JoVE Journal > Engineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Ingénierie

التحكم في سرعات تدفق السوائل النشطة ثلاثية الابعاد المستندة إلى Microtubule باستخدام درجه الحرارة

Published: November 26, 2019
doi:
10.3791/60484
, , ,
1Department of Physics,Worcester Polytechnic Institute, 2Department of Physics,Brandeis University

Summary

الهدف من هذا البروتوكول هو استخدام درجه الحرارة للسيطرة علي سرعات تدفق السوائل النشطة ثلاثية الابعاد. ميزه هذا الأسلوب لا يسمح فقط لتنظيم سرعات التدفق في الموقع ولكن أيضا تمكن التحكم الديناميكي ، مثل بشكل دوري ضبط سرعات التدفق صعودا وهبوطا.

Abstract

نقدم طريقه لاستخدام درجه الحرارة لضبط سرعات التدفق من السوائل النشطة ثلاثية الابعاد (3D) المستندة إلى الميكروبات ، والقائمة علي الميكروتوبولي. هذا الأسلوب يسمح لضبط السرعات في الموقع دون الحاجة إلى تصنيع عينات جديده للوصول إلى سرعات مختلفه المرجوة. وعلاوة علي ذلك ، فان هذه الطريقة تمكن التحكم الديناميكي في السرعة. ركوب الدراجات في درجه الحرارة يؤدي إلى تدفق السوائل بسرعة وبطء ، بشكل دوري. ويستند هذا التحكم علي خصائص Arrhenius من رد فعل kinesin-ميكروتوبولي ، مما يدل علي مدي سرعه تدفق متوسط تسيطر عليها من 4-8 μm/ثانيه. الطريقة المعروضة ستفتح الباب لتصميم الاجهزه الصغيرة التي تكون فيها معدلات التدفق في القناة قابله للتوقد محليا دون الحاجة إلى صمام.

Introduction

وتختلف المادة الفعالة عن المسالة السلبية التقليدية بسبب قدرتها علي تحويل الطاقة الكيميائية إلى عمل ميكانيكي. المواد التي تمتلك هذه القدرة يمكن ان تتكون من الكائنات الحية أو غير الحية مثل البكتيريا والحشرات ، الغرويات ، الحبوب ، وخيوط خلوي1،2،3،4،5،6،7،8،9،10. تتفاعل هذه الكيانات المادية مع جيرانها. علي نطاق أوسع ، انها ذاتية التنظيم في الدوامات المضطربة مثل (الاضطراب النشط) أو تدفقات المواد11،12،13،14،15،16،17،18،19،20. وقد ادي فهم التنظيم الذاتي للمسالة النشطة إلى تطبيقات مختلفه في المكوكات الجزيئية ، والاجهزه البصرية ، والحساب الموازي21،22،23. يتطلب إحضار التطبيقات إلى المستوي التالي التحكم خارج التنظيم الذاتي. علي سبيل المثال ، وضعت Palacci وآخرون الغروانيه المغلفة التي ذاتية الدفع فقط عندما تتعرض للضوء الأزرق المتحكم به يدويا ، مما ادي إلى ظهور البلورات الحية24. إنشات morin وآخرون السيطرة علي الغرويات كوينكه المتداول باستخدام حقل كهربائي الخارجية انضباطي ، مما ادي إلى يتدفقون الغرويه في قناه مثل مضمار السباق25. وتبين هذه الاعمال السابقة دور الرقابة المحلية في التطبيقات وتقدم قاعده المعارف الخاصة بالمادة الفعالة.

