Идентификация, выделение и характеристика фибро-адипогенных предшественников (ФАП) и миогенных прародителей (МП) в скелетных мышцах крыс
Summary
Этот протокол описывает метод выделения фибро-адипогенных предшественников (FAP) и миогенных предшественников (MP) из скелетных мышц крыс. Использование крысы в моделях мышечных травм обеспечивает повышенную доступность тканей из атрофических мышц для анализа и более широкий репертуар проверенных методов для оценки мышечной силы и походки у свободно движущихся животных.
Abstract
Фибро-адипогенные предшественники (FAP) являются резидентными интерстициальными клетками в скелетных мышцах, которые вместе с миогенными предшественниками (MP) играют ключевую роль в гомеостазе мышц, травмах и восстановлении. Современные протоколы идентификации и изоляции FAP используют проточную цитометрию / флуоресцентно-активированную сортировку клеток (FACS), а исследования, оценивающие их функцию in vivo, на сегодняшний день были проведены исключительно на мышах. Больший размер, присущий крысе, позволяет проводить более полный анализ FAP в моделях травм скелетных мышц, особенно в сильно атрофированных мышцах или когда исследователям требуется значительная масса тканей для проведения нескольких анализов вниз по течению. Крыса дополнительно предоставляет больший выбор мышечных функциональных анализов, которые не требуют седации или жертвоприношения животных, тем самым сводя к минимуму заболеваемость и использование животными, позволяя проводить серийные оценки. Протоколы проточной цитометрии / FACS, оптимизированные для мышей, являются видоспецифичными, в частности, ограниченными характеристиками коммерчески доступных антител. Они не были оптимизированы для отделения ФАПов от крыс или сильно фиброзных мышц. Был разработан протокол проточной цитометрии /FACS для идентификации и изоляции FAP и MPs как из здоровых, так и из денервированных скелетных мышц крыс, основанный на дифференциальной экспрессии поверхностных маркеров CD31, CD45, Sca-1 и VCAM-1. Поскольку специфические для крыс первичные антитела, подтвержденные проточной цитометрией, сильно ограничены, была выполнена внутренняя конъюгация антитела, нацеленного на Sca-1. С помощью этого протокола была подтверждена успешная конъюгация Sca-1, а проточная цитометрическая идентификация FAP и MP была подтверждена клеточной культурой и иммуноокрашиванием FACS-изолированных FAP и MP. Наконец, мы сообщаем о новом временном курсе FAPs в пролонгированной (14 недель) модели денервации крыс. Этот метод предоставляет исследователям возможность изучать FAP в новой модели животных.
Introduction
Фибро-адипогенные клетки-предшественники (FAP) представляют собой популяцию резидентных мультипотентных клеток-предшественников в скелетных мышцах, которые играют решающую роль в гомеостазе мышц, восстановлении и регенерации и, наоборот, также опосредуют патологические реакции на повреждение мышц. Как следует из названия, FAP были первоначально идентифицированы как популяция-прародитель с потенциалом дифференцироваться в фибробласты и адипоциты1 и претендовали на то, чтобы быть ключевыми медиаторами фиброзно-жировой инфильтрации скелетных мышц при хронических травмах и заболеваниях. Дальнейшие исследования показали, что ФАП дополнительно способны к остеогенезу и хондрогенезу2,3,4. Таким образом, они более широко обозначены в литературе как мезенхимальные или стромальные прародители3,5,6,7,8. При остром повреждении скелетных мышц ФАП косвенно помогают в регенеративном миогенезе, временно размножаясь, чтобы обеспечить благоприятную среду для активированных мышечных клеток-сателлитов и их последующих миогенных предшественников(МП) 1,9,10. Параллельно с успешной регенерацией ФАП подвергаются апоптозу, возвращая их количество к исходным уровням1,9,10,11. Напротив, при хронической мышечной травме ФАП перекрывают проапоптотические сигналы, что приводит к их стойкости9,10,11 и аномальному восстановлению мышц.
