Summary

Applicazione di un sistema di bioreattore tridimensionale di stimolazione meccanica uniassiale per indurre la differenziazione tenogena delle cellule staminali derivate da Tendon

Published: August 01, 2020
doi:

Summary

Un sistema di bioreattore di stimolazione meccanica uniassiale tridimensionale è un bioreattore ideale per la differenziazione tenogenica-specifica delle cellule staminali derivate dal tendine e della formazione neo-tendina.

Abstract

La tendinopatia è una comune malattia cronica del tendine a cui si tratta di infiammazione e degenerazione in un’area ortopedica. Con un’elevata morbilità, una limitata capacità di auto-riparazione e, soprattutto, senza trattamenti definitivi, la tendinopatia influenza ancora negativamente la qualità della vita dei pazienti. Le cellule staminali derivate dal tendone (TDSC), come cellule precursori primarie delle cellule tendisuotiche, svolgono un ruolo essenziale sia nello sviluppo della tendinopatia, sia nel ripristino funzionale e strutturale dopo la tendinopatia. Pertanto, sarebbe utile un metodo che può in vitro imitare la differenziazione in vivo dei TDSC nelle cellule tendinee. Qui, il presente protocollo descrive un metodo basato su un sistema di stretching uniaxial tridimensionale (3D) per stimolare i TDSC a differenziarsi in tessuti simili a quelli tendoni. Ci sono sette stadi del protocollo attuale: isolamento dei topi TDSC, coltura ed espansione dei topi TDSC, preparazione del mezzo di coltura della stimolazione per la formazione di lamiere cellulari, formazione di lamiere cellulari mediante stimolazione in media, preparazione del costrutto di cellule staminali del tendine 3D, assemblaggio del complesso di stimolazione meccanica che si estende uniaxial e valutazione del tessuto tendineo stimolato meccanicamente stimolato in vitro. L’efficacia è stata dimostrata dall’istologia. L’intera procedura richiede meno di 3 settimane. Per promuovere la deposizione di matrici extracellulari, è stato utilizzato 4,4 mg/mL di acido ascorbico nel mezzo di coltura della stimolazione. Una camera separata con un motore lineare fornisce un carico meccanico accurato ed è portatile e facilmente regolabile, che viene applicato per il bioreattore. Il regime di carico nel protocollo attuale era di 4%, 0,25 Hz, 8 h, seguito da 16 h resto per 6 giorni. Questo protocollo potrebbe imitare la differenziazione cellulare nel tendine, che è utile per lo studio del processo patologico di tendinopatia. Inoltre, il tessuto tendineo è potenzialmente utilizzato per promuovere la guarigione del tendine in lesioni tendinee come un innesto autologo ingegnerizzato. Per riassumere, l’attuale protocollo è semplice, economico, riproducibile e valido.

Introduction

La tendinopatia è una delle lesioni sportive comuni. Si manifesta principalmente da dolore, gonfiore locale, diminuzione della tensione muscolare nella zona interessata, e disfunzione. L’incidenza della tendinopatia è elevata. La presenza di achille tendinopatia è più comune per i corridori di media e lunga distanza (fino al 29%), mentre la presenza di tendinopatia rotutare è anche alta negli atleti di pallavolo (45%), basket (32%), atletica leggera (23%), pallamano (15%) e calcio (13%)1 ,2,,,3,4. Tuttavia, a causa della limitata capacità di autoguarigione del tendine e della mancanza di trattamenti efficaci, la tendinopatia influenza ancora negativamente la vita dei pazienti6,7. Inoltre, la patogenesi della tendinopatia rimane poco chiara. Ci sono state molte indagini sulla sua patogenesi, principalmente tra cui “teoria dell’infiammazione”, “teoria della degenerazione”, “teoria dell’uso eccessivo”, e così via8. Attualmente, molti ricercatori credevano che la tendinopatia fosse dovuta al fallimento dell’autoriparazione ai microlesioni causati da un carico meccanico eccessivo delle esperienze tendineee9,10.

