Summary

Cycles de récupération de la vitesse musculaire pour examiner les propriétés de la membrane musculaire

Published: February 19, 2020
doi:

Summary

Présenté ici est un protocole pour l’enregistrement des cycles de récupération de vitesse musculaire (MVRCs), une nouvelle méthode d’examen des propriétés de la membrane musculaire. Les CARDIOM permettent une évaluation in vivo du potentiel de la membrane musculaire et des altérations de la fonction du canal ionique musculaire par rapport à la pathologie, et il permet la démonstration de la dépolarisation musculaire dans les muscles neurogènes.

Abstract

Bien que les études conventionnelles de conduction de nerf (NCS) et l’électromyographie (EMG) soient appropriées pour le diagnostic des désordres neuromusculaires, elles fournissent l’information limitée au sujet des propriétés de membrane de fibre de muscle et des mécanismes sous-jacents de maladie. Les cycles de récupération de la vitesse musculaire (MVRC) illustrent comment la vitesse d’un potentiel d’action musculaire dépend du temps après un potentiel d’action précédent. Les MVRC sont étroitement liés aux changements dans le potentiel membranaire qui suivent un potentiel d’action, fournissant ainsi des informations sur les propriétés de la membrane des fibres musculaires. Les MVRC peuvent être enregistrés rapidement et facilement par stimulation directe et enregistrement à partir de faisceaux multifibres in vivo. Les CARDIOM ont été utiles pour comprendre les mécanismes de la maladie dans plusieurs troubles neuromusculaires. Des études chez des patients atteints de canalopathies ont démontré les différents effets de mutations spécifiques du canal ionique sur l’excitabilité musculaire. Les CARDIOM ont déjà été testés chez des patients ayant des muscles neurogènes. Dans cette étude antérieure, la période relative de réfraction de muscle (MRRP) a été prolongée, et la supernormalité tôt (ESN) et la supernormalité en retard (LSN) ont été réduites dans les patients comparés aux contrôles sains. Par conséquent, les MVRC peuvent fournir des preuves in vivo de dépolarisation de membrane dans les fibres intactes de muscle humain qui sous-tendent leur excitabilité réduite. Le protocole présenté ici décrit comment enregistrer les CRVR et analyser les enregistrements. Les CARDIOM peuvent servir de méthode rapide, simple et utile pour révéler les mécanismes de la maladie dans un large éventail de troubles neuromusculaires.

Introduction

Les études de conduction nerveuse (NCS) et l’électromyographie (EMG) sont les méthodes électrophysiologiques conventionnelles utilisées pour le diagnostic des désordres neuromusculaires. NCS permet la détection de la perte axonale et la démyélinisation dans les nerfs1, tandis que EMG peut différencier si la myopathie ou des changements neurogènes sont présents dans le muscle en raison de lésions nerveuses. Cependant, NCS ou EMG fournissent des informations limitées sur les propriétés de la membrane des fibres musculaires et les mécanismes sous-jacents de la maladie. Cette information peut être réalisée à l’aide d’électrodes intracellulaires dans les muscles isolés des biopsies musculaires2,3,4. Cependant, il est d’importance clinique d’utiliser des méthodologies utilisant des enregistrements de muscles intacts chez les patients.

La vitesse d’une deuxième action de fibre musculaire change potentiel en fonction du retard après les5premiers , et cette fonction de récupération de vitesse (ou cycle de récupération) a été montré pour changer dans les muscles dystrophiques ou denervated. Le rendement de ces enregistrements à partir de fibres musculaires simples était, cependant, trop faible pour être utile comme un outil clinique6. Cependant, Z’Graggen et Bostock ont découvert plus tard que les enregistrements multifibres, obtenus par stimulation directe et l’enregistrement à partir du même faisceau de fibres musculaires, fournissent une méthode rapide et simple d’obtenir de tels enregistrements in vivo7. Une séquence de stimuli électriques d’impulsion appariés avec des intervalles interstimulus variables (ISIs) est utilisée dans cette méthode7,8,9,10,11.

Les paramètres évalués de MVRC incluent les suivants : 1) période réfractaire relative de muscle (MRRP), qui est la durée après un potentiel d’action de muscle jusqu’à ce que le potentiel d’action suivant puisse être obtenu ; 2) la supernormalité précoce (ESN); et 3) la supernormalité tardive (LSN). ESN et LSN sont les périodes après la période réfractaire au cours de laquelle les potentiels d’action sont effectués le long de la membrane musculaire plus rapidement que la normale. L’après-potentiel dépolarisant, et l’accumulation de potassium dans les t-tubules du muscle respectivement, sont supposés que les causes principales pour les deux périodes de supernormalité.