في هذه المقالة ، نركز علي التحكم في السوائل النشطة ثلاثية الابعاد المستندة إلى kinesin ، والتي تعتمد علي الميكروبات (MT). تتكون السوائل من ثلاثه مكونات رئيسيه: MTs ، كينيسن المحركات الجزيئية ، والاستنزاف. يحث ال يستنزف قوه استنزاف ان يربط ال [MTs], اي يكون فيما بعد سدت بمحرك عناقيد. هذه المحركات المشي علي طول MTstoward نهاية زائد. عندما زوج من سد متسيس انتيمتوازي ، المحركات المقابلة المشي في اتجاهين معاكسين. ومع ذلك ، فان المحركات منضمة في كتله وغير قادره علي المشي بعيدا ، لذلك فانها بالتعاون الشريحة أزواج من MTs (الخيوط انزلاق ، الشكل 1ا). تتراكم هذه الديناميكيات المنزلقة ، مما يسبب حزما من MTsto تمتد حتى تصل إلى نقطه عدم الاستقرار الخاصة بهم وكسر (حزم اكستيسسيل ، الشكل 1ب)26. الحزم مكسوره صلبت بالاستنزاف قوه, اي فيما بعد يمدد ثانيه, والديناميات تكرار. خلال عمليه الديناميكيات المتكررة ، حركات الحزمة يحرك السائل القريب ، مما يحفز التدفقات التي يمكن تصورها عن طريق المنشطات مع المتتبعين علي نطاق ميكرون (الشكل 1ج). وقد ميزت سانشيز et al. و henkin et al السرعات المتوسطة من المتتبعين ، ووجدت ان السرعات كانت قابله للتوقد من خلال تفاوت تركيزات الفوسفات الثلاثي (ATP) ، والاستنزاف ، والتكتلات الحركية ، و MTs19،27. ومع ذلك ، كانت هذه التوبيليتي موجودة فقط قبل تخليق السوائل النشطة. بعد التوليف ، وفقدت tunability ، والسوائل المنظمة ذاتيا في طريقتهم الخاصة. للسيطرة علي نشاط السوائل النشطة بعد التوليف ، Ross.et al. ذكرت طريقه باستخدام الضوء تنشيط البروتينات الحركية ، مما يسمح للنشاط السوائل ليتم ضبطها وإيقافها باستخدام ضوء28. في حين ان التحكم في الضوء ملائم من حيث تنشيط السوائل محليا ، فان الطريقة تتطلب أعاده تصميم هياكل بروتينات المحركات ، إلى جانب تعديل المسارات البصرية في المجهر. هنا ، ونحن نقدم وسيله سهله الاستخدام للسيطرة علي تدفقات السوائل محليا دون تعديل المجهر مع الحفاظ علي هيكل المحرك سليمه.

ويستند طريقتنا لضبط تدفق السائل النشط محليا علي القانون arrhenius لأنه تم الإبلاغ عن رد فعل kinesin-MT لزيادة مع درجه الحرارة29,30,31,32. وأظهرت دراساتنا السابقة ان الاعتماد علي درجه الحرارة من متوسط سرعه تدفق السوائل النشطة يتبع المعادلة Arrhenius: v = اكسب (-ea/RT) ، حيث هو عامل ما قبل الاسي ، R هو ثابت الغاز ، ea هو الطاقة التنشيط ، و T هو درجه حرارة النظام33. ولذلك ، النشاط السوائل حساسة للبيئة درجه الحرارة ، ودرجه حرارة النظام يحتاج إلى ان تكون متسقة لتحقيق الاستقرار في أداء السيارات ، التالي ، فان سرعه تدفق السوائل34. في هذه المقالة ، ونحن نظهر استخدام الاعتماد علي درجه حرارة المحرك لضبط باستمرار سرعات تدفق السوائل النشطة عن طريق ضبط درجه حرارة النظام. كما اننا نظهر اعداد عينه سائله نشطه ، تليها تركيب العينة علي مرحله المجهر التي يتم التحكم في درجه حرارتها عن طريق برامج الكمبيوتر. زيادة درجه الحرارة من 16 درجه مئوية إلى 36 درجه مئوية يسرع متوسط تدفق سرعات من 4 إلى 8 μm/ثانيه. بالاضافه إلى ذلك ، فان القدرة علي الانعكاس قابله للعكس: زيادة متكررة وخفض درجه الحرارة بالتعاقب يسرع ويبطئ التدفق. وتنطبق الطريقة الموضحة علي مجموعه واسعه من الانظمه التي تمتثل فيها ردود الفعل الرئيسية لقانون arrhenius ، مثل فحص المزلق المنزلق29و30و31و32.