Le cellule staminali derivate dal tendone (TDSC), come cellule precursori primarie delle cellule tendiche, svolgono un ruolo essenziale nello sviluppo della tendinopatia e del ripristino funzionale e strutturale dopo la tendinopatia11,12,13. È stato riferito che la stimolazione meccanica dello stress potrebbe causare la proliferazione e la differenziazione di osteociti, osteoblasti, cellule muscolari lisce, fibroblasti, cellule staminali mesenchymal e altre cellule sensibili alla forza14,15,1616,17,18. Pertanto, i TDSC, come una delle cellule meccanosensibili e multipotenti, possono essere stimolati a differenziarsi con il caricamento meccanico19,20.

Tuttavia, diversi parametri di caricamento meccanico (forza di caricamento, frequenza di caricamento, tipo di caricamento e periodo di caricamento) possono indurre i TDSC a differenziarsi in diverse celle21. Pertanto, un regime di carico meccanico efficace e valido è molto significativo per la tenogenesi. Inoltre, esistono diversi tipi di bioreattori come sistemi di stimolazione attualmente utilizzati per fornire carico meccanico ai TDSC. I principi di ogni tipo di bioreattore sono diversi, quindi anche i parametri di caricamento meccanico corrispondenti ai diversi bioreattori sono diversi. Pertanto, è richiesto un protocollo di stimolazione semplice, economico e riproducibile, che include il tipo di bioreattore, il mezzo di stimolazione corrispondente e il regime di carico meccanico.

Il presente articolo descrive un metodo basato su un sistema di stretching uniassiale tridimensionale (3D) per stimolare i TDSC a differenziarsi in tessuto tendineo. Ci sono sette fasi del protocollo: isolamento dei topi TDSC, coltura ed espansione dei topi TDSC, preparazione del mezzo di coltura di stimolazione per la formazione di lamiere cellulari, formazione di lamiere cellulari mediante coltura nel mezzo di stimolazione, preparazione del costrutto di cellule staminali 3D, assemblaggio del complesso di stimolazione meccanica allungamento uniaxiale e valutazione del tessuto tendineo stimolato meccanicamente stimolato in vitro. L’intera procedura richiede meno di 3 settimane per ottenere il costrutto di cella 3D, che è molto meno di alcuni metodi esistenti22,23. Il presente protocollo ha dimostrato di essere in grado di indurre i TDSC a differenziarsi in tessuto tendineo, ed è più affidabile dell’attuale sistema di stretching bidimensionale (2D) comunemente usato21. L’efficacia è stata dimostrata dall’istologia. In breve, il presente protocollo è semplice, economico, riproducibile e valido.

Protocol

I metodi descritti sono stati approvati ed eseguiti in conformità con le linee guida e i regolamenti del Comitato Etico Animale dell’Università dell’Australia Occidentale. 1. Isolamento dei topi TDSC Eutanasia i topi C57BL/6 di 6-8 settimane da lussazione cervicale. Tendini rotulare di raccolta24 e tendini di Achille25. Tendini digerivi da uno con 6 mL di collagenasi di tipo I (3 mg/mL) per 3 h.NOTA: Poiché la…

Representative Results

Prima della stimolazione meccanica, i TDSC erano cresciuti al 100% di confluenza in mezzo completo e mostravano una morfologia ultrastrutturale disorganizzata (Figura 2A). Dopo 6 giorni di carico meccanico di stretching uniassiale, matrice extracellulare (ECM) e allineamenti cellulari erano ben orientati (Figura 2B). Le celle erano ben popolate e ben avvolte in ECM dopo il caricamento meccanico. La morfologia cellulare è stata presentata per essere allungata ed era più simile alla norm…

Discussion

Il tendine è un tessuto connettivo fibroso meccanosensibile. Secondo precedenti ricerche, l’eccesso di carico meccanico potrebbe portare a differenziazione osteogenica delle cellule staminali del tendine, mentre un carico insufficiente porterebbe a una struttura disordinata della fibra di collagene durante la differenziazione del tendine21.

