Tracciato anatomico e funzionale combinato in vivo dei terminali del glutammato dell'area tegmentale ventrale nell'ippocampo
Summary
L’attuale protocollo dimostra un metodo semplice per tracciare le proiezioni del glutammato dell’area tegmentale ventrale (VTA) all’ippocampo. La fotostimolazione dei neuroni del glutammato VTA è stata combinata con la registrazione CA1 per dimostrare come i terminali del glutammato VTA modulano la presunta velocità di attivazione piramidale di CA1 in vivo.
Abstract
La modulazione optogenetica delle sotto-popolazioni neuronali nel cervello ha permesso ai ricercatori di sezionare circuiti neurali in vivo ed ex vivo. Ciò fornisce una premessa per determinare il ruolo dei tipi di neuroni all’interno di un circuito neurale e il loro significato nella codifica delle informazioni relative all’apprendimento. Allo stesso modo, il metodo può essere utilizzato per testare il significato fisiologico di due o più regioni cerebrali collegate in animali svegli e anestetizzati. Il presente studio dimostra come i neuroni del glutammato VTA modulano il tasso di attivazione dei neuroni piramidali putativi nel CA1 (ippocampo) dei topi anestetizzati. Questo protocollo utilizza l’etichettatura dipendente dal virus adeno-associato (AAV) dei neuroni del glutammato VTA per il tracciamento dei terminali presinaptici del glutammato VTA negli strati dell’ippocampo. L’espressione di opsina controllata dalla luce (channelrhodopsin; hChR2) e proteina di fluorescenza (eYFP) ospitata dal vettore AAV ha permesso il tracciamento anterogrado dei terminali del glutammato VTA e la fotostimolazione dei corpi delle cellule neuronali del glutammato VTA (nel VTA). Elettrodi di silicio acuto ad alta impedenza sono stati posizionati nel CA1 per rilevare risposte multi-unità e singola unità alla fotostimolazione VTA in vivo. I risultati di questo studio dimostrano la distribuzione dipendente dallo strato dei terminali presinaptici del glutammato VTA nell’ippocampo (CA1, CA3 e DG). Inoltre, la fotostimolazione dei neuroni del glutammato VTA ha aumentato il tasso di attivazione e scoppio delle presunte unità piramidali CA1 in vivo.
Introduction
Nell’ultimo decennio, è stata sviluppata una serie di strumenti genetici per aumentare la specificità della modulazione di tipo neuronale e la mappatura di reti neurali complesse1. In particolare, i virus neurotropici con una capacità intrinseca di infettare e replicarsi nelle cellule neuronali sono stati utilizzati per esprimere o ablare proteine specifiche in sottotipi di neuroni. Quando ospitano proteine di fluorescenza o indicatori di attività sinaptica geneticamente codificati, i vettori AAV trasfettate etichettano e delineano le reti neurali attraverso le regioni del cervello2,3. La scelta di un promotore nel costrutto AAV dirige l’espressione del vettore in tipi di neuroni con un certo livello di specificità (espressionepromotore-dipendente). Tuttavia, attraverso la ricombinazione Cre-lox, i costrutti AAV vengono distribuiti con maggiore specificità per l’etichettatura dei neuroni4,5,6,7. Da notare, le ossine microbiche fotoattivate e le proteine di fluorescenza confezionate in vettori AAV possono essere espresse in vari sottotipi di neuroni8e sono ideali per l’imaging, il tracciamento del circuito di tipo neuronale e la fotomodulazione9,10.
I costrutti AAV iniettati stereotassicamente in una regione del cervello (o nucleo) guidano l’espressione della proteina reporter nei terminali soma, dendrite e assoni. L’espressione neurale di AAV che ospita un gene reporter (eYFP) facilita l’etichettatura dei corpi cellulari neuronali e il tracciamento anatomico delle proiezioni da e verso altre regioni del cervello11,12,13,14. I costrutti AAV-eYFP che trasportano l’opsina controllata dalla luce (ad esempio, hChR2), possono essere utilizzati come strumento per l’imaging6,15 e il tracciamento fisiologico basato sulla stimolazione delle proiezioni neurali per indirizzare le aree cerebrali in vivo16. A seconda del sierotipo AAV, la direzione dell’etichettatura dei neuroni può essere anterograda o retrograda11,12. Studi precedenti hanno stabilito che AAV5 viaggia anterogradamente nei neuroni12. Pertanto, la fotostimolazione dei corpi cellulari che esprimono hChR2 produce effetti presinaptici altrove nel cervello (target)17.