Protocol

1-اعداد الMTs تحذير: في هذه الخطوة نقوم بتنقية الأنابيب من نسيج الدماغ البقري. الدماغ البقري قد يسبب البديل Creutzfeldt-جاكوب المرض (vCJD)35. ولذلك ، ينبغي جمع نفايات المخ والحلول ذات الصلة ، والزجاجات ، ونصائح الماصة في كيس من النفايات البيولوجية والتخلص منها باعتبارها نف?…

Representative Results

ويتطلب اعداد السوائل النشطة المستندة إلى المحركات التي تعتمد علي الطن المتري كلا من كينيسن و MTs. تم بلمره MTs من الأنابيب المسمية (الخطوات 1.3 و 1.4) التي تم تنقيتها من أدمغه الأبقار (الخطوة 1.1 ، الشكل 2ا) ، تليها أعاده التدوير لتعزيز النقاء (الخطوة 1.2 ، الشكل 2</…

Discussion

السيطرة علي المادة النشطة في الموقع يفتح الباب لتنظيم الذاتي الموجهة من المواد النشطة4,5,24,28,54. في هذه المقالة ، ونحن نقدم بروتوكول لاستخدام درجه الحرارة للسيطرة علي kinesin يحركها ، والسوائل النشطة القا?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Plasmid K401-BCCP-H6 كان هديه من الدكتور Zvonimir Dogic. تم دعم هذا البحث من قبل الدكتور كون-تا وو صندوق البدء في معهد البوليتكنيك وستر. نشكر الدكتور Zvonimir Dogic علي البروتوكولات لتنقيه وتسميه الأنابيب وتوليف السوائل النشطة. نحن ممتنون للدكتور مارك ريدلا علي خبرته في التعبير عن البروتين وتنقيته. نشكر الدكتور وليام بنيامين روجر لمساعدتنا في بناء المرحلة التي تسيطر عليها درجه الحرارة. ونحن نعترف برديس MRSEC (NSF-MRSEC-1420382) لاستخدام مرفق المواد البيولوجية (BMF). ونحن نعترف الجمعية الملكية للكيمياء لتكييف الأرقام من بات وآخرون علي لينه المسالة33.

