Summary

생체 외에서 인간 호중구 떼의 화학 및 분자 분석을 위한 생체 입자 미세어레이

Published: February 16, 2020
doi:

Summary

이 프로토콜은 공간적으로 제어된 호중구 무리를 제공하는 생체 입자 마이크로어레이를 생성합니다. 그것은 호중구가 마이그레이션 하는 동안 해제 하는 중재자에 쉽게 액세스를 제공 하 고 정량적 이미징 분석을 허용 합니다.

Abstract

호중구 떼는 호중구가 감염 부위를 봉인하고 조직 재구성을 촉진하는 협력 과정입니다. 떼는 세포 이동의 특징적인 패턴을 보여주는 동물 모델에서 생체 내에서 고전적으로 연구되었습니다. 그러나 생체 내 모델에는 접근 및 분석이 어려운 세포간 중재자뿐만 아니라 인간 호중구를 직접 분석할 수 없는 등 여러 가지 한계가 있습니다. 이러한 제한 때문에, 인간 호중구로 떼지어 연구하고 떼지어 다니는 동안 생성되는 분자 신호에 쉽게 접근할 수 있는 시험관 내 플랫폼이 필요합니다. 여기서, 다단계 마이크로스탬핑 공정은 생체 내 감염을 모방하여 떼지어를 자극하는 생체 입자 마이크로어레이를 생성하는 데 사용된다. 생체 입자 마이크로 어레이는 호중구가 제어되고 안정적인 방식으로 무리를 유도합니다. 마이크로어레이에서 호중구는 속도가 증가하고 생물입자 클러스터 주변에 안정된 무리를 형성합니다. 추가적으로, 호중구에 의해 생성된 상온제는 분석되고 16개의 단백질은 무리의 과정을 통해 분별적으로 표현된 것으로 밝혀졌습니다. 이 시험관 내 무리 플랫폼은 재생 가능한 공간 제어 방식으로 호중구 이동 및 단백질 방출에 대한 직접적인 분석을 용이하게 합니다.

Introduction

혈류에서가장 풍부한 백혈구인 호중구는 1,3,2,3, 구획4,패혈증3,외상5,6,1,7,8,각종 자가면역 질환5,9등 다양한 의료 조건에 관여할 수 있기 때문에 잠재적 진단 및 치료 표적으로 주목받고 있다. 호중구 떼는 연구5,10,11의특히 흥미로운 초점을 만드는 복잡성과다단계,엄격하게 규제 과정입니다. 무리 동안 호중구는 주변의 건강한 조직으로부터 염증 부위를분리5,10,11. 호중구 무리의 적절한 조절은 상처 치유와 궁극적으로 염증 해결을 촉진하는 데 필수적이다5,12. 호중구 떼는 주로 설치류12,13,14,15 및 제브라피시10,11,12,15 모델에서 생체 내에서 연구되었다. 그러나, 이러한 생체 내 동물 모델의 특성상 한계를 야기한다5. 예를 들어, 무리 동안 호중구에 의해 방출 된 중재자는 분석5에쉽게 접근 할 수 없습니다. 추가적으로, 생체 내에서 주어진 중재자에 대한 많은 잠재적인 공급원이 존재하므로 생체 내 실험은 주어진 프로세스에서 그 중재자의 역할을 조사하기 위해 세포 생산 및/또는 상호작용을 억제하는 유전적 결핍을 도입해야 한다13. 시험관 내 실험은 추가 세포의 맥락없이 호중구 관찰을 가능하게하여이 합병증을 우회. 추가적으로, 인간 호중구 조정한 이주를 기술하는 연구는16. 생체 외에서 무리 플랫폼에서, 인간의 호중구는 직접 분석 할 수 있습니다. 생체 외에서 떼지어 플랫폼은 생체 내 연구의 한계에 의해 남겨진 격차를 채울 수있는 기회를 제공함으로써 생체 내 연구에서 얻은 지식을 확장 할 수 있습니다.

