JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Environnement

Koppling av koldioxidavskiljning från ett kraftverk med halvautomatiserade öppna racewaydammar för odling av mikroalger

Published: August 14, 2020
doi:
10.3791/61498
, , ,
1Department of Chemical and Environmental Engineering,University of Arizona, 2Department of Biosystems Engineering,University of Arizona, 3Department of Biomedical Engineering,University of Arizona

Summary

Ett protokoll beskrivs för att utnyttja koldioxiden i naturgaskraftverkets rökgas för att odla mikroalger i öppna racewaydammar. Rökgasinjektionen styrs med en pH-sensor och mikroalgernas tillväxt övervakas med realtidsmätningar av optisk densitet.

Abstract

I USA kommer 35% av de totala koldioxidutsläppen (CO2) från elkraftindustrin, varav 30% representerar naturgasproduktion. Mikroalger kan biofixera CO2 10 till 15 gånger snabbare än växter och omvandla algbiomassa till produkter av intresse, såsom biobränslen. Således presenterar denna studie ett protokoll som visar de potentiella synergierna av mikroalgodling med ett naturgaskraftverk beläget i sydvästra USA i ett varmt halvtorrt klimat. Toppmodern teknik används för att öka avskiljningen och utnyttjandet av koldioxid via grönalgarten Chlorella sorokiniana, som kan bearbetas vidare till biobränsle. Vi beskriver ett protokoll som involverar en halvautomatiserad öppen racewaydamm och diskuterar resultaten av dess prestanda när den testades vid Tucson Electric Power Plant, i Tucson, Arizona. Rökgas användes som den huvudsakliga kolkällan för att kontrollera pH, och Chlorella sorokiniana odlades. Ett optimerat medium användes för att odla algerna. Mängden CO2 som tillfördes systemet som en funktion av tiden övervakades noggrant. Dessutom övervakades andra fysikalisk-kemiska faktorer som påverkar algtillväxthastigheten, biomassaproduktiviteten och kolfixeringen, inklusive optisk densitet, upplöst syre (DO), elektroledningsförmåga (EC) och luft- och dammtemperaturer. Resultaten indikerar att ett mikroalgutbyte på upp till 0,385 g/l askfri torrvikt kan uppnås, med en lipidhalt på 24 %. Genom att utnyttja synergistiska möjligheter mellanutsläppare av koldioxid och algodlare kan man tillhandahålla de resurser som krävs för att öka avskiljningen av koldioxid och samtidigt stödja en hållbar produktion av algbiobränslen och bioprodukter.

Introduction

Den globala uppvärmningen är en av de viktigaste miljöfrågorna som världen står inför idag1. Studier tyder på att den främsta orsaken är ökningen av utsläppen av växthusgaser, främstCO 2, i atmosfären på grund av mänskliga aktiviteter 2,3,4,5,6,7. I USA kommer den största densitetenav koldioxidutsläpp främst från förbränning av fossila bränslen inom energisektorn, särskilt elkraftverk 3,7,8,9. Således har teknik för avskiljning och användning av koldioxid (CCU) framstått som en av de viktigaste strategierna för att minska växthusgasutsläppen 2,7,10. Dessa inkluderar biologiska system som använder solljus för att omvandla CO2 och vatten via fotosyntes, i närvaro av näringsämnen, till biomassa. Användningen av mikroalger har föreslagits på grund av den snabba tillväxttakten, den högaCO2-fixeringsförmågan och den höga produktionskapaciteten. Dessutom har mikroalger en bred bioenergipotential eftersom biomassan kan omvandlas till produkter av intresse, såsom biobränslen som kan ersätta fossila bränslen 7,9,10,11,12.

Mikroalger kan växa och uppnå biologisk omvandling i en mängd olika odlingssystem eller reaktorer, inklusive öppna racewaydammar och slutna fotobioreaktorer 13,14,15,16,17,18,19. Forskare har studerat fördelarna och begränsningarna som avgör bioprocessens framgång i båda odlingssystemen, antingen inomhus eller utomhus 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Öppna racewaydammar är de vanligaste odlingssystemen för avskiljning och utnyttjande av koldioxid i situationer där rökgas kan distribueras direkt från stacken. Denna typ av odlingssystem är relativt billigt, är lätt att skala upp, har låga energikostnader och har låga energikrav för blandning. Dessutom kan dessa system enkelt samlokaleras med kraftverket för att göra CCU-processen effektivare. Det finns dock vissa nackdelar som måste beaktas, såsom begränsningen iCO2-gas / vätskemassöverföring. Även om det finns begränsningar har öppna racewaydammar föreslagits som det lämpligaste systemet för produktion av mikroalgbiobränsle utomhus 5,9,11,16,20.