Una visione comune è che la chiave per un bioreattore ideale è la capacità di simulare il microambiente cellulare in vitro a cu…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

La ricerca è stata condotta mentre l’autore stava ricevimentando “una borsa di studio della University of Western Australia International Fee e un premio post-laurea dell’Università dell’Australia Occidentale”. Questo lavoro è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (81802214).

Materials

Ascorbic acid Sigma-aldrich PHR1008-2G
Fetal bovine serum (FBS) Gibcoä by Life Technologies 1908361
Histology processor Leica TP 1020
Minimal Essential Medium (Alpha-MEM) Gibcoä by Life Technologies 2003802
Mouse Tendon Derived Stem Cell Isolated from Achilles tendons of 6- to 8-wk-old C57BL/6 mice. Then digested with type I collagenase (3 mg/ml; MilliporeSigma, Burlington, MA, USA) for 3 h and passed through a 70 mmcell strainer to yield single-cell suspensions.
Paraformaldehyde Sigma-aldrich 441244
Streptomycin and penicillin mixture Gibcoä by Life Technologies 15140122
Three-dimensional Uniaxial Mechanical Stimulation Bioreactor System Centre of Orthopaedic Translational Research, Medical School, University of Western Australia Available from the corresponding author upon request. Or make it according to our design* *Wang T, Lin Z, Day RE, et al. Programmable mechanical stimulation influences tendon homeostasis in a bioreactor system. Biotechnol Bioeng. 2013;110(5):1495–1507. doi:10.1002/bit.24809
Trypsin Gibcoä by Life Technologies 1858331