생체 내 호중구 떼를 모방하는 체외 플랫폼의 필요성을 해결하기 위해, 우리는 공간적으로 제어 된 방식으로 호중구 떼를 자극하는 바이오 입자 마이크로 어레이를 패턴화 할 수있는 마이크로 스탬핑 플랫폼을 개발했습니다. 우리는 2 단계 공정에서 유리 슬라이드에 생체 입자 마이크로 어레이를 생성합니다. 첫째, 마이크로스탬핑을 사용하여 양이온폴리전해질(CP) 반점의 마이크로어레이를 생성합니다. 둘째, 정전기 상호 작용을 통해 CP 반점에 부착되는 바이오 입자 용액을 추가합니다. 먼저 CP 층을 패터닝함으로써, 우리는 원하는 호중구 군집 패턴을 생성하기 위해 음전하 바이오 입자를 선택적으로 패턴화 할 수 있습니다. 양전하층은 CP가 없는 유리 슬라이드의 영역에서 바이오입자를 제거하는 활발한 세척 단계를 통해 음전하된 바이오입자를 보유합니다. 그것은 유리 슬라이드에 미론 크기의 바이오 입자를 고정시키는 매우 높은 표면 전하를 가지며, 따라서 유리 슬라이드의 패턴 위치에서 입자를 제거하는 호중구를 억제합니다. 이로 인해 마이크로어레이로 배열된 생체 입자 클러스터가 생성됩니다. 우리가 마이크로어레이에 호중구를 추가했을 때, 그들은 생물입자 클러스터 주위에 안정된 무리를 형성했습니다. 호중구 이동추적을 통해, 우리는 호중구떼가 생체입자 클러스터로 적극적으로 이동한다는 것을 발견했습니다. 또한, 우리는 호중구가 떼지어 다니는 동안 방출되는 특정 중재자를 분석하기 위해이 플랫폼을 사용했습니다. 우리는 무리를 지어 다니는 동안 차별화된 16개의 중재자를 발견했습니다. 그들의 농도 는 시간이 지남에 따라 세 가지 일반적인 추세를 따릅니다: 증가, 감소, 또는 스파이크. 우리의 체외 호중구 떼 플랫폼은 공간적으로 제어 된 인간 호중구 무리의 분석뿐만 아니라 호중구 무리에 의해 발표 된 중재자의 수집 및 분석을 용이하게합니다. 이전 간행물에서, 우리는 특정 건강 상태 (외상, 자기 면역 질병 및 패혈증)를 가진 환자가 건강한 기증자에서 그것과 다르게 작동하는 호중구가 있었다는 것을 보여주었습니다5. 향후 연구 연구에서, 우리의 플랫폼은 다양한 환자 집단 사이에서 호중구 기능을 분석하는 데 사용될 수 있습니다. 이 플랫폼은 호중구 무리에 관련된 복잡한 조정을 정량적으로 분석할 수 있다. 추가 연구는 관심있는 병원체에 대한 특정 환자 집단 또는 호중구 반응의 호중구 기능에 대한 통찰력을 제공하기 위해 수행 될 수있다.

Protocol

저자는 친절하게 자신의 혈액을 기증 건강한 자원 봉사자를 인정합니다. 혈액 표본은 오하이오 주립 대학에 있는 생물 의학 과학 위원회에 의해 검토된 기관 검토 위원회 (IRB) 프로토콜 #2018H0268 에 따라 통보된 자원봉사자 동의 후에 장악되었습니다. 1. 생체 입자 마이크로 어레이의 미세 가공 표준 포토리소그래피 절차를 사용하여 마스터 실리콘 웨이퍼를 생성합니다….

Representative Results

호중구가 바이오 입자 마이크로 어레이에 추가되면, 생체 입자 클러스터와 접촉하는 호중구가 활성화되어 무리 반응을 시작합니다. 바이오입자 마이크로어레이는 타임랩스 형광 현미경을 사용하여 생체입자 클러스터를 향한 호중구 이동을 추적하는 것으로 검증되었습니다(비디오S1). 개별 호중구 핵의 이동은 생물입자 클러스터로 이동함에 따라 추적됩니다. 호중구가 생체 입자 클?…

Discussion

우리는 시험관 내 호중구 무리를 자극하기 위해 균일 한 바이오 입자 배열을 생성하는 마이크로 스탬핑 플랫폼을 개발했습니다. 우리의 플랫폼의 체외 특성은 우리가 생체 내 무리 실험으로 발생하는 합병증을 우회 할 수 있습니다, 즉 호중구를 무리에 의해 방출 중재자를 분석 할 수있는 가난한 능력5. 또한 생체 내 모델은 일반적으로 설치류11,<sup class…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 일은 오하이오 주립 대학에 있는 화학과 생물 분자 공학의 윌리엄 G. Lowrie 부 및 포괄적인 암 센터에서 자금조달에 의해 지원되었습니다. 이 보고서에 제시된 데이터는 오하이오 주립 대학의 캠퍼스 현미경 및 이미징 시설에서 사용할 수 있는 Imaris x64(9.3.0 비트플레인)를 사용하여 처리된 이미지에서 나왔습니다. 이 시설은 보조금 P30 CA016058, 국립 암 연구소, 베데스다, MD에 의해 부분적으로 지원됩니다.