I den här artikeln beskriver vi en metod för odling av mikroalger i öppna racewaydammar som kombinerar koldioxidavskiljning från rökgasen i ett naturgaskraftverk. Metoden består av ett halvautomatiserat system som styr rökgasinjektionen baserat på odlingens pH; systemet övervakar och registrerar Chlorella sorokiniana odlingsstatus i realtid med hjälp av optisk densitet, upplöst syre (DO), elektroledningsförmåga (EC) och luft- och dammtemperatursensorer. Data om algbiomassa och rökgasinjektion samlas in av en datalogger var 10:e minut vid Tucson Electric Power-anläggningen. Underhåll av algstammar, uppskalning, kvalitetskontrollmätningar och karakterisering av biomassa (t.ex. korrelation mellan optisk densitet, g / L och lipidinnehåll) utförs i laboratoriemiljö vid University of Arizona. Ett tidigare protokoll skisserade en metod för att optimera rökgasinställningarna för att främja mikroalgtillväxt i fotobioreaktorer via datorsimulering26. Protokollet som presenteras här är unikt genom att det använder öppna racewaydammar och är utformat för att implementeras på plats vid ett naturgaskraftverk för att direkt utnyttja rökgasen som produceras. Dessutom är optiska densitetsmätningar i realtid en del av protokollet. Systemet som beskrivs är optimerat för ett varmt halvtorrt klimat (Köppen BSh), som uppvisar låg nederbörd, betydande variation i nederbörd från år till år, låg relativ luftfuktighet, höga avdunstningshastigheter, klar himmel och intensiv solstrålning27.

Protocol

1. Tillväxtsystem: utomhus öppna raceway damminställningar Ställ in de öppna racewaydammarna nära rökgaskällan (som innehåller 8–10 % CO2). Se till att vatten och el finns tillgängligt vid dammreaktorns plats och att reaktorn inte är i skuggan större delen av dagen (figur 1). Fånga rökgas under efterförbränningsprocessen med en 0,95 cm bränsleslang, några meter innan rökgasen kommer in i stapeln för att släppas ut i atmosfären (<strong c…

Representative Results

Tidigare experimentella resultat från vårt laboratorium indikerar att mikroalgodling med hjälp av en halvautomatiserad öppen racewaydamm kan kombineras med kolavskiljningsprocesser. För att bättre förstå synergin mellan dessa två processer (figur 2) utvecklade vi ett protokoll och skräddarsydde det för odling av grönalgarten Chlorella sorokiniana under utomhusförhållanden i ett varmt halvtorrt klimat. Naturgas rökgas erhölls från ett industriellt kraftproduktionsver…

Discussion

I denna studie visar vi att synergistiskt koppling av rökgaskolavskiljning och mikroalgodling är möjlig i ett varmt halvtorrt klimat. Det experimentella protokollet för det halvautomatiserade raceway-dammsystemet integrerar toppmodern teknik för att övervaka relevanta parametrar i realtid som korrelerar med algtillväxt när rökgas används som kolkälla. Det föreslagna protokollet är avsett att minska osäkerheten vid algodling, vilket är en av de största nackdelarna med racewaydammar<…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete stöddes genom regionala Algal Feedstock Testbed-projektet, U.S. Department of Energy DE-EE0006269. Vi tackar också Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, UA-kraftverkspersonal och TEP-kraftverkspersonal för all deras hjälp.