Materials

(±)-6-Hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchromane-2-carboxylic acid Sigma-Aldrich 238813 Trolox
2-Mercaptoethanol Sigma-Aldrich M6250
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate, 98%, ACROS Organics Fisher Scientific AC216550050
3.2mm I.D. Tygon Tubing R-3603 HACH 2074038 Water tubes
31.75 mm diameter uncoated, sapphire window Edmund Optics 43-637 Sapphire disc
3M 1181 Copper Tape – 1/2 IN Width X 18 YD Length – 2.6 MIL Total Thickness – 27551 R.S. HUGHES 054007-27551 Copper tape
Acetic Acid Sigma-Aldrich A6283
Acrylamide Solution (40%/Electrophoresis), Fisher BioReagents Fisher Scientific BP1402-1
Adenosine 5'-triphosphate dipotassium salt hydrate Sigma-Aldrich A8937 ATP
Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester) Thermo Fisher Scientific A20006 Far-red fluorescent dye. Alexa 647 can be pre suspended in dimethylsulfoxide (DMSO) before mixing with microtubules (1.3.3.2.)
Amicon Ultra-4 Centrifugal Filter Unit Sigma-Aldrich UFC801024 Centrifugal filter tube. Cutoff molecular weight: 10 kDa
Ammonium Persulfate, 100g, MP Biomedicals Fisher Scientific ICN802829 APS
Ampicillin Sodium Salt (Crystalline Powder), Fisher BioReagents Fisher Scientific BP1760 Ampicillin
Antivibration Table Nikon 63-7590S
Avanti J-E Centrifuge Beckman Coulter 369001
Bacto Agar Soldifying Agent, BD Diagnostics VWR 90000-760 Agar
Biotin Alfa Aesar A14207
Bucket-plastic white – 2 gallon Bon 84-715 Water bucket
Calcium Chloride Sigma-Aldrich 746495 CaCl2
Catalase from bovine liver Sigma-Aldrich C40
CFI Plan Apo Lambda 4x Obj Nikon MRD00045 4x air objective
C-FLLL-FOV GFP HC HC HISN ero Shift Nikon 96372 GFP filter cube
CH-109-1.4-1.5 TE Technology CH-109-1.4-1.5 Thermoelectric Cooler (TEC)
Chloramphenicol, 98%, ACROS Organics Fisher Scientific C0378
Cooling block N/A N/A Custom milled aluminum
Coomassie Brilliant Blue R-250 #1610400 Bio-Rad 1610400 Triphenylmethane dye
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G7528
Dimethyl Sulfoxide (Certified ACS), Fisher Chemical Fisher Scientific D128 DMSO
DL-1,4-Dithiothreitol, 99%, for biochemistry, ACROS Organics Fisher Scientific AC165680050 DTT
DOWSIL 340 Heat Sink Compound Dow 1446622 Thermal paste
ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF ACS/USP/NF GRADE 5 GALLON POLY CUBE Pharmco by Greenfield Global 111000200CB05 Ethanol
Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N',N'-tetraacetic acid Sigma-Aldrich E3889 EGTA
Ethylenediaminetetraacetic acid Sigma-Aldrich 798681 EDTA
Fisher BioReagents Microbiology Media Additives: Tryptone Fisher Scientific BP1421 Tryptone
Fisher BioReagents Microbiology Media Additives: Yeast Extract Fisher Scientific BP1422 Yeast extract
Fluoresbrite YG Microspheres, Calibration Grade 3.00 µm Polysciences 18861 Tracer particles
Glucose Oxidase from Aspergillus niger Sigma-Aldrich G2133
Glycerol Sigma-Aldrich G5516
GpCpp Jena Bioscience NU-405L Guanosine-5′[(α,β)-methyleno]triphosphate (GMPCPP)
GS Power's 18 Gauge (True American Wire Ga), 100 feet, 99.9% Stranded Oxygen Free Copper OFC, Red/Black 2 Conductor Bonded Zip Cord Power/Speaker Electrical Cable for Car, Audio, Home Theater Amazon B07428NBCW Copper wire
Guanosine 5'-triphosphate sodium salt hydrate Sigma-Aldrich G8877 GTP
Hellmanex III Sigma-Aldrich Z805939 Detergent
HEPES Sodium Salt (White Powder), Fisher BioReagents Fisher Scientific BP410 NaHEPES
