Summary

Bruke et tredimensjonalt uniaxial mekanisk stimulering bioreactor system for å indusere tenogen differensiering av sene-avledede stamceller

Published: August 01, 2020
doi:

Summary

Et tredimensjonalt uniaxial mekanisk stimulering bioreaktorsystem er en ideell bioreaktor for tenogen-spesifikk differensiering av sene-avledede stamceller og neo-senedannelse.

Abstract

Tendinopati er en vanlig kronisk senesykdom knyttet til betennelse og degenerasjon i et ortopedisk område. Med høy sykelighet, begrenset selvreparerende kapasitet og, viktigst, ingen definitive behandlinger, påvirker tendinopati fortsatt pasientenes livskvalitet negativt. Sene-avledede stamceller (TDSCs), som primære forløperceller av seneceller, spiller en viktig rolle i både utviklingen av tendinopati, og funksjonell og strukturell restaurering etter tendinopati. Dermed vil en metode som in vitro etterligne in vivo differensiering av TDSCer i seneceller være nyttig. Her beskriver den nåværende protokollen en metode basert på et tredimensjonalt (3D) uniaxial stretching system for å stimulere TDSCs å differensiere til senelignende vev. Det er syv stadier av den nåværende protokollen: isolering av mus TDSCs, kultur og utvidelse av mus TDSCs, utarbeidelse av stimulering kultur medium for celleplatedannelse, cellearkdannelse ved kulturing i stimuleringsmedium, utarbeidelse av 3D sene stamcellekonstruksjon, montering av det uniaxial-stretching mekaniske stimuleringskomplekset, og evaluering av det mekaniske stimulerte in vitro senelignende vevet. Effektiviteten ble demonstrert av histologi. Hele prosedyren tar mindre enn 3 uker. For å fremme ekstracellulær matrisedeponering ble 4,4 mg/ml askorbinsyre brukt i stimuleringskulturmediet. Et separert kammer med en lineær motor gir nøyaktig mekanisk lasting og er bærbar og lett justert, som brukes for bioreaktoren. Lasteregimet i den nåværende protokollen var 6% belastning, 0,25 Hz, 8 h, etterfulgt av 16 h hvile i 6 dager. Denne protokollen kan etterligne celledifferensiering i senen, noe som er nyttig for undersøkelse av den patologiske prosessen med tendinopati. Videre, sene-lignende vev er potensielt brukt til å fremme sene healing i sene skade som en konstruert autolog graft. For å oppsummere er den nåværende protokollen enkel, økonomisk, reproduserbar og gyldig.

Introduction

Tendinopati er en av de vanlige idrettsskadene. Det manifesteres hovedsakelig av smerte, lokal hevelse, redusert muskelspenning i det berørte området og dysfunksjon. Forekomsten av tendinopati er høy. Tilstedeværelsen av Achilles tendinopati er mest vanlig for mellom- og langdistanseløpere (opptil 29%), mens tilstedeværelsen av patellar tendinopati er også høy i idrettsutøvere av volleyball (45%), basketball (32%), friidrett (23%), håndball (15%), og fotball (13%)1,2,3,4,5. Men på grunn av den begrensede selvhelbredende evnen til senen, og mangelen på effektive behandlinger, påvirker tendinopati fortsatt pasientenes liv negativt6,7. Videre er patogenesen av tendinopati fortsatt uklart. Det har vært mange undersøkelser om patogenesen, hovedsakelig inkludert “betennelsesteori”, “degenerasjonsteori”, “overforbruksteori”, og så videre8. I dag trodde mange forskere at tendinopati skyldtes den mislykkede selvreparasjonen til mikroskadene forårsaket av overdreven mekanisk lasting av seneopplevelsene9,10.

