JoVE Journal > Engineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Ingénierie

Мульти-кий биореактор для оценки воспалительной и регенеративной способности биоматериалов в потоке и растяжении

Published: December 10, 2020
doi:
10.3791/61824
, , , , , , ,
1Department of Biomedical Engineering,Eindhoven University of Technology, 2Institute for Complex Molecular Systems (ICMS),Eindhoven University of Technology

Summary

Целью этого протокола является выполнение динамической кокультуры макрофагов человека и миофибробластов в трубчатых электрораспыленных каркасах для исследования регенерации тканей, управляемой материалом, с использованием биореактора, который позволяет разъединять напряжение сдвига и циклическое растяжение.

Abstract

Использование рассасывающихся биоматериалов для индуцирования регенерации непосредственно в организме является привлекательной стратегией с трансляционной точки зрения. Такие материалы вызывают воспалительную реакцию при имплантации, которая является движущей силой последующего рассасывания материала и регенерации новой ткани. Эта стратегия, также известная как тканевая инженерия in situ, преследуется для получения сердечно-сосудистых замен, таких как тканеинженерные сосудистые трансплантаты. Как воспалительные, так и регенеративные процессы определяются локальными биомеханическими сигналами на каркасе (т. Е. Напряжение растяжения и сдвига). Здесь мы подробно описываем использование специально разработанного биореактора, который уникально позволяет разъединичивать напряжение растяжения и сдвига на трубчатом каркасе. Это позволяет проводить систематическую и стандартизированную оценку воспалительной и регенеративной способности трубчатых каркасов под воздействием хорошо контролируемых механических нагрузок, что мы демонстрируем на основе динамического эксперимента по кокультуре с использованием макрофагов и миофибробластов человека. Подробно обсуждаются ключевые практические шаги в этом подходе — строительство и настройка биореактора, подготовка строительных лесов и посев клеток, применение и поддержание растяжения и сдвигового потока, а также сбор проб для анализа.

Introduction

Сердечно-сосудистая тканевая инженерия (ТЭ) рассматривается в качестве альтернативного варианта лечения используемым в настоящее время постоянным сердечно-сосудистым протезам (например, сосудистым трансплантатам, заменам сердечных клапанов), которые являются неоптимальными для больших когорт пациентов1,2,3,4. К числу востребованных применений относятся тканеинженерные сосудистые трансплантаты (TEVG)5,6 и сердечные клапаны (TEHV)7,8. Чаще всего сердечно-сосудистые методологии ТЭ используют резорбируемые биоматериалы (природные или синтетические), которые служат поучительным каркасом для формирования новой ткани. Образование новой ткани может быть либо полностью спроектировано in vitro, путем засева каркаса клетками и культивирования в биореакторе перед имплантацией (in vitro TE)9,10,11,либо непосредственно in situ, в котором синтетический каркас имплантируется без предварительного культивирования, чтобы индуцировать образованиеновойткани непосредственно в организме (in situ TE)12,13,14. Как для in vitro, так и для in situ сердечно-сосудистого ПОДХОДА TE успешная функциональная регенерация в доминирующей степени зависит как от иммунного ответа хозяина на имплантированную конструкцию, так и от соответствующей биомеханической нагрузки.

Важность биомеханической нагрузки для сердечно-сосудистой ТЭ хорошо признана15. В случае сердечно-сосудистых имплантатов клетки, которые заполняют каркас, подвергаются циклическому растяжению и сдвиговым напряжениям, которые возникают в результате гемодинамической среды. Многочисленные исследования сообщали о стимулирующем влиянии (циклического) растяжения на образование компонентов матрицы, таких как коллаген16,17,18,19,гликозаминогликаны (GAGs)20и эластин21,22,различными типами клеток. Например, Huang et al. продемонстрировали, что двухосное растяжение повышает отложение и организацию коллагена и эластина в TEVG in vitro с помощью сосудистого биореактора23. В то время как акцент обычно делается на растяжении в качестве доминирующей нагрузки, в этих исследованиях часто используются биореакторы, управляемые потоком, в которых образец также подвергается сдвиговому потоку. Хотя относительно мало известно об изолированном влиянии сдвиговых напряжений на формирование тканей и воспаление в 3D, некоторые данные доступны. Например, Hinderer et al. и Eoh et al. продемонстрировали, что сдвиговой поток, в дополнение к микроструктуре 3D-каркаса, был важен для образования зрелого эластина клетками гладкой мускулатуры сосудов человека в модельной системе in vitro24,25. В целом, эти результаты иллюстрируют актуальность как циклического растяжения, так и сдвигового стресса для сердечно-сосудистой ТЭ.

Другим важным фактором, определяющим успех или неудачу имплантатов TE, является иммунный ответ хозяина на имплантированный трансплантат26. Это особенно важно для управляемых материалом стратегий IN situ TE, которые фактически полагаются на острую воспалительную реакцию на каркас, чтобы запустить последующие процессы клеточного притока и эндогенного образования и ремоделирования тканей27. Макрофаг является критическим инициатором функциональной регенерации тканей, что было показано многочисленными исследованиями28,29,30. По аналогии с заживлением ран, регенерация ткани регулируется паракринными сигналами между макрофагами и тканепродуцирующими клетками, такими как фибробласты и миофибробласты31,32,33. Помимо координации отложений новых тканей, макрофаги участвуют в активном рассасывательном рассасывание чужеродного каркасного материала34,35. Таким образом, реакция макрофагов in vitro на биоматериал была идентифицирована как прогностический параметр успеха in vivo имплантатов36,37,38.

Реакция макрофага на