High performance blender machine AIMORES AS-UP1250 Blender
His GraviTrap GE Healthcare 11003399 Gravity Column
Imidazole Sigma-Aldrich I5513
IPTG Sigma-Aldrich I6758 Isopropyl β-D-1-thiogalactopyranoside
Isopropyl Alcohol 99% Pharmco by Greenfield Global 231000099 Isopropanol
JA-10 rotor Beckman Coulter 369687
L-Glutamic acid potassium salt monohydrate Sigma-Aldrich G1501 K-Glutamate
Lysozyme from chicken egg white Sigma-Aldrich L6876
Magnesium chloride hexahydrate Sigma-Aldrich M2670 MgCl2•6H2O
MES sodium salt Sigma-Aldrich M5057 2-(N-Morpholino)ethanesulfonic acid sodium salt
MOPS Sigma-Aldrich M1254 3-(N-Morpholino)propanesulfonic acid
MP-3022 TE Technology MP-3022 Thermocouple
N,N,N',N'-Tetramethylethylenediamine 99%, ACROS Organics Fisher Scientific AC138450500 TEMED
Nanodrop 2000c UV-VIS Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific E112352 Spectrometer
Nikon Ti2-E Nikon Inverted Microscope Nikon MEA54000
Norland Optical Adhesive 81 Norland Products NOA81 UV glue
Novex Sharp Pre-stained Protein Standard Thermo Fisher Scientific LC5800 Protein standard ladder
NuPAGE 4-12% Bis-Tris Protein Gels, 1.5 mm, 10-well Thermo Fisher Scientific NP0335BOX SDS gel
Optima L-90K Ultracentrifuge Beckman Coulter 365672
Parafilm PM996 Wrap , 4" Wide; 125 Ft/Roll Cole-Parmer EW-06720-40 Wax film
Pe 300 ultra Illumination System Single
Band , 3mm Light Guide control Pod
power supply		 Nikon PE-300-UT-L-SB-40 Cool LED Illuminator
Phenylmethanesulfonyl fluoride Sigma-Aldrich 78830 PMSF
Phosphoenolpyruvic acid monopotassium salt, 99% BeanTown Chemical 129745 PEP
Pierce Coomassie (Bradford) Protein Assay Kit Thermo Fisher Scientific 23200
Pierce Protease Inhibitor Mini Tablets Thermo Fisher Scientific A32953
PIPES Sigma-Aldrich P6757 1,4-Piperazinediethanesulfonic acid
Pluronic F-127 Sigma-Aldrich P2443
Poly(ethylene glycol) Sigma-Aldrich 81300 PEG. Average molecular weight 20,000 Da
Potassium Hydroxide (Pellets/Certified ACS), Fisher Chemical Fisher Scientific P250-500 KOH
PowerEase 300W Power Supply (115 VAC) ThermoFisher Scientific PS0300 DC power supply of the gel box
PS-12-8.4A TE Technology PS-12-8.4A DC power supply of the temperature controller
Pyruvate Kinase/Lactic Dehydrogenase enzymes from rabbit muscle Sigma-Aldrich P-0294 PK/LDH
Quiet One Lifegard Fountain Pump, 296-Gallon Per Hour Amazon B005JWA612 Fish tank pump
Rosetta 2(DE3)pLysS Competent Cells – Novagen Millipore Sigma 71403 Competent cells
Sharp Microwave ZSMC0912BS Sharp 900W Countertop Microwave Oven, 0.9 Cubic Foot, Stainless Steel Amazon B01MT6JZMR Microwave for boiling the water
Sodium Chloride (Crystalline/Certified ACS), Fisher Chemical Fisher Scientific S271-500 NaCl
Sodium dodecyl sulfate Sigma-Aldrich L3771 SDS
Sodium phosphate monobasic Sigma-Aldrich S8282 NaH2PO4
Streptavidin Protein Thermo Fisher Scientific 21122
Sucrose Sigma-Aldrich S7903
TC-720 TE Technology TC-720 Temperature controller
Tris Base, Molecular Biology Grade – CAS 77-86-1 – Calbiochem Sigma-Aldrich 648310 Tris-HCL
Type 45 Ti rotor Beckman Coulter 339160
Type 70 Ti rotor Beckman Coulter 337922
Type 70.1 Ti rotor Beckman Coulter 342184
VWR General-Purpose Laboratory Labeling Tape VWR 89097-916 Paper tapes
VWR Micro Cover Glasses, Square, No. 1 1/2 VWR 48366-227 Glass coverslips
VWR Plain and Frosted Micro Slides, Premium VWR 75799-268 Glass slides