Sene-avledede stamceller (TDSCs), som primære forløperceller av seneceller, spiller en viktig rolle i både utvikling av tendinopati og funksjonell og strukturell restaurering etter tendinopati11,12,13. Det ble rapportert at mekanisk stressstimulering kan føre til spredning og differensiering av osteocytter, osteoblaster, glatte muskelceller, fibroblaster, mesenchymale stamceller og andre kraftfølsomme celler14,15,16,17,18. Derfor kan TDSCer, som en av mekanosensitive og multipotente celler, på samme måte stimuleres til å skille ved mekanisk lasting19,20.

Imidlertid kan ulike mekaniske lasteparametere (lastestyrke, lastefrekvens, lastingstype og lastingsperiode) indusere TDSCer for å skille seg inn i forskjellige celler21. Dermed er et effektivt og gyldig mekanisk lastingsregime svært viktig for tenogenese. Videre er det forskjellige typer bioreaktorer som stimuleringssystemer som i dag brukes for å gi mekanisk lasting til TDSCs. Prinsippene for hver type bioreaktor er forskjellige, så de mekaniske lasteparametrene som tilsvarer forskjellige bioreaktorer er også forskjellige. Derfor er en enkel, økonomisk og reproduserbar stimuleringsprotokoll etterspurt, inkludert typen bioreaktor, det tilsvarende stimuleringsmediet og det mekaniske lasteregimet.

Den nåværende artikkelen beskriver en metode basert på et tredimensjonalt (3D) uniaxial stretching system for å stimulere TDSCs å skille seg inn i senelignende vev. Det er syv stadier av protokollen: isolering av mus TDSCer, kultur og utvidelse av mus TDSCer, utarbeidelse av stimulering kultur medium for celleplatedannelse, cellearkdannelse ved kulturing i stimuleringsmedium, utarbeidelse av 3D sene stamcellekonstruksjon, montering av uniaxial-stretching mekanisk stimulering kompleks, og evaluering av mekanisk stimulert in vitro senelignende vev. Hele prosedyren tar mindre enn 3 uker å få 3D-cellekonstruksjonen, som er langt mindre enn noen eksisterende metoder22,23. Den nåværende protokollen har vist seg å være i stand til å indusere TDSCer å skille seg inn i senevev, og det er mer pålitelig enn dagens brukte todimensjonale (2D) stretching system21. Effektiviteten ble demonstrert av histologi. Kort sagt, den nåværende protokollen er enkel, økonomisk, reproduserbar og gyldig.

Protocol

Metodene som er beskrevet ble godkjent og utført i samsvar med retningslinjene og forskriftene til University of Western Australia Animal Ethics Committee. 1. Isolering av mus TDSCer Euthanize den 6-8 uker gamle C57BL/6 mus ved cervical dislokasjon. Harvest patellar sener24 og Achilles sener25. Fordøy sener fra en med 6 ml av type I collagenase (3 mg/ml) i 3 timer.MERK: Siden størrelsen på senen i musen er li…

Representative Results

Før mekanisk stimulering ble TDSCs dyrket til 100% samløpet i komplett medium og viste en uorganisert ultrastrukturell morfologi (figur 2A). Etter 6 dager med uniaxial strekking mekanisk lasting, ekstracellulær matrise (ECM) og celle justeringer var godt orientert (Figur 2B). Cellene var godt befolket og godt innhyllet i ECM etter mekanisk lasting. Cellemorfologi ble presentert for å være langstrakt og var mer lik normal senecelle sammenlignet med den uten strekking (figur 2…

Discussion

Senen er et mekanosensitivt fibrøs bindevev. Ifølge tidligere forskning, overflødig mekanisk lasting kan føre til osteogen differensiering av sene stamceller, mens utilstrekkelig lasting ville føre til uorden kollagen fiber struktur under sene differensiering21.

Et vanlig syn er at nøkkelen til en ideell bioreaktor er evnen til å simulere in vitro cellulær mikromiljø som celler in vivo gjennomgår. Derfor, etterligne in vivo normal stress miljø in vitro er nø…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forskningen ble utført mens forfatteren var i mottak av “en University of Western Australia International Fee Scholarship og en University Postgraduate Award ved The University of Western Australia”. Dette arbeidet ble støttet av National Natural Science Foundation of China (81802214).