В исследованиях in vivo, оценивающих клеточные и молекулярные механизмы, с помощью которых FAP опосредуют мышечные реакции, использовались мышиные животные модели на сегодняшний день1,7,9,10,11, 12,13,14. В то время как генетически модифицированные мыши являются мощными инструментами для использования в этих анализах, небольшой размер животного ограничивает доступность тканей для изучения в долгосрочных локализованных моделях травм, где атрофия мышц может быть глубокой, такой как травматическая денервация. Кроме того, измерение мышечной силы и физической функции требует измерений ex vivo или in situ, которые требуют прекращения работы мыши, или методов in vivo, которые требуют хирургического вмешательства и/ или общей анестезии для оценки сократительной производительности мышц15,16,17,18,19,20 . У крыс существуют хорошо проверенные и глобально используемые мышечные функциональные анализы, в дополнение к анализу более сложного двигательного поведения, такого как анализ походки (например, индекс седалищной функции, анализ подиума), которые выполняются у бодрствующих и спонтанно движущихся животных21,22,23,24 . Это дополнительно оптимизирует принципы минимальной заболеваемости в экспериментах на животных и количество используемых исследовательских животных. Таким образом, крыса предоставляет исследователю FAPs дополнительную гибкость большего поврежденного мышечного объема для белкового и клеточного анализа и возможность проводить серийные оценки статической и динамической функциональной активности и поведения мышечного комплекса у бдительного животного.
FAP в основном были идентифицированы и выделены из целых мышечных образцов с использованием проточной цитометрии и флуоресцентно-активированной сортировки клеток (FACS) соответственно. Это лазерные анализы, которые способны идентифицировать несколько специфических клеточных популяций на основе характерных признаков, таких как размер, гранулярность и конкретная комбинация клеточной поверхности или внутриклеточных маркеров25. Это очень выгодно при изучении системы органов, такой как скелетные мышцы, поскольку гомеостаз и регенерация являются сложными, многофакторными процессами, координируемыми множеством типов клеток. Основополагающее исследование идентифицировало FAP, а также MP, используя методы проточной цитометрии в скелетных мышцах мышей1. Они продемонстрировали, что FAP являются мезенхимальными по своей природе, поскольку в них отсутствовали поверхностные антигены, специфичные для клеток эндотелиального (CD31), кроветворного (CD45) или миогенного (Integrin-α7 [ITGA7]) происхождения, но экспрессировали маркер мезенхимальных стволовых клеток Sca-1 (Stem cell antigen 1)1 и дифференцировали в фиброгенные и адипогенные клетки в культуре. Другие исследования продемонстрировали успешную изоляцию мезенхимальных предшественников в мышцах на основе экспрессии альтернативного маркера стволовых клеток, рецептора фактора роста тромбоцитов альфа (PDGFRα)2,7,8, и дальнейший анализпоказал,что они, вероятно, являются той же клеточной популяцией, что и FAPs3. ФАП в настоящее время обычно идентифицируются в проточной цитометрии с использованием Sca-1 или PDGFRα в качестве положительного маркера отбора1,9,10,11, 12,13,14,26,27,28,29,30,31 . Однако использование PDGFRα является предпочтительным для тканей человека, поскольку прямой человеческий гомолог мышиного Sca-1 еще не идентифицирован32. Кроме того, сообщалось о других белках клеточной поверхности в качестве маркеров МП (например, VCAM-1), обеспечивая потенциальную альтернативу ITGA7 в качестве индикатора клеток миогенной линии во время выделения FAPs33.
Хотя проточная цитометрия/FACS является мощной методологией изучения роли и патогенного потенциала ФАП в скелетных мышцах1,9,10,11, 13,29,она технически ограничена специфичностью и оптимизацией необходимых ей реагентов. Поскольку проточная цитометрическая идентификация и выделение FAP были разработаны и проведены на мышиных животных моделях1,9,10,11,29,это создает проблемы для исследователей, которые хотят изучать FAP в других модельных организмах. Многие факторы, такие как оптимальный размер обрабатываемой ткани, а также специфичность и доступность реагентов и/или антител, различаются в зависимости от используемого вида.
В дополнение к техническим барьерам для изучения ФАП на новой модели животных, они в значительной степени изучались в острых, токсичных условиях – обычно с помощью внутримышечной химической инъекции или кардиотоксина. Оценка долгосрочной динамики ФАП ограничивается главным образом оценкой мышечной дистрофии Дюшенна с использованием mdx мышиноймодели9,10, 11и моделей комбинированной мышечной травмы, такой как массивный разрыв вращательной манжеты, где одновременная трансекция сухожилия и денервация выполняются на мускулатуре плеча26,27,28 . Реакция ФАПов на единственное оскорбление хронической травматической денервацией, распространенной при несчастных случаях на производстве в тяжелой промышленности, сельском хозяйстве и при родовых травмах (травма плечевого сплетения)34,35,36,37 со значительной заболеваемостью, не была так хорошо охарактеризована, часто ограничена краткосрочными временными рамками11,38.