References

  1. Knobloch, K., Yoon, U., Vogt, P. M. Acute and overuse injuries correlated to hours of training in master running athletes. Foot & Ankle International. 29 (7), 671-676 (2008).
  2. Kujala, U. M., Sarna, S., Kaprio, J. Cumulative incidence of achilles tendon rupture and tendinopathy in male former elite athletes. Clinical Journal of Sport Medicine. 15 (3), 133-135 (2005).
  3. Lian, O. B., Engebretsen, L., Bahr, R. Prevalence of jumper’s knee among elite athletes from different sports: a cross-sectional study. The American Journal of Sports Medicine. 33 (4), 561-567 (2005).
  4. Zwerver, J., Bredeweg, S. W., vanden Akker-Scheek, I. Prevalence of Jumper’s knee among nonelite athletes from different sports: a cross-sectional survey. The American Journal of Sports Medicine. 39 (9), 1984-1988 (2011).
  5. van der Worp, H., et al. Risk factors for patellar tendinopathy: a systematic review of the literature. British Journal of Sports Medicine. 45 (5), 446-452 (2011).
  6. Lopez, R. G. L., Jung, H. -. G. Achilles tendinosis: treatment options. Clinics in Orthopedic Surgery. 7 (1), 1-7 (2015).
  7. Wren, T. A., Yerby, S. A., Beaupré, G. S., Carter, D. R. Mechanical properties of the human achilles tendon. Clinical Biomechanics. 16 (3), 245-251 (2001).
  8. Rees, J. D., Wilson, A. M., Wolman, R. L. Current concepts in the management of tendon disorders. Rheumatology. 45 (5), 508-521 (2006).
  9. Magnan, B., Bondi, M., Pierantoni, S., Samaila, E. The pathogenesis of Achilles tendinopathy: a systematic review. Foot and Ankle Surgery. 20 (3), 154-159 (2014).
  10. Riley, G. The pathogenesis of tendinopathy. A molecular perspective. Rheumatology. 43 (2), 131-142 (2004).
  11. Bi, Y., et al. Identification of tendon stem/progenitor cells and the role of the extracellular matrix in their niche. Nature Medicine. 13 (10), 1219-1227 (2007).
  12. Zhang, J., Wang, J. H. C. BMP-2 mediates PGE(2) -induced reduction of proliferation and osteogenic differentiation of human tendon stem cells. Journal of Orthopaedic Research. 30 (2), 47-52 (2012).
  13. Chen, L., et al. Synergy of tendon stem cells and platelet-rich plasma in tendon healing. Journal of Orthopaedic Research. 30 (6), 991-997 (2012).
  14. Wang, J., et al. Mechanical stimulation orchestrates the osteogenic differentiation of human bone marrow stromal cells by regulating HDAC1. Cell Death & Disease. 7 (5), 2221 (2016).
  15. Parvizi, M., Bolhuis-Versteeg, L. A. M., Poot, A. A., Harmsen, M. C. Efficient generation of smooth muscle cells from adipose-derived stromal cells by 3D mechanical stimulation can substitute the use of growth factors in vascular Tissue Engineeringineering. Biotechnology Journal. 11 (7), 932-944 (2016).
  16. Sun, L., et al. Effects of Mechanical Stretch on Cell Proliferation and Matrix Formation of Mesenchymal Stem Cell and Anterior Cruciate Ligament Fibroblast. Stem Cells International. 2016, 9842075 (2016).
  17. Lin, X., Shi, Y., Cao, Y., Liu, W. Recent progress in stem cell differentiation directed by material and mechanical cues. Biomedical Materials. 11 (1), 014109 (2016).
  18. Li, R., et al. Mechanical strain regulates osteogenic and adipogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells. Biomed Research International. 2015, 873251 (2015).
  19. Zhang, J., Wang, J. H. C. Characterization of differential properties of rabbit tendon stem cells and tenocytes. BMC Musculoskeletal Disorders. 11, 10-10 (2010).
  20. Liu, X., Chen, W., Zhou, Y., Tang, K., Zhang, J. Mechanical Tension Promotes the Osteogenic Differentiation of Rat Tendon-derived Stem Cells Through the Wnt5a/Wnt5b/JNK Signaling Pathway. Cellular Physiology and Biochemistry. 36 (2), 517-530 (2015).
  21. Wang, T., et al. 3D uniaxial mechanical stimulation induces tenogenic differentiation of tendon-derived stem cells through a PI3K/AKT signaling pathway. FASEB Journal. 32 (9), 4804-4814 (2018).
  22. Calve, S., et al. Engineering of functional tendon. Tissue Engineering. 10 (5-6), 755-761 (2004).
  23. Kostrominova, T. Y., Calve, S., Arruda, E. M., Larkin, L. M. Ultrastructure of myotendinous junctions in tendon-skeletal muscle constructs engineered in vitro. Histology & Histopathology. 24 (5), 541-550 (2009).
  24. Wagner, J. R., Taguchi, T., Cho, J. Y., Charavaryamath, C., Griffon, D. J. Evaluation of Stem Cell Therapies in a Bilateral Patellar Tendon Injury Model in Rats. Journal of Visualized Experiments. (133), e56810 (2018).
  25. Kurtaliaj, I., Golman, M., Abraham, A. C., Thomopoulos, S. Biomechanical Testing of Murine Tendons. Journal of Visualized Experiments. (152), e60280 (2019).