La large applicabilité des MVRC aux troubles musculaires a été montrée dans la détection de la dépolarisation de membrane dans l’ischémie7,10,12 et l’échec rénal13, ainsi que de fournir des informations sur les anomalies de la membrane musculaire dans la myopathie maladie critique14 et la myosite du corps d’inclusion15. La rampe de fréquence et les protocoles intermittents de simulation 15 Hz et 20 Hz ont depuis été introduits. MVRCs, ainsi que ces protocoles additionnels, ont démontré les différents effets sur l’excitabilité de la membrane musculaire liées à la perte de fonction ou des mutations du gain de fonction dans divers canaux d’ions musculaires dans les canalisations d’ions musculaires hérités (c.-à-d., myotonia du canal de sodium, paramyotonia congenita16, dystrophie myotonique17, syndrome d’Andersen-Tawil18, et myotonia congenita19,20).

Dans une étude récente, l’applicabilité des MVRC aux muscles neurogènes a été montrée pour la première fois. Le terme « muscle neurogène » désigne les changements secondaires dans les muscles squelettiques qui se développent sous forme de dénervation et de réinnervation après toute blessure aux cellules de corne antérieure ou aux axones moteurs. La dénervation est caractérisée dans eMG comme activité spontanée (c.-à-d., fibrillations [fibs] et ondes pointues positives [psws]), tandis que les grands potentiels d’unité moteur avec la durée prolongée et l’amplitude accrue présentent la réinnervation21. Les changements d’EMG sont évidents dans les muscles envahis, mais les changements cellulaires sous-jacents dans les potentiels de membrane de fibre de muscle ont été seulement démontrés dans des études expérimentales sur le tissu de muscle isolé2,3,4. Les CRVR fournissent un aperçu plus approfondi des propriétés de la membrane musculaire humaine in vivo en ce qui concerne le processus de dénervation.

Cet article décrit en détail la méthodologie des CRVR. Il résume également les changements dans les muscles neurogènes dans un sous-groupe de patients d’une étude précédemmentrapportée 22 et les sujets témoins sains qui permet de déterminer si la méthode est appropriée pour une étude planifiée.

Les enregistrements sont performants à l’aide d’un protocole d’enregistrement qui fait partie d’un logiciel. D’autres équipements utilisés sont un stimulateur de courant constant bipolaire linéaire isolé, un éliminateur de bruit de 50 Hz, un amplificateur d’électromyographie isolé et un convertisseur analogique au numérique.

Protocol

Tous les sujets doivent fournir un consentement écrit avant l’examen, et le protocole doit être approuvé par le comité local d’examen éthique approprié. Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le Comité régional d’éthique scientifique et l’Agence danoise de protection des données. 1. Préparation du sujet Évaluer les antécédents médicaux des sujets pour s’assurer qu’ils n’ont pas de troubles antérieurs du système nerveux autres que l…

Representative Results

Les résultats suivants ont été obtenus dans un sous-groupe de patients d’une étude récente22, dans laquelle il y avait des fibs/psws dans tous les emplacements montrant l’activité de dénervation abondante. Les résultats ont prouvé que les changements dans les fibres de muscle après denervation ont été évalués in vivo utilisant la technique de MVRC décrite dans ce protocole. Les CARDIOM ont montré des changements compatibles avec la dépolarisation du potentiel de membrane de re…

Discussion

Les CRVR, tels que programmés dans le logiciel d’enregistrement, sont une procédure hautement automatisée, mais il faut faire attention pour obtenir des résultats fiables. Au stade de l’enregistrement, tout en ajustant les aiguilles, il est important d’éviter de stimuler la zone de la plaque d’extrémité ou le nerf. Cela conduit généralement à de grandes secousses de l’ensemble du muscle, ce qui augmente le risque de déplacement de la stimulation et / ou l’aiguille d’enregistrement lors de l’enr…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette étude a été financée principalement par les deux subventions de la Fondation Lundbeck (numéro de subvention R191-2015-931 et numéro de subvention R290-2018-751). De plus, l’étude a été soutenue financièrement par le Programme de défi de la Fondation Novo Nordisk (numéro de subvention NNF14OC0011633) dans le cadre du Consortium international de neuropathie diabétique.

Materials

50 Hz Noise Eliminator Digitimer Ltd Humbug
Analogue-to-Digital Converter National Instruments NI-6221
Analysing software program Digitimer Ltd (copyright Institute of Neurology, University College, London) QtracP, MANAL9
Disposable concentric needle electrode, 25 mm x 30G Natus Dantec DCN
Disposable monopolar needle electrode, 25 mm x 26G Natus TECA elite
Isolated EMG amplifier Digitimer Ltd D440
Isolated linear bipolar constant-current stimulator Digitimer Ltd DS5
Software and recording protocol Digitimer Ltd (copyright Institute of Neurology, University College, London) QtracW software, M3REC3 recording protocol written by Hugh Bostock, Istitute of Neurology, London, UK)