Мы описываем метод выявления и изоляции ФАПов и депутатов от здоровых, а также сильно атрофических и фиброзных скелетных мышц у крыс. Во-первых, продемонстрирована идентификация CD31-/CD45-/Sca-1+/VCAM-1-FAPs и CD31-/CD45-/Sca-1-/VCAM-1+ MPs с использованием протокола окрашивания тканевой сбраживания и проточной цитометрии, а последующая валидация наших результатов осуществляется с помощью культуры и иммуноцитохимического окрашивания клеток, выделенных FACS. Используя этот метод, мы также сообщаем о новом временном курсе FAPs в долгосрочной изолированной модели травмы денервации у крыс.
Protocol
Representative Results
Discussion
Оптимизированный, проверенный протокол изоляции FAPs для мышц крыс имеет важное значение для исследователей, которые хотят изучить модели травм, которые неосуществимы у мыши по биологическим или техническим причинам. Например, мыши не являются оптимальной животной моделью для изучения…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Мы хотели бы поблагодарить Основные объекты проточной цитометрии в Университете Оттавы и Исследовательский центр биомедицинских наук Кинана (KRC), больницу Сент-Майклс Юнити Хелс Торонто за их опыт и руководство по оптимизации протокола проточной цитометрии / FACS, представленного в этой рукописи. Эта работа была профинансирована Фондом «Медицина от дизайна новых идей 2018» (MbDNI-2018-01) для JB.
Materials
| 5 mL Polypropylene Round-Bottom Tube | Falcon | 352063 | |
| 5 mL Polystyrene Round-Bottom Tube with Cell-Strainer Cap | Falcon | 352235 | |
| 10 cm cell culture dishes | Sarstedt | 83.3902 | |
| 12-well cell culture plate | ThermoFisher | 130185 | |
| 12 mm glass coverslips, No.2 | VWR | 89015-724 | |
| 10 mL Syringe | Beckton Dickenson | 302995 | |
| 15 mL centrifuge tubes | FroggaBio | 91014 | |
| 20 gauge needle | Beckton Dickenson | 305176 | |
| 25mL Serological pipette | Sarstedt | 86.1685.001 | |
| 40µm cell strainer | Fisher Scientific | 22363547 | |
| 50mL centrifuge tubes | FroggaBio | TB50 | |
| AbC Total Antibody Compensation Beads | ThermoFisher | A10497 | |
| Ammonium Chloride, Reagent Grade | Bioshop | AMC303.500 | |
| APC Conjugation Kit, 50-100µg | Biotium | 92307 | |
| Aquatex Aqueous Mounting Medium | Merck | 108562 | |
| Biolaminin 411 LN | Biolamina | LN411 | |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Bioshop | ALB001 | |
| Calcium Chloride | Bioshop | CCL444.500 | |
| Collagenase Type II | Gibco | 17101015 | |
| CountBright Plus Absolute Counting Beads | ThermoFisher | C36995 | |
| Dexamethasone | Millipore Sigma | D4902 | |
| Dispase | Gibco | 17105041 | |
| Dulbecco’s Modified Eagle Medium (DMEM) (1X) | Gibco | 11995-065 | (+)4.5 g/L D-Glucose (+)L-Glutamine (+)110 mg/L Sodium Pyruvate |
| EDTA | FisherScientific | S311 | |
| FACSClean Solution | Beckton Dickenson | 340345 | |
| FACSDiva Software | Beckton Dickenson | — | |
| FACSRinse Solution | Beckton Dickenson | 340346 | |
| Fetal Bovine Serum | Sigma | F1051 | |
| Flow Cytometry Sheath Fluid | Beckton Dickenson | 342003 | |
| FlowJo Software | Beckton Dickenson | — | |
| Fluorescent Mounting Medium | Dako | S302380-2 | |
| Goat anti-mouse Alexa Fluor 555 secondary antibody | Invitrogen | A21424 | |
| Goat anti-rabbit Alexa Fluor 488 secondary antibody | Invitrogen | A11008 | |
| Goat anti-rabbit Alexa Fluor 555 secondary antibody | Invitrogen | A21429 | |