  26. Hsiao, M. Y., et al. The Effect of the Repression of Oxidative Stress on Tenocyte Differentiation: A Preliminary Study of a Rat Cell Model Using a Novel Differential Tensile Strain Bioreactor. International Journal of Molecular Sciences. 20 (14), (2019).
  27. Morita, Y., et al. The optimal mechanical condition in stem cell-to-tenocyte differentiation determined with the homogeneous strain distributions and the cellular orientation control. Biology Open. 8 (5), 0339164 (2019).
  28. Shukunami, C., Oshima, Y., Hiraki, Y. Molecular cloning of tenomodulin, a novel chondromodulin-I related gene. Biochemical and Biophysical Research Communications. 280 (5), 1323-1327 (2001).
  29. Murchison, N. D., et al. Regulation of tendon differentiation by scleraxis distinguishes force-transmitting tendons from muscle-anchoring tendons. Development. 134 (14), 2697-2708 (2007).
  30. Liu, W., et al. The atypical homeodomain transcription factor Mohawk controls tendon morphogenesis. Molecular and Cellular Biology. 30 (20), 4797-4807 (2010).
  31. Chang, J., Thunder, R., Most, D., Longaker, M. T., Lineaweaver, W. C. Studies in flexor tendon wound healing: neutralizing antibody to TGF-beta1 increases postoperative range of motion. Plastic and Reconstructive Surgery. 105 (1), 148-155 (2000).
  32. Bennett, N. T., Schultz, G. S. Growth factors and wound healing: biochemical properties of growth factors and their receptors. American Journal of Surgery. 165 (6), 728-737 (1993).
  33. Wòjciak, B., Crossan, J. F. The effects of T cells and their products on in vitro healing of epitenon cell microwounds. Immunology. 83 (1), 93-98 (1994).
  34. Marui, T., et al. Effect of growth factors on matrix synthesis by ligament fibroblasts. Journal of Orthopaedic Research. 15 (1), 18-23 (1997).
  35. Ni, M., et al. Engineered scaffold-free tendon tissue produced by tendon-derived stem cells. Biomaterials. 34 (8), 2024-2037 (2013).
  36. Trumbull, A., Subramanian, G., Yildirim-Ayan, E. Mechanoresponsive musculoskeletal tissue differentiation of adipose-derived stem cells. Biomedical Engineering Online. 15, 43 (2016).
  37. Wang, T., et al. Programmable mechanical stimulation influences tendon homeostasis in a bioreactor system. Biotechnology and Bioengineering. 110 (5), 1495-1507 (2013).
  38. Nirmalanandhan, V. S., et al. Effect of scaffold material, construct length and mechanical stimulation on the in vitro stiffness of the engineered tendon construct. Journal of Biomechanics. 41 (4), 822-828 (2008).
  39. Doroski, D. M., Levenston, M. E., Temenoff, J. S. Cyclic tensile culture promotes fibroblastic differentiation of marrow stromal cells encapsulated in poly(ethylene glycol)-based hydrogels. Tissue Engineeringineering. Part A. 16 (11), 3457-3466 (2010).
  40. Altman, G. H., et al. Advanced bioreactor with controlled application of multi-dimensional strain for Tissue Engineeringineering. Journal of Biomechanical Engineering. 124 (6), 742-749 (2002).
  41. Webb, K., et al. Cyclic strain increases fibroblast proliferation, matrix accumulation, and elastic modulus of fibroblast-seeded polyurethane constructs. Journal of Biomechanics. 39 (6), 1136-1144 (2006).
  42. Parent, G., Huppé, N., Langelier, E. Low stress tendon fatigue is a relatively rapid process in the context of overuse injuries. Annals of Biomedical Engineering. 39 (5), 1535-1545 (2011).
  43. Wang, T., et al. Bioreactor design for tendon/ligament engineering. Tissue Engineeringineering. Part B, Reviews. 19 (2), 133-146 (2013).
  44. Smith, R. K. Mesenchymal stem cell therapy for equine tendinopathy. Disability and Rehabilitation. 30 (20-22), 1752-1758 (2008).
  45. Godwin, E. E., Young, N. J., Dudhia, J., Beamish, I. C., Smith, R. K. Implantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells demonstrates improved outcome in horses with overstrain injury of the superficial digital flexor tendon. Journal of Equine Veterinary Science. 44 (1), 25-32 (2012).
  46. Lacitignola, L., Crovace, A., Rossi, G., Francioso, E. Cell therapy for tendinitis, experimental and clinical report. Veterinary Research Communications. 32, 33-38 (2008).
  47. Del Bue, M., et al. Equine adipose-tissue derived mesenchymal stem cells and platelet concentrates: their association in vitro and in vivo. Veterinary Research Communications. 32, 51-55 (2008).
  48. Awad, H. A., et al. Repair of patellar tendon injuries using a cell-collagen composite. Journal of Orthopaedic Research. 21 (3), 420-431 (2003).

Play Video

Citer Cet Article
Chen, Z., Chen, P., Ruan, R., Chen, L., Yuan, J., Wood, D., Wang, T., Zheng, M. H. Applying a Three-dimensional Uniaxial Mechanical Stimulation Bioreactor System to Induce Tenogenic Differentiation of Tendon-Derived Stem Cells. J. Vis. Exp. (162), e61278, doi:10.3791/61278 (2020).

View Video