress in red blood cells with nanoscale chemical resolution by infrared nanospectroscopy. International Journal of Molecular Sciences. 19, 1-14 (2018).
  53. Ramer, G., Ruggeri, F. S., Levin, A., Knowles, T. P. J., Centrone, A. Determination of polypeptide conformation with nanoscale resolution in water. ACS Nano. 12 (7), 6612-6619 (2018).
  54. Dazzi, A., Prater, C. B. AFM-IR: Technology and applications in nanoscale infrared spectroscopy and chemical imaging. Chemical Reviews. 117, 5146-5173 (2017).
  55. Lahiri, B., Holland, G., Centrone, A. Chemical imaging beyond the diffraction limit: experimental validation of the PTIR technique. Small. 9 (3), 439-445 (2013).
  56. Ansaloni, A., et al. One-pot semisynthesis of exon 1 of the huntingtin protein: New tools for elucidating the role of posttranslational modifications in the pathogenesis of Huntington’s disease. Angewandte Chemie – International Edition. 53 (7), 1928-1933 (2014).
  57. Khalaf, O., et al. The H50Q mutation enhances α-synuclein aggregation, secretion, and toxicity. Journal of Biological Chemistry. 289, 21856-21876 (2014).
  58. Hellstrand, E., Boland, B., Walsh, D. M., Linse, S. Amyloid β-protein aggregation produces highly reproducible kinetic data and occurs by a two-phase process. ACS Chemical Neuroscience. 1, 13-18 (2010).
  59. Limbocker, R., et al. Trodusquemine enhances Aβ42 aggregation but suppresses its toxicity by displacing oligomers from cell membranes. Nature Communications. 10 (1), 225 (2019).
  60. Lu, F., Belkin, M. A. Infrared absorption nano-spectroscopy using sample photoexpansion induced by tunable quantum cascade lasers. Optics Express. 19, 1902-1904 (2011).
  61. Jiao, Y., Schäffer, T. E. Accurate height and volume measurements on soft samples with the atomic force microscope. Langmuir. 20, 10038-10045 (2004).
  62. Müller, D. J., Engel, A. The height of biomolecules measured with the atomic force microscope depends on electrostatic interactions. Biophysical Journal. 73, 1633-1644 (1997).
  63. Heymann, J. B., Moller, C., Muller, D. J. Sampling effects influence heights measured with atomic force microscopy. Journal Of Microscopy-Oxford. 207, 43-51 (2002).
  64. Marinello, F., Balcon, M., Schiavuta, P., Carmignato, S., Savio, E. Thermal drift study on different commercial scanning probe microscopes during the initial warming-up phase. Measurement Science and Technology. 22, 9 (2011).
  65. Marinello, F., Bariani, P., De Chiffre, L., Savio, E. Fast technique for AFM vertical drift compensation. Measurement Science and Technology. 18, 689-696 (2007).
  66. Ricci, D., Braga, P. C. Recognizing and avoiding artifacts in AFM imaging (Clifton, N.J.). Methods in Molecular Biology. 242, 25-27 (2004).
  67. Canale, C., Torre, B., Ricci, D., Braga, P. C., Braga, P. C., Ricci, D. Recognizing and avoiding artifacts in atomic force microscopy imaging. Atomic Force Microscopy in Biomedical Research. 736, 31-43 (2011).
  68. Marinello, F., Carmignato, S., Voltan, A., Savio, E., De Chiffre, L. Error Sources in Atomic Force Microscopy for Dimensional Measurements: Taxonomy and Modeling. Journal of Manufacturing Science and Engineering. 132, 030903 (2010).
  69. Ukraintsev, E., Kromka, A., Kozak, H., Reme, Z., Rezek, B., Frewin, C. L. Artifacts in Atomic Force Microscopy of Biological Samples. Atomic Force Microscopy Investigations into Biology – From Cell to Protein. , (2012).
  70. Tsukruk, V. V., Singamaneni, S. . Scanning Probe Microscopy of Soft Matter: Fundamentals and Practices. , (2011).

Tags

Keywords: Protein AggregatesInfrared NanospectroscopyAtomic Force MicroscopySingle Molecule MethodsBiomolecular ProcessesNano ScaleHeterogeneous SystemsProtein AggregationBiomaterialsDrug DeliveryAFM ParametersAFM ImagingAFM CantileverAFM Laser BeamAFM Deflected BeamAFM OscillationAFM Resonance
check_url/fr/60108?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Chia, S., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Characterizing Individual Protein Aggregates by Infrared Nanospectroscopy and Atomic Force Microscopy. J. Vis. Exp. (151), e60108, doi:10.3791/60108 (2019).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image