Materials

Ascorbic acid Sigma-aldrich PHR1008-2G
Fetal bovine serum (FBS) Gibcoä by Life Technologies 1908361
Histology processor Leica TP 1020
Minimal Essential Medium (Alpha-MEM) Gibcoä by Life Technologies 2003802
Mouse Tendon Derived Stem Cell Isolated from Achilles tendons of 6- to 8-wk-old C57BL/6 mice. Then digested with type I collagenase (3 mg/ml; MilliporeSigma, Burlington, MA, USA) for 3 h and passed through a 70 mmcell strainer to yield single-cell suspensions.
Paraformaldehyde Sigma-aldrich 441244
Streptomycin and penicillin mixture Gibcoä by Life Technologies 15140122
Three-dimensional Uniaxial Mechanical Stimulation Bioreactor System Centre of Orthopaedic Translational Research, Medical School, University of Western Australia Available from the corresponding author upon request. Or make it according to our design* *Wang T, Lin Z, Day RE, et al. Programmable mechanical stimulation influences tendon homeostasis in a bioreactor system. Biotechnol Bioeng. 2013;110(5):1495–1507. doi:10.1002/bit.24809
Trypsin Gibcoä by Life Technologies 1858331

References

  1. Knobloch, K., Yoon, U., Vogt, P. M. Acute and overuse injuries correlated to hours of training in master running athletes. Foot & Ankle International. 29 (7), 671-676 (2008).
  2. Kujala, U. M., Sarna, S., Kaprio, J. Cumulative incidence of achilles tendon rupture and tendinopathy in male former elite athletes. Clinical Journal of Sport Medicine. 15 (3), 133-135 (2005).
  3. Lian, O. B., Engebretsen, L., Bahr, R. Prevalence of jumper’s knee among elite athletes from different sports: a cross-sectional study. The American Journal of Sports Medicine. 33 (4), 561-567 (2005).
  4. Zwerver, J., Bredeweg, S. W., vanden Akker-Scheek, I. Prevalence of Jumper’s knee among nonelite athletes from different sports: a cross-sectional survey. The American Journal of Sports Medicine. 39 (9), 1984-1988 (2011).
  5. van der Worp, H., et al. Risk factors for patellar tendinopathy: a systematic review of the literature. British Journal of Sports Medicine. 45 (5), 446-452 (2011).
  6. Lopez, R. G. L., Jung, H. -. G. Achilles tendinosis: treatment options. Clinics in Orthopedic Surgery. 7 (1), 1-7 (2015).
  7. Wren, T. A., Yerby, S. A., Beaupré, G. S., Carter, D. R. Mechanical properties of the human achilles tendon. Clinical Biomechanics. 16 (3), 245-251 (2001).
  8. Rees, J. D., Wilson, A. M., Wolman, R. L. Current concepts in the management of tendon disorders. Rheumatology. 45 (5), 508-521 (2006).
  9. Magnan, B., Bondi, M., Pierantoni, S., Samaila, E. The pathogenesis of Achilles tendinopathy: a systematic review. Foot and Ankle Surgery. 20 (3), 154-159 (2014).
  10. Riley, G. The pathogenesis of tendinopathy. A molecular perspective. Rheumatology. 43 (2), 131-142 (2004).
  11. Bi, Y., et al. Identification of tendon stem/progenitor cells and the role of the extracellular matrix in their niche. Nature Medicine. 13 (10), 1219-1227 (2007).
  12. Zhang, J., Wang, J. H. C. BMP-2 mediates PGE(2) -induced reduction of proliferation and osteogenic differentiation of human tendon stem cells. Journal of Orthopaedic Research. 30 (2), 47-52 (2012).
  13. Chen, L., et al. Synergy of tendon stem cells and platelet-rich plasma in tendon healing. Journal of Orthopaedic Research. 30 (6), 991-997 (2012).
  14. Wang, J., et al. Mechanical stimulation orchestrates the osteogenic differentiation of human bone marrow stromal cells by regulating HDAC1. Cell Death & Disease. 7 (5), 2221 (2016).