Materials

"The Big Easy" EasySep Magnet STEMCELL Technologies 18001 Magnet to use with neutrophil isolation kit
Cell Incubator Okolab 777057437 / 77057343 Okolab cage incubator for temperature and CO2 control
EasySep Human Neutrophil Isolation Kit STEMCELL Technologies 17957 Kit for immunomagnetic negative selection of human neutrophils
Eclipse Ti2 Nikon Instruments MEA54010 / MEF55037 Inverted research microscope
Escherichia coli (K-12 strain) BioParticles Texas Red conjugate Invitrogen E2863 Bioparticle powder, dissolve in water prior to addition to Zetag® array
Harris Uni-Core 8-mm biopsy punch Sigma Aldrich Z708925 To cut PDMS stamps
HetaSep STEMCELL Technologies 7906 Erythrocyte aggregation agent for separating buffy coat from red blood cells in fresh human blood
Hoechst 33342 Life Technologies H3570 Nucleus fluorescent stain
Human L1000 Array Raybiotech Inc. AAH-BLG-1000-4 High density array to detect 1000 human proteins
Human Serum Albumin (HSA) Sigma Aldrich A5843 Low endotoxin HSA, to prepare 2 % solutions in IMDM for isolated neutrophils
Iscove's Modified Dulbeccos' Medium (IMDM) Thermo Fisher Scientific 12440053 To resuspend isolated neutrophils
K2-EDTA tubes Thermo Fisher Scientific 02-657-32 Tubes for blood collection
Low Reflective Chrome Photomask Front Range Photomask N/A Dimensions 5" x 5" x 0.09" (L x W x D)
Microarray Scanner Perkin Elmer ASCNGX00 Fluorescence reader of protein patterned microdomains
Microscopy Image Analsysis Software – Imaris Bitplane 9.3.0 Software for automatic cell tracking analysis
NiS Elements Advanced Research Software Package Nikon Instruments MQS31100 Software for automatic live cell imaging and swarm size calculation
Poly-L-lysine fluorescein isothiocyanate (PLL-FITC) Sigma Aldrich P3069-10MG 30,000 – 70,000 MW PLL labeled with FITC, used to fluorescently label CP solution
SecureSeal 8-well Imaging Spacer Grace Bio-Labs 654008 8-well, 9-mm diameter, adhesive imaging spacer
Silicon Wafer University Wafer 590 Silicon 100 mm N/P (100) 0- 100 ohm-cm 500 μm SSP test
Spin Coater Laurell WS-650MZ-23NPPB Used to spincoat a 40-µm layer of photoresist onto silicon wafer
SU-8 2025 MicroChem 2025 Negative photoresist to make silicon master wafer
SU-8 Developer MicroChem Y020100 Photoresist developer. Remove non-crosslinked SU-8 2025 from silicon wafer
Sylgard 184 (polydimethylsiloxane, PDMS) Dow 1673921 2-part silicone elastomer kit for making microstamps and PDMS wells
UV Exposure Masking System Kloé UV-KUB 2 Used to crosslink photoresist on silicon wafer through chrome mask with UV light
Water Thermo Fisher Scientific A1287303 High quality water to dilute bioparticles
Zetag 8185 BASF 8185 Cationic polyelectrolyte (CP), powder, Copolymer of acrylamide and quaternized cationic monomer, forms "inking solution" for microstamping when dissolved in water
Zymosan A S. cerevisiae BioParticles Texas Red conjugate Invitrogen Z2843 Bioparticle powder, dissolve in water prior to addition to Zetag array