XCell SureLock Mini-Cell ThermoFisher Scientific EI0001 Gel box
ZYLA 5.5 USB3.0 Camera Nikon ZYLA5.5-USB3 Monochrome CCD camera
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wioland, H., Lushi, E., Goldstein, R. E. Directed Collective Motion of Bacteria under Channel Confinement. New Journal of Physics. 18 (7), 075002 (2016).
  2. Wioland, H., Woodhouse, F. G., Dunkel, J., Kessler, J. O., Goldstein, R. E. Confinement Stabilizes a Bacterial Suspension into a Spiral Vortex. Physical Review Letters. 110 (26), 268102 (2013).
  3. Buhl, J., et al. From Disorder to Order in Marching Locusts. Science. 312 (5778), 1402-1406 (2006).
  4. Aubret, A., Youssef, M., Sacanna, S., Palacci, J. Targeted Assembly and Synchronization of Self-Spinning Microgears. Nature Physics. 14, 1114 (2018).
  5. Driscoll, M., et al. Unstable Fronts and Motile Structures Formed by Microrollers. Nature Physics. 13 (4), 375 (2017).
  6. Bricard, A., et al. Emergent Vortices in Populations of Colloidal Rollers. Nature Communications. 6, 7470 (2015).
  7. Kumar, N., Soni, H., Ramaswamy, S., Sood, A. K. Flocking at a Distance in Active Granular Matter. Nature Communications. 5, 4688 (2014).
  8. Farhadi, L., Fermino Do Rosario, C., Debold, E. P., Baskaran, A., Ross, J. L. Active Self-Organization of Actin-Microtubule Composite Self-Propelled Rods. Frontiers in Physics. 6 (75), 1 (2018).
  9. Schaller, V., Weber, C., Semmrich, C., Frey, E., Bausch, A. R. Polar Patterns of Driven Filaments. Nature. 467 (7311), 73-77 (2010).
  10. Keber, F. C., et al. Topology and Dynamics of Active Nematic Vesicles. Science. 345 (6201), 1135-1139 (2014).
  11. Doostmohammadi, A., Ignés-Mullol, J., Yeomans, J. M., Sagués, F. Active Nematics. Nature Communications. 9 (1), 3246 (2018).
  12. Wensink, H. H., et al. Meso-Scale Turbulence in Living Fluids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (36), 14308-14313 (2012).
  13. Doostmohammadi, A., Yeomans, J. M. Coherent Motion of Dense Active Matter. The European Physical Journal Special Topics. 227 (17), 2401-2411 (2019).
  14. Guillamat, P., Ignés-Mullol, J., Sagués, F. Taming active turbulence with patterned soft interfaces. Nature Communications. 8 (1), 564 (2017).
  15. Maryshev, I., Goryachev, A. B., Marenduzzo, D., Morozov, A. Dry active turbulence in microtubule-motor mixtures. arXiv preprint. , (2018).
  16. Nishiguchi, D., Aranson, I. S., Snezhko, A., Sokolov, A. Engineering bacterial vortex lattice via direct laser lithography. Nature Communications. 9 (1), 4486 (2018).
  17. Shendruk, T. N., Thijssen, K., Yeomans, J. M., Doostmohammadi, A. Twist-induced crossover from two-dimensional to three-dimensional turbulence in active nematics. Physical Review E. 98 (1), 010601 (2018).
  18. Urzay, J., Doostmohammadi, A., Yeomans, J. M. Multi-scale statistics of turbulence motorized by active matter. Journal of Fluid Mechanics. 822, 762-773 (2017).
  19. Sanchez, T., Chen, D. T. N., DeCamp, S. J., Heymann, M., Dogic, Z. Spontaneous Motion in Hierarchically Assembled Active Matter. Nature. 491 (7424), 431-434 (2012).
  20. Wu, K. T., et al. Transition from Turbulent to Coherent Flows in Confined Three-Dimensional Active Fluids. Science. 355 (6331), (2017).
  21. Hess, H., et al. Molecular shuttles operating undercover: A new photolithographic approach for the fabrication of structured surfaces supporting directed motility. Nano Letters. 3 (12), 1651-1655 (2003).