| Goat Serum | Gibco | 16210-064 | |
| Ham's F10 Media | ThermoFisher | 11550043 | (+) Phenol Red (+) L-Glutamine (-) HEPES |
| Hank’s Balanced Salt Solution (HBSS) (1X) | Multicell | 311-513-CL | |
| Heat Inactivated Horse Serum | Gibco | 26050-088 | |
| Hemocytometer | Reichert | N/A | |
| HEPES, minimum 99.5% titration | Sigma | H3375 | |
| Horse Serum | ThermoFisher | 16050130 | |
| Human Transforming Growth Factor β1 (hTGF-β1) | Cell Signaling | 8915LF | |
| Humulin R | Lilly | HI0210 | |
| IBMX | Millipore Sigma | I5879 | Also known as 3-Isobutyl-1-methylxanthine |
| Isopropanol | Sigma | I9516 | Also known as 2-propanol |
| Lewis Rat, Female | Charles River Kingston | 004 (Strain Code) | 200-250 grams used |
| LSRFortessa X-20 Benchtop Cytometer | Beckton Dickenson | — | |
| Microcentrifuge | Eppendorf | EP-5417R | |
| MoFlo XDP Cell Sorter | Beckman Coulter | — | |
| Mouse Anti-CD31::FITC Antibody | Abcam | ab33858 | Clone TLD-3A12 |
| Mouse Anti-CD45::FITC Antibody | Biolegend | 202205 | Clone OX-1 |
| Mouse Anti-CD106::PE Antibody | Biolegend | 200403 | Also known as VCAM-1 |
| Mouse Anti-MHC Antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB) | N/A | Also known as MF20 |
| Mouse Anti-Pax7 Antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB) | N/A | |
| Neutral Buffered Formalin, 10 % | Sigma | HT501128 | |
| Oil Red O | Millipore Sigma | O0625 | |
| PE-Cy7 Conjugation Kit | Abcam | ab102903 | |
| Penicillin-Streptomycin | Sigma | P4333 | |
| Phosphate Buffered Saline, pH 7.4 (1X) | Gibco | 10010-023 | (-)Calcium Chloride (-)Magnesium Chloride |
| Potassium Bicarbonate, Reagent Grade | Bioshop | PBC401.250 | |
| Rabbit Anti-Fibroblast Specific Protein 1 (FSP-1) Antibody | Invitrogen | MA5-32347 | FSP-1 also known as S100A4 |
| Rabbit Anti-Integrin-a7 Antibody | Abcam | ab203254 | |
| Rabbit Anti-Laminin Antibody | Sigma | L9393 | |
| Rabbit Anti-Perilipin-1 Antibody | Abcam | ab3526 | |
| Rabbit Anti-Sca-1 Antibody | Millipore Sigma | AB4336 | |
| Rabbit Recombinant Anti-Collagen Type I Antibody | Abcam | ab260043 | Also known as Col1a1 |
| Rabbit Recombinant Anti-PDGFR Alpha Antibody | Abcam | ab203491 | |
| Recombinant Human FGF-basic | Gibco | PHG0266 | |
| Sodium Azide | Sigma | S2002 | |
| Triton-X-100 | Fisher Scientific | BP151 | |
| Troglitazone | Millipore Sigma | T2573 | |
| Tween-20 | Bioshop | TWN510 |
References
- Joe, A. W. B., et al. Muscle injury activates resident fibro/adipogenic progenitors that facilitate myogenesis. Nature Cell Biology. 12, 153-163 (2010).
- Wosczyna, M. N., Biswas, A. A., Cogswell, C. A., Goldhamer, D. J. Multipotent progenitors resident in the skeletal muscle interstitium exhibit robust BMP-dependent osteogenic activity and mediate heterotopic ossification. Journal of Bone and Mineral Research. 27 (5), 1004-1017 (2012).
- Uezumi, A., Ikemoto-Uezumi, M., Tsuchida, K. Roles of nonmyogenic mesenchymal progenitors in pathogenesis and regeneration of skeletal muscle. Frontiers in Physiology. 5, 1-11 (2014).
- Biswas, A. A., Goldhamer, D. J. FACS fractionation and differentiation of skeletal-muscle resident multipotent Tie2+ progenitors. Methods in Molecular Biology. 1460, 255-267 (2016).
- Biferali, B., Proietti, D., Mozzetta, C., Madaro, L. Fibro-adipogenic progenitors cross-talk in skeletal muscle: The social network. Frontiers in Physiology. 10, 1-10 (2019).