Materials

Adjustable speed motor (paddle wheel system) Leeson 174307 Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boats Fisher Scientific 08-732-102 Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH₄)₅[Fe(C₆H₄O₇)₂] Fisher Scientific 1185 – 57 – 5 Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium Phosphate Sigma-Aldrich 7722-76-1 This chemical is used for the optimized medium
Ampicillin sodium salt Sigma Aldrich A9518-5G This chemical is used for avoiding algae contamination
Autoclave Amerex Instrument Inc Hirayama HA300MII
Bacto agar Fisher Scientific BP1423500 Fisher BioReagents Granulated Agar
Bleach Clorox Germicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3) Fisher Scientific 10043-35-3 Trace Elelements: Boric acid
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O) Sigma-Aldrich 10035-04-8 Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L) Nalgene – Thermo Fisher Scientific 2250-0050PK Polypropylene Carboy w/Handles
Centrifuge Beckman Coulter, Inc J2-21
Chloroform Sigma-Aldrich 67-66-3 This chemical is used for lipid extraction
Citraplex 20% Iron Loveland Products SDS No. 1000595582 -17-LPI https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O) Sigma-Aldrich 10026-22-9 Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
Compressor Makita MAC700 This equipment is used for the injection CO2 system
Control Valve Sierra Instruments SmartTrak 100 This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O) Sigma-Aldrich 7758-99-8 Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000 Scientific Campbell CR3000 This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data
Dissolvde Oxygen Solution Campbell Scientific 14055 Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 – Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probe Sensorex  DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solution Ricca Chemical Company 2245 – 32 ( R2245000-1A ) Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl)
Electroconductivity probe sensor Hanna Instruments HI3003/D Flow-thru Conductivity Probe – NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O) Sigma-Aldrich 6381-92-6 Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
Filters Fisher Scientific 09-874-48 Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
Flasks Fisher scientific 09-552-40 Pyrex Fernbach Flasks
Furnace Hogentogler Model: F6020C-80 Thermo Sicentific Thermolyne F6020C – 80 Muffle Furnace
Glass dessicator VWR International LLC 75871-430 Type 150, 140 mm of diameter
Glass funnel Fisher Scientific FB6005865 Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hood Fisher Hamilton Safeair Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O) Fisher Scientific 10034 – 99 – 8 Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
Methanol Sigma-Aldrich 67-56-1 Lipid extraction solvent
Micro bubble Diffuser Pentair Aquatic Eco-Systems 1PMBD075 This equipment is used for the injection CO2 system
Microalgae: Chlorella Sorokiniana NAABB DOE 1412
Microoscope Carl Zeiss 4291097
Microwave assistant extraction MARS, CEM Corportation CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2O Sigma-Aldrich 13446-34-9 Manganese(II) chloride tetrahydrate
Mortars Fisher Scientific FB961B Fisherbrand porcelein mortars
Nitrogen evaporator Organomation N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System)
Oven VWR International LLC 89511-410 Forced Air Oven
Paddle Wheel 8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor.
Paddle wheel motor Leeson M1135042.00 Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
Pestles Fisher Scientific FB961M Fisherbrand porcelein pestles
pH and EC Transmitter Hanna Instruments HI98143 Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutions Fisher Scientific 13-643-003 Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensor Hanna Instruments HI1006-2005 Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tips Fisher Scientific 1111-2821 1000 ul TipOne graduated blue tip in racks
Pippetter Fisher Scientific 13-690-032 Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel
Plastic cuvettes Fisher scientific 14377017 BrandTech BRAND Plastic Cuvettes
Plates Fisher scientific 08-757-100D Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid
Potash This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) Sigma-Aldrich 7758 -11 – 4 Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic
Pyrex reusable Media Storage Bottles Fisher scientific 06-414-2A 1 L and 2 L bottels – PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals
Raceway Pond Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products
Real Time Optical Density Sensor University of Arizona This equipment was design and build by a member of the group
RS232 Cable Sabrent Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P)
Shaker Table Algae agitation 150 rpm
Sodium Carbonate (Na2CO3) Sigma-Aldrich 497-19-8 Sodium carbonate
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O) Sigma-Aldrich 10102-40-6 Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate
Sodium nitrate (NaNO3) Sigma-Aldrich 7631-99-4 Medium Preparation: Sodium nitrate
Spectophotometer Fisher Scientific Company 14-385-400 Thermo Fisher Scientific – 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically.
Test tubes Fisher Scientific 14-961-27 Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml)
Thermocouples type K Omega KMQXL-125G-6
Urea Sigma-Aldrich 2067-80-3 Urea
Vacuum filtration system Fisher Scientific XX1514700 MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask
Vacuum pump Grainger Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX – MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O) Sigma-Aldrich 7446-20-0 Zinc sulfate heptahydrate
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. . The Intergovernmental Panel on Climate Change Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018)
  2. Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
  3. Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy’s Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
  4. Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
  5. Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
  6. Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
  7. White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
  8. Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
  9. U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
  10. Granite, E., O’Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
  11. Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
  12. Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3 (2012).
  13. Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
  14. Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
  15. Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
  16. de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
  17. Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
  18. Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
  19. Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. . Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
  20. Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
  21. Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
  22. Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
  23. Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
  24. Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
  25. He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718 (2013).
  26. He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
  27. Pidwirny, M. . Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
  28. Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
  29. Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
  30. Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
  31. Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
  32. Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
  33. Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
  34. Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. . Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268 (2007).
  35. Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
  36. Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
  37. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. . Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
  38. Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
  39. Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
  40. Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
  41. Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
  42. Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
  43. Vonshak, A., Torzillo, G. Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), 57-82 (2007).
  44. Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
  45. Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
  46. Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
  47. Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
  48. Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
  49. Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
  50. Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
  51. Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
  52. Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
  53. Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
  54. Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
  55. Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
  56. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
  57. K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
  58. Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).

Tags

Carbon CaptureMicroalgae CultivationOpen Raceway PondsSemi-automated SystemPH ControlFlue Gas UtilizationReal-time MonitoringAlgae Culture
check_url/fr/61498?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Acedo, M., Gonzalez Cena, J. R., Kiehlbaugh, K. M., Ogden, K. L. Coupling Carbon Capture from a Power Plant with Semi-automated Open Raceway Ponds for Microalgae Cultivation. J. Vis. Exp. (162), e61498, doi:10.3791/61498 (2020).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image