Qui, AAV (sierotipo 5) con un promotore CaMKIIα è stato utilizzato per esprimere eYFP (reporter) e hChR2 (opsina) nei neuroni del glutammato VTA e nelle proiezioni assonali. I risultati di questo studio dimostrano la distribuzione dipendente dallo strato dei terminali presinaptici VTA-glutammato nelle regioni ippocampali CA1, CA3 e DG. Inoltre, la fotostimolazione dei neuroni del glutammato VTA ha aumentato i tassi di attivazione di CA1 multi-unità e singola unità in vivo rispetto ai valori basali. Questo protocollo utilizza strumenti a prezzi accessibili e software disponibili in commercio che possono aumentare la qualità dei dati ottenuti da esperimenti di tracciamento dei circuiti neurali.
Protocol
Representative Results
Discussion
Negli ultimi dieci anni, la progettazione dei costrutti AAV è progredita in modo significativo. Come tale, più promotori neuronali specifici sono stati incorporati in una serie di sierotipi AAV per una migliore specificità della trasfezione14. Combinando geni per proteine di fluorescenza, trasportatori, recettori e canali ionici, esistono ora librerie di AAV per l’imaging, la neuromodulazione e il rilevamento dell’attività sinaptica. Nei costrutti AAV disponibili in commercio, una combinazione…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Questo lavoro è finanziato dalla CBS Bridging Grant assegnata a OOM. OOM, PAA e AS hanno progettato lo studio ed eseguito gli esperimenti. AS e PAA hanno analizzato i risultati. OOM e PAA hanno preparato il manoscritto. Ringraziamo il Dr. Karl Disseroth (Stanford University) per aver reso l’AAV disponibile per il nostro uso.
Materials
| 3% Hydrogen peroxide | Fisher chemical | H312 | |
| AAV-CaMKIIα-ChR2-eGYP | Addgene | Plasmid #26969 | |
| BNC cable | Amazon | ||
| BNC Splitter | Amazon | ||
| Ceramic Split Mating Sleeve for Ø1.25mm Ferrules. | Thorlabs | ADAL1-5 | |
| Drill | Dremel | LR 39098 | |
| Gelatin coated slides | Fisher scientific | OBSLD01CS | |
| Hamilton's syringe (Neuros) | WPI Inc. | 06H | |
| Head stage adapter | Neuronexus | Adpt-Q4-OM32 | |
| High impedance silicon probe | Neuronexus | Q1x1-tet-5mm-121-CQ4 | |
| INTAN 512ch Recording Controller | INTAN | RHD2000 | |
| Iodine solution | Dynarex | 1425 | |
| Isoflurane | Piramal | NDC 66794-017-25 | |
| Ketamine | Spectrum | K1068 | |
| LED Driver | Thorlabs | LEDD1B | |
| LED light source (470 nm)-blue light | Thorlabs | M470F3 | |
| Micromanipulator | Narishige | M0-203 | |
| Optic fiber | Thorlabs | CFMLC14L05 | |
| Pan head philips screw (M0.6 X 2mm) | Amazon | M0.6 X 2mm | |
| Pre-amplifier headstage (32 Channel) | INTAN | C3314 | |
| Stereotaxic frame | Kopf | 1530 | |
| TTL pulser | Prizmatix | 4031 | |
| Urethane | Sigma | U2500 | |
| Xylazine | Alfa Aesar | J61430 | |
| Software | Company | Version | |
| Graphpad Prism | |||
| Intan Recording Controller | |||
| Neuroexplorer | |||
| Plexon Offline Spike Sorter | |||
| ACSF Composition: | |||
| oxygenated ACSF with 95% Oxygen/5%CO2 constantly being bubbled through the ACSF (ACSF; in mM 125 NaCl, 25 NaHCO3, 3 KCl, 1.25 NaH2PO4, 1 MgCl2, 2 CaCl2 and 25 Glucose). |
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