- Wosczyna, M. N., Rando, T. A. A muscle stem cell support group: Coordinated cellular responses in muscle regeneration. Developmental Cell. 46 (2), 135-143 (2018).
- Uezumi, A., Fukada, S. I., Yamamoto, N., Takeda, S., Tsuchida, K. Mesenchymal progenitors distinct from satellite cells contribute to ectopic fat cell formation in skeletal muscle. Nature Cell Biology. 12 (2), 143-152 (2010).
- Uezumi, A., et al. Fibrosis and adipogenesis originate from a common mesenchymal progenitor in skeletal muscle. Journal of Cell Science. 124 (21), 3654-3664 (2011).
- Lemos, D. R., et al. Nilotinib reduces muscle fibrosis in chronic muscle injury by promoting TNF-mediated apoptosis of fibro/adipogenic progenitors. Nature Medicine. 21 (7), 786-794 (2015).
- Malecova, B., et al. Dynamics of cellular states of fibro-adipogenic progenitors during myogenesis and muscular dystrophy. Nature Communications. 9 (1), (2018).
- Madaro, L., et al. Denervation-activated STAT3-IL-6 signalling in fibro-adipogenic progenitors promotes myofibres atrophy and fibrosis. Nature Cell Biology. 20 (8), 917-927 (2018).
- Heredia, J. E., et al. Type 2 innate signals stimulate fibro/adipogenic progenitors to facilitate muscle regeneration. Cell. 153 (2), 376-388 (2013).
- Fiore, D., et al. Pharmacological blockage of fibro/adipogenic progenitor expansion and suppression of regenerative fibrogenesis is associated with impaired skeletal muscle regeneration. Stem Cell Research. 17 (1), 161-169 (2016).
- Kang, X., et al. Interleukin-15 facilitates muscle regeneration through modulation of fibro/adipogenic progenitors. Cell Communication and Signaling. 16 (1), 1-11 (2018).
- Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., Mcmillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments. (51), e2782 (2011).
- Iyer, S. R., Valencia, A. P., Hernández-Ochoa, E. O., Lovering, R. M. In vivo assessment of muscle contractility in animal studies. Methods in Molecular Biology. 1460, 293-307 (2016).
- Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair. Journal of Visualized Experiments. (116), e54487 (2016).
- Hakim, C. H., Wasala, N. B., Duan, D. Evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50183 (2013).
- Moorwood, C., Liu, M., Tian, Z., Barton, E. R. Isometric and eccentric force generation assessment of skeletal muscles isolated from murine models of muscular dystrophies. Journal of Visualized Experiments. (71), e50036 (2013).
- Gerlinger-Romero, F., et al. Non-invasive assessment of dorsiflexor muscle function in mice. Journal of Visualized Experiments. (143), e58696 (2019).
- Iohom, G., et al. Long-term evaluation of motor function following intraneural injection of ropivacaine using walking track analysis in rats. British Journal of Anaesthesia. 94 (4), 524-529 (2005).
- Brown, C. J., et al. Self-evaluation of walking-track measurement using a sciatic function index. Microsurgery. 10 (3), 226-235 (1989).
- Bozkurt, A., et al. CatWalk gait analysis in assessment of functional recovery after sciatic nerve injury. Journal of Neuroscience Methods. 173 (1), 91-98 (2008).
- Deumens, R., Jaken, R. J. P., Marcus, M. A. E., Joosten, E. A. J. The CatWalk gait analysis in assessment of both dynamic and static gait changes after adult rat sciatic nerve resection. Journal of Neuroscience Methods. 164 (1), 120-130 (2007).
- McKinnon, K. M. Flow cytometry: An overview. Current Protocols in Immunology. 2018, 1-11 (2018).
- Jensen, A. R., et al. Neer Award 2018: Platelet-derived growth factor receptor α co-expression typifies a subset of platelet-derived growth factor receptor β-positive progenitor cells that contribute to fatty degeneration and fibrosis of the murine rotator cuff. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 27 (7), 1149-1161 (2018).
- Mosich, G. M., et al. Non-fibro-adipogenic pericytes from human embryonic stem cells attenuate degeneration of the chronically injured mouse muscle. JCI Insight. 4 (24), (2019).
- Lee, D., et al. HMGB2 is a novel adipogenic factor that regulates ectopic fat infiltration in skeletal muscles. Scientific Reports. 8 (1), 1-12 (2018).