  22. Aoyama, S., Shimoike, M., Hiratsuka, Y. Self-organized optical device driven by motor proteins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (41), 16408-16413 (2013).
  23. Nicolau, D. V., et al. Parallel computation with molecular-motor-propelled agents in nanofabricated networks. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (10), 2591-2596 (2016).
  24. Palacci, J., Sacanna, S., Steinberg, A. P., Pine, D. J., Chaikin, P. M. Living Crystals of Light-Activated Colloidal Surfers. Science. 339 (6122), 936-940 (2013).
  25. Morin, A., Bartolo, D. Flowing Active Liquids in a Pipe: Hysteretic Response of Polar Flocks to External Fields. Physical Review X. 8 (2), 021037 (2018).
  26. Lakkaraju, S. K., Hwang, W. Critical Buckling Length versus Persistence Length: What Governs Biofilament Conformation. Physical Review Letters. 102 (11), 118102 (2009).
  27. Henkin, G., DeCamp, S. J., Chen, D. T. N., Sanchez, T., Dogic, Z. Tunable Dynamics of Microtubule-Based Active Isotropic Gels. Philosophical transactions. Series A, Mathematical, physical, and engineering sciences. 372 (2029), 20140142 (2014).
  28. Ross, T. D., et al. Controlling Organization and Forces in Active Matter through Optically-Defined Boundaries. arXiv:1812.09418. , (2018).
  29. Böhm, K. J., Stracke, R., Baum, M., Zieren, M., Unger, E. Effect of temperature on kinesin-driven microtubule gliding and kinesin ATPase activity. FEBS Letters. 466 (1), 59-62 (2000).
  30. Anson, M. Temperature dependence and arrhenius activation energy of F-actin velocity generated in vitro by skeletal myosin. Journal of Molecular Biology. 224 (4), 1029-1038 (1992).
  31. Hong, W., Takshak, A., Osunbayo, O., Kunwar, A., Vershinin, M. The Effect of Temperature on Microtubule-Based Transport by Cytoplasmic Dynein and Kinesin-1 Motors. Biophysical Journal. 111 (6), 1287-1294 (2016).
  32. Kawaguchi, K., Ishiwata, S. I. Thermal activation of single kinesin molecules with temperature pulse microscopy. Cell Motility. 49 (1), 41-47 (2001).
  33. Bate, T. E., Jarvis, E. J., Varney, M. E., Wu, K. T. Collective Dynamics of Microtubule-Based 3D Active Fluids from Single Microtubules. Soft Matter. 15 (25), 5006-5016 (2019).
  34. Tucker, R., et al. Temperature Compensation for Hybrid Devices: Kinesin’s Km is Temperature Independent. Small. 5 (11), 1279-1282 (2009).
  35. Collee, J. G., Bradley, R., Liberski, P. P. Variant CJD (vCJD) and bovine spongiform encephalopathy (BSE): 10 and 20 years on: part 2. Folia Neuropathologica. 44 (2), 102 (2006).
  36. Castoldi, M., Popov, A. V. Purification of brain tubulin through two cycles of polymerization-depolymerization in a high-molarity buffer. Protein Expression and Purification. 32 (1), 83-88 (2003).
  37. Swinehart, D. The Beer-Lambert law. Journal of Chemical Education. 39 (7), 333 (1962).
  38. Ashford, A. J., Andersen, S. S., Hyman, A. A. Preparation of tubulin from bovine brain. Cell biology: A laboratory handbook. 2, 205-212 (1998).
  39. Hyman, A., et al. . Methods in Enzymology. 196, 478-485 (1999).
  40. Baneyx, F. Recombinant protein expression in Escherichia coli. Current Opinion in Biotechnology. 10 (5), 411-421 (1999).
  41. Spriestersbach, A., Kubicek, J., Schäfer, F., Block, H., Maertens, B., Lorsch, J. R. . Methods in enzymology. 559, 1-15 (2015).