  15. Parvizi, M., Bolhuis-Versteeg, L. A. M., Poot, A. A., Harmsen, M. C. Efficient generation of smooth muscle cells from adipose-derived stromal cells by 3D mechanical stimulation can substitute the use of growth factors in vascular Tissue Engineeringineering. Biotechnology Journal. 11 (7), 932-944 (2016).
  16. Sun, L., et al. Effects of Mechanical Stretch on Cell Proliferation and Matrix Formation of Mesenchymal Stem Cell and Anterior Cruciate Ligament Fibroblast. Stem Cells International. 2016, 9842075 (2016).
  17. Lin, X., Shi, Y., Cao, Y., Liu, W. Recent progress in stem cell differentiation directed by material and mechanical cues. Biomedical Materials. 11 (1), 014109 (2016).
  18. Li, R., et al. Mechanical strain regulates osteogenic and adipogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells. Biomed Research International. 2015, 873251 (2015).
  19. Zhang, J., Wang, J. H. C. Characterization of differential properties of rabbit tendon stem cells and tenocytes. BMC Musculoskeletal Disorders. 11, 10-10 (2010).
  20. Liu, X., Chen, W., Zhou, Y., Tang, K., Zhang, J. Mechanical Tension Promotes the Osteogenic Differentiation of Rat Tendon-derived Stem Cells Through the Wnt5a/Wnt5b/JNK Signaling Pathway. Cellular Physiology and Biochemistry. 36 (2), 517-530 (2015).
  21. Wang, T., et al. 3D uniaxial mechanical stimulation induces tenogenic differentiation of tendon-derived stem cells through a PI3K/AKT signaling pathway. FASEB Journal. 32 (9), 4804-4814 (2018).
  22. Calve, S., et al. Engineering of functional tendon. Tissue Engineering. 10 (5-6), 755-761 (2004).
  23. Kostrominova, T. Y., Calve, S., Arruda, E. M., Larkin, L. M. Ultrastructure of myotendinous junctions in tendon-skeletal muscle constructs engineered in vitro. Histology & Histopathology. 24 (5), 541-550 (2009).
  24. Wagner, J. R., Taguchi, T., Cho, J. Y., Charavaryamath, C., Griffon, D. J. Evaluation of Stem Cell Therapies in a Bilateral Patellar Tendon Injury Model in Rats. Journal of Visualized Experiments. (133), e56810 (2018).
  25. Kurtaliaj, I., Golman, M., Abraham, A. C., Thomopoulos, S. Biomechanical Testing of Murine Tendons. Journal of Visualized Experiments. (152), e60280 (2019).
  26. Hsiao, M. Y., et al. The Effect of the Repression of Oxidative Stress on Tenocyte Differentiation: A Preliminary Study of a Rat Cell Model Using a Novel Differential Tensile Strain Bioreactor. International Journal of Molecular Sciences. 20 (14), (2019).
  27. Morita, Y., et al. The optimal mechanical condition in stem cell-to-tenocyte differentiation determined with the homogeneous strain distributions and the cellular orientation control. Biology Open. 8 (5), 0339164 (2019).
  28. Shukunami, C., Oshima, Y., Hiraki, Y. Molecular cloning of tenomodulin, a novel chondromodulin-I related gene. Biochemical and Biophysical Research Communications. 280 (5), 1323-1327 (2001).
  29. Murchison, N. D., et al. Regulation of tendon differentiation by scleraxis distinguishes force-transmitting tendons from muscle-anchoring tendons. Development. 134 (14), 2697-2708 (2007).
  30. Liu, W., et al. The atypical homeodomain transcription factor Mohawk controls tendon morphogenesis. Molecular and Cellular Biology. 30 (20), 4797-4807 (2010).
  31. Chang, J., Thunder, R., Most, D., Longaker, M. T., Lineaweaver, W. C. Studies in flexor tendon wound healing: neutralizing antibody to TGF-beta1 increases postoperative range of motion. Plastic and Reconstructive Surgery. 105 (1), 148-155 (2000).