- Low, M., Eisner, C., Rossi, F. Fibro/Adipogenic Progenitors (FAPs): Isolation by FACS and Culture. Muscle Stem Cells: Methods and Protocols. , 179-189 (2017).
- Giuliani, G., et al. SCA-1 micro-heterogeneity in the fate decision of dystrophic fibro/adipogenic progenitors. Cell Death and Disease. 12 (1), 1-24 (2021).
- Wosczyna, M. N., et al. Mesenchymal stromal cells are required for regeneration and homeostatic maintenance of skeletal muscle. Cell Reports. 27 (7), 2029-2035 (2019).
- Upadhyay, G. Emerging role of lymphocyte antigen-6 family of genes in cancer and immune cells. Frontiers in Immunology. 10, 819 (2019).
- Boscolo Sesillo, F., Wong, M., Cortez, A., Alperin, M. Isolation of muscle stem cells from rat skeletal muscles. Stem Cell Research. 43, 101684 (2020).
- Ciaramitaro, P., et al. Traumatic peripheral nerve injuries: Epidemiological findings, neuropathic pain and quality of life in 158 patients. Journal of the Peripheral Nervous System. 15 (2), 120-127 (2010).
- Noble, J., Munro, C. A., Prasad, V. S. S. V., Midha, R. Analysis of upper and lower extremity peripheral nerve injuries in a population of patients with multiple injuries. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 45 (1), (1998).
- Malik, S. Traumatic peripheral neuropraxias in neonates: A case series. Journal of Clinical and Diagnostic Research. 8 (10), 10-12 (2014).
- Smith, B. W., Daunter, A. K., Yang, L. J. S., Wilson, T. J. An update on the management of neonatal brachial plexus palsy-replacing old paradigms a review. JAMA Pediatrics. 172 (6), 585-591 (2018).
- Rebolledo, D. L., et al. Denervation-induced skeletal muscle fibrosis is mediated by CTGF/CCN2 independently of TGF-β. Matrix Biology. 82, 20-37 (2019).
- Walls, P. L. L., McRae, O., Natarajan, V., Johnson, C., Antoniou, C., Bird, J. C. Quantifying the potential for bursting bubbles to damage suspended cells. Scientific Reports. 7 (1), 1-9 (2017).
- Yuen, D. A., et al. Culture-modified bone marrow cells attenuate cardiac and renal injury in a chronic kidney disease rat model via a novel antifibrotic mechanism. PLOS One. 5 (3), 9543 (2010).
- Fukada, S. I. The roles of muscle stem cells in muscle injury, atrophy and hypertrophy. Journal of Biochemistry. 163 (5), 353-358 (2018).
- Itabe, H., Yamaguchi, T., Nimura, S., Sasabe, N. Perilipins: A diversity of intracellular lipid droplet proteins. Lipids in Health and Disease. 16 (1), 1-11 (2017).
- Chapman, M. A., Mukund, K., Subramaniam, S., Brenner, D., Lieber, R. L. Three distinct cell populations express extracellular matrix proteins and increase in number during skeletal muscle fibrosis. American Journal of Physiology – Cell Physiology. 312 (2), 131-143 (2016).
- Hillege, M., Galli Caro, R., Offringa, C., de Wit, G., Jaspers, R., Hoogaars, W. TGF-β regulates Collagen Type I expression in myoblasts and myotubes via transient Ctgf and Fgf-2 Expression. Cells. 9 (2), 375 (2020).
- Kafadar, K. A., Yi, L., Ahmad, Y., So, L., Rossi, F., Pavlath, G. K. Sca-1 expression is required for efficient remodeling of the extracellular matrix during skeletal muscle regeneration. Biologie du développement. 326 (1), 47-59 (2009).
- Batt, J. A. E., Bain, J. R. Tibial nerve transection – a standardized model for denervation-induced skeletal muscle atrophy in mice. Journal of Visualized Experiments. (81), e50657 (2013).
- Carlson, B. M. The biology of long-term denervated skeletal muscle. European Journal of Translational Myology. 24 (1), (2014).
- Kennedy, E., et al. Embryonic rat vascular smooth muscle cells revisited – A model for neonatal, neointimal SMC or differentiated vascular stem cells. Vascular Cell. 6 (1), 1-13 (2014).
- Pannérec, A., Formicola, L., Besson, V., Marazzi, G., Sassoon, D. A. Defining skeletal muscle resident progenitors and their cell fate potentials. Development (Cambridge). 140 (14), 2879-2891 (2013).