References

  1. Coffelt, S. B., Wellenstein, M. D., de Visser, K. E. Neutrophils in cancer: neutral no more. Nature Reviews Cancer. 16 (7), 431-446 (2016).
  2. Jones, C. N., et al. Microfluidic Platform for Measuring Neutrophil Chemotaxis from Unprocessed Whole Blood. Journal of Visualized Experiments. (88), 1-6 (2014).
  3. Ellett, F., et al. Diagnosis of sepsis from a drop of blood by measurement of spontaneous neutrophil motility in a microfluidic assay. Nature Biomedical Engineering. 2, 207-214 (2018).
  4. Malawista, S. E., Chevance de Boisfleury, A., Naccache, P. H. Inflammatory Gout: Observations over a Half-Century. The FASEB Journal. 25 (12), 4073-4078 (2011).
  5. Reátegui, E., et al. Microscale arrays for the profiling of start and stop signals coordinating human-neutrophil swarming. Nature Biomedical Engineering. 1 (7), 1-12 (2017).
  6. Morgan, A. S. Risk factors for infection in the trauma patient. Journal of the National Medical Association. 84 (12), 1019-1023 (1992).
  7. Szczerba, B. M., et al. Neutrophils escort circulating tumour cells to enable cell cycle progression. Nature. 566, 553-557 (2019).
  8. Treffers, L. W., Hiemstra, I. H., Kuijpers, T. W., van den Berg, T. K., Matlung, H. L. Neutrophils in cancer. Immunological Reviews. 273, 312-328 (2016).
  9. Grayson, P. C., Kaplan, M. J. At the Bench: Neutrophil extracellular traps (NETs) highlight novel aspects of innate immune system involvement in autoimmune diseases. Journal of Leukocyte Biology. 99 (2), 253-264 (2016).
  10. Lämmermann, T. In the eye of the neutrophil swarm–navigation signals that bring neutrophils together in inflamed and infected tissues. Journal of Leukocyte Biology. 100 (1), 55-63 (2016).
  11. Kienle, K., Lämmermann, T. Neutrophil swarming: an essential process of the neutrophil tissue response. Immunological Reviews. 273 (1), 76-93 (2016).
  12. de Oliveira, S., Rosowski, E. E., Huttenlocher, A. Neutrophil migration in infection and wound repair: going forward in reverse. Nature Reviews Immunology. 16 (6), 378-391 (2016).
  13. Lämmermann, T., et al. Neutrophil swarms require LTB4 and integrins at sites of cell death in vivo. Nature. 498 (7454), 371-375 (2013).
  14. Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  15. Coombes, J. L., Robey, E. A. Dynamic imaging of host-pathogen interactions in vivo. Nature Reviews Immunology. 10 (5), 353-364 (2010).
  16. Lämmermann, T. Cell migration: Arraying neutrophils in swarms. Nature Biomedical Engineering. 1 (7), 1-2 (2017).
  17. Powell, D. R., Huttenlocher, A. Neutrophils in the Tumor Microenvironment. Trends in Immunology. 37 (1), 41-52 (2016).
  18. Uribe-querol, E., Rosales, C. Neutrophils in Cancer: Two Sides of the Same Coin. Journal of Immunology Research. 2015, (2015).
  19. Underhill, D. M., Ozinsky, A. Toll-like receptors: Key mediators of microbe detection. Current Opinion in Immunology. 14 (1), 103-110 (2002).
  20. Netea, M. G., Van Der Meer, J. W., Kullberg, B. J. Recognition of fungal pathogens by toll-like receptors. Immunology of Fungal Infections. , 259-272 (2007).
  21. Thomas, C. J., Schroder, K. Pattern recognition receptor function in neutrophils. Trends in Immunology. 34 (7), 317-328 (2013).
  22. Prince, L. R., Whyte, M. K., Sabroe, I., Parker, L. C. The role of TLRs in neutrophil activation. Current Opinion in Pharmacology. 11 (4), 397-403 (2011).
  23. Tan, S. Y., Weninger, W. Neutrophil migration in inflammation: intercellular signal relay and crosstalk. Current Opinion in Immunology. 44, 34-42 (2017).
  24. Menezes, G. B., Rezende, R. M., Pereira-Silva, P. E. M., Klein, A., Cara, D. C., Francischi, J. N. Differential involvement of cyclooxygenase isoforms in neutrophil migration in vivo and in vitro. European Journal of Pharmacology. 598 (1-3), 118-122 (2008).
  25. Afonso, P. V., et al. LTB4 Is a Signal-Relay Molecule during Neutrophil Chemotaxis. Developmental Cell. 22 (5), 1079-1091 (2012).
  26. Gounni, A. S., et al. In Vivo Regulates Neutrophil Migration In Vitro and Chemorepellent Semaphorin 3E Negatively Chemorepellent Semaphorin 3E Negatively Regulates Neutrophil Migration In Vitro and In Vivo. The Journal of Immunology. 198, 1023-1033 (2017).
  27. Dumic, J., Dabelic, S., Flögel, M. Galectin-3: An open-ended story. Biochimica et Biophysica Acta – General Subjects. 1760 (4), 616-635 (2006).
  28. Padmanabhan Iyer, R., et al. Matrix metalloproteinase-9-dependent mechanisms of reduced contractility and increased stiffness in the aging heart. Proteomics – Clinical Applications. 10 (1), 92-107 (2016).
check_url/fr/60544?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Walters, N., Reátegui, E. Bioparticle Microarrays for Chemotactic and Molecular Analysis of Human Neutrophil Swarming in vitro. J. Vis. Exp. (156), e60544, doi:10.3791/60544 (2020).

View Video