  42. Subramanian, R., Gelles, J. Two Distinct Modes of Processive Kinesin Movement in Mixtures of ATP and AMP-PNP. The Journal of General Physiology. 130 (5), 445-455 (2007).
  43. Gasteiger, E., et al. . The proteomics protocols handbook. , 571-607 (2005).
  44. Taylor, S. C., Berkelman, T., Yadav, G., Hammond, M. A Defined Methodology for Reliable Quantification of Western Blot Data. Molecular Biotechnology. 55 (3), 217-226 (2013).
  45. Lau, A. W. C., Prasad, A., Dogic, Z. Condensation of isolated semi-flexible filaments driven by depletion interactions. Europhysics Letters. 87 (4), 48006 (2009).
  46. Chandrakar, P., et al. Microtubule-Based Active Fluids with Improved Lifetime, Temporal Stability and Miscibility with Passive Soft Materials. arXiv:1811.05026. , (2018).
  47. Lowensohn, J., Oyarzún, B., Paliza, G. N., Mognetti, B. M., Rogers, W. B. Linker-mediated phase behavior of DNA-coated colloids. arXiv:1902.08883. , (2019).
  48. Wu, K. T., et al. Polygamous Particles. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (46), 18731-18736 (2012).
  49. Wu, K. T., et al. Kinetics of DNA-Coated Sticky Particles. Physical Review E. 88 (2), 022304 (2013).
  50. Ouellette, N. T., Xu, H., Bodenschatz, E. A quantitative study of three-dimensional Lagrangian particle tracking algorithms. Experiments in Fluids. 40 (2), 301-313 (2005).
  51. Kelley, D. H., Ouellette, N. T. Using particle tracking to measure flow instabilities in an undergraduate laboratory experiment. American Journal of Physics. 79 (3), 267-273 (2011).
  52. Young, E. C., Berliner, E., Mahtani, H. K., Perez-Ramirez, B., Gelles, J. Subunit Interactions in Dimeric Kinesin Heavy Chain Derivatives That Lack the Kinesin Rod. Journal of Biological Chemistry. 270 (8), 3926-3931 (1995).
  53. Aström, K. J., Murray, R. M. . Feedback systems: an introduction for scientists and engineers. , (2011).
  54. Soni, V., et al. The free surface of a colloidal chiral fluid: waves and instabilities from odd stress and Hall viscosity. arXiv:1812.09990. , (2018).
  55. Harvey, M. Precision Temperature-Controlled Water Bath. Review of Scientific Instruments. 39 (1), 13-18 (1968).
  56. Beuchat, L. R. Influence of Water Activity on Growth, Metabolic Activities and Survival of Yeasts and Molds. Journal of Food Protection. 46 (2), 135-141 (1983).
  57. Block, S. S. . Disinnfection, sterilization, annd preservation. , (2001).
  58. Schumb, W. C., Satterfield, C. N., Wentworth, R. L. . Hydrogen peroxide. , (1955).
  59. Simmons, G. F., Smilanick, J. L., John, S., Margosan, D. A. Reduction of Microbial Populations on Prunes by Vapor-Phase Hydrogen Peroxide. Journal of Food Protection. 60 (2), 188-191 (1997).
  60. Shimoboji, T., Larenas, E., Fowler, T., Hoffman, A. S., Stayton, P. S. Temperature-induced switching of enzyme activity with smart polymer-enzyme conjugates. Bioconjugate chemistry. 14 (3), 517-525 (2003).

Tags

MicrotubuleActive FluidTemperature ControlKinesinATPPolyethylene GlycolPhoto-bleachingTracer ParticlesPolyacrylamideGlass Slide
check_url/fr/60484?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Bate, T. E., Jarvis, E. J., Varney, M. E., Wu, K. Controlling Flow Speeds of Microtubule-Based 3D Active Fluids Using Temperature. J. Vis. Exp. (153), e60484, doi:10.3791/60484 (2019).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image