References

  1. Tankisi, H., et al. Pathophysiology inferred from electrodiagnostic nerve tests and classification of polyneuropathies. Suggested guidelines. Clinical Neurophysiology. 116 (7), 1571-1580 (2005).
  2. Gregorio, C. C., Hudecki, M. S., Pollina, C. M., Repasky, E. A. Effects of denervation on spectrin concentration in avian skeletal muscle. Muscle and Nerve. 11 (4), 372-379 (1988).
  3. Kotsias, B. A., Venosa, R. Role of sodium and potassium permeabilities in the depolarization of denervated rat muscle fibers. Journal of Physiology. 392, 301-313 (1987).
  4. Kirsch, G. E., Anderson, M. F. Sodium channel kinetics in normal and denervated rabbit muscle membrane. Muscle and Nerve. 9 (8), 738-747 (1986).
  5. Stalberg, E. Propagation velocity in human muscle fibers in situ. Acta Physiologica Scandinava Supplementum. 287, 1 (1966).
  6. Mihelin, M., Trontelj, J. V., Stalberg, E. Muscle fiber recovery functions studied with double pulse stimulation. Muscle and Nerve. 14 (8), 739-747 (1991).
  7. Z’Graggen, W. J., Bostock, H. Velocity recovery cycles of human muscle action potentials and their sensitivity to ischemia. Muscle and Nerve. 39 (5), 616-626 (2009).
  8. Bostock, H., Tan, S. V., Boerio, D., Z’Graggen, W. J. Validity of multi-fiber muscle velocity recovery cycles recorded at a single site using submaximal stimuli. Clinical Neurophysiology. 123 (11), 2296-2305 (2012).
  9. Z’Graggen, W. J., Troller, R., Ackermann, K. A., Humm, A. M., Bostock, H. Velocity recovery cycles of human muscle action potentials: repeatability and variability. Clinical Neurophysiology. 122 (11), 2294-2299 (2011).
  10. Lee, J. H. F., Boland-Freitas, R., Ng, K. Sarcolemmal excitability changes in normal human aging. Muscle and Nerve. 57 (6), 981-988 (2018).
  11. Lee, J. H. F., Boland-Freitas, R., Ng, K. Physiological differences in sarcolemmal excitability between human muscles. Muscle and Nerve. 60 (4), 433-436 (2019).
  12. Humm, A. M., Bostock, H., Troller, R., Z’Graggen, W. J. Muscle ischaemia in patients with orthostatic hypotension assessed by velocity recovery cycles. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 82 (12), 1394-1398 (2011).
  13. Z’Graggen, W. J., et al. Velocity recovery cycles of human muscle action potentials in chronic renal failure. Clinical Neurophysiology. 121 (6), 874-881 (2010).
  14. Z’Graggen, W. J., et al. Muscle membrane dysfunction in critical illness myopathy assessed by velocity recovery cycles. Clinical Neurophysiology. 122 (4), 834-841 (2011).
  15. Lee, J. H., Boland-Freitas, R., Liang, C., Ng, K. Sarcolemmal depolarization in sporadic inclusion body myositis assessed with muscle velocity recovery cycles. Clinical Neurophysiology. 19 (31205-2), 1388 (2019).
  16. Tan, S. V., Z’Graggen, W. J., Hanna, M. G., Bostock, H. In vivo assessment of muscle membrane properties in the sodium channel myotonias. Muscle and Nerve. 57 (4), 586-594 (2018).
  17. Tan, S. V., et al. In vivo assessment of muscle membrane properties in myotonic dystrophy. Muscle and Nerve. 54 (2), 249-257 (2016).
  18. Tan, S. V., et al. Membrane dysfunction in Andersen-Tawil syndrome assessed by velocity recovery cycles. Muscle and Nerve. 46 (2), 193-203 (2012).
  19. Tan, S. V., et al. Chloride channels in myotonia congenita assessed by velocity recovery cycles. Muscle and Nerve. 49 (6), 845-857 (2014).
  20. Boland-Freitas, R., et al. Sarcolemmal excitability in the myotonic dystrophies. Muscle and Nerve. 57 (4), 595-602 (2018).
  21. Stalberg, E., et al. Standards for quantification of EMG and neurography. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).
  22. Witt, A., et al. Muscle velocity recovery cycles in neurogenic muscles. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1520-1527 (2019).
  23. Kristensen, R. S., et al. MScanFit motor unit number estimation (MScan) and muscle velocity recovery cycle recordings in amyotrophic lateral sclerosis patients. Clinical Neurophysiology. 130 (8), 1280-1288 (2019).
  24. Marrero, H. G., Stalberg, E. V. Optimizing testing methods and collection of reference data for differentiating critical illness polyneuropathy from critical illness MYOPATHIES. Muscle and Nerve. 53 (4), 555-563 (2016).
  25. Allen, D. C., Arunachalam, R., Mills, K. R. Critical illness myopathy: further evidence from muscle-fiber excitability studies of an acquired channelopathy. Muscle and Nerve. 37 (1), 14-22 (2008).
check_url/fr/60788?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Witt, A., Bostock, H., Z’Graggen, W. J., Tan, S. V., Kristensen, A. G., Kristensen, R. S., Larsen, L. H., Zeppelin, Z., Tankisi, H. Muscle Velocity Recovery Cycles to Examine Muscle Membrane Properties. J. Vis. Exp. (156), e60788, doi:10.3791/60788 (2020).

View Video