  32. Bennett, N. T., Schultz, G. S. Growth factors and wound healing: biochemical properties of growth factors and their receptors. American Journal of Surgery. 165 (6), 728-737 (1993).
  33. Wòjciak, B., Crossan, J. F. The effects of T cells and their products on in vitro healing of epitenon cell microwounds. Immunology. 83 (1), 93-98 (1994).
  34. Marui, T., et al. Effect of growth factors on matrix synthesis by ligament fibroblasts. Journal of Orthopaedic Research. 15 (1), 18-23 (1997).
  35. Ni, M., et al. Engineered scaffold-free tendon tissue produced by tendon-derived stem cells. Biomaterials. 34 (8), 2024-2037 (2013).
  36. Trumbull, A., Subramanian, G., Yildirim-Ayan, E. Mechanoresponsive musculoskeletal tissue differentiation of adipose-derived stem cells. Biomedical Engineering Online. 15, 43 (2016).
  37. Wang, T., et al. Programmable mechanical stimulation influences tendon homeostasis in a bioreactor system. Biotechnology and Bioengineering. 110 (5), 1495-1507 (2013).
  38. Nirmalanandhan, V. S., et al. Effect of scaffold material, construct length and mechanical stimulation on the in vitro stiffness of the engineered tendon construct. Journal of Biomechanics. 41 (4), 822-828 (2008).
  39. Doroski, D. M., Levenston, M. E., Temenoff, J. S. Cyclic tensile culture promotes fibroblastic differentiation of marrow stromal cells encapsulated in poly(ethylene glycol)-based hydrogels. Tissue Engineeringineering. Part A. 16 (11), 3457-3466 (2010).
  40. Altman, G. H., et al. Advanced bioreactor with controlled application of multi-dimensional strain for Tissue Engineeringineering. Journal of Biomechanical Engineering. 124 (6), 742-749 (2002).
  41. Webb, K., et al. Cyclic strain increases fibroblast proliferation, matrix accumulation, and elastic modulus of fibroblast-seeded polyurethane constructs. Journal of Biomechanics. 39 (6), 1136-1144 (2006).
  42. Parent, G., Huppé, N., Langelier, E. Low stress tendon fatigue is a relatively rapid process in the context of overuse injuries. Annals of Biomedical Engineering. 39 (5), 1535-1545 (2011).
  43. Wang, T., et al. Bioreactor design for tendon/ligament engineering. Tissue Engineeringineering. Part B, Reviews. 19 (2), 133-146 (2013).
  44. Smith, R. K. Mesenchymal stem cell therapy for equine tendinopathy. Disability and Rehabilitation. 30 (20-22), 1752-1758 (2008).
  45. Godwin, E. E., Young, N. J., Dudhia, J., Beamish, I. C., Smith, R. K. Implantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells demonstrates improved outcome in horses with overstrain injury of the superficial digital flexor tendon. Journal of Equine Veterinary Science. 44 (1), 25-32 (2012).
  46. Lacitignola, L., Crovace, A., Rossi, G., Francioso, E. Cell therapy for tendinitis, experimental and clinical report. Veterinary Research Communications. 32, 33-38 (2008).
  47. Del Bue, M., et al. Equine adipose-tissue derived mesenchymal stem cells and platelet concentrates: their association in vitro and in vivo. Veterinary Research Communications. 32, 51-55 (2008).
  48. Awad, H. A., et al. Repair of patellar tendon injuries using a cell-collagen composite. Journal of Orthopaedic Research. 21 (3), 420-431 (2003).

Play Video

Citer Cet Article
Chen, Z., Chen, P., Ruan, R., Chen, L., Yuan, J., Wood, D., Wang, T., Zheng, M. H. Applying a Three-dimensional Uniaxial Mechanical Stimulation Bioreactor System to Induce Tenogenic Differentiation of Tendon-Derived Stem Cells. J. Vis. Exp. (162), e61278, doi:10.3791/61278 (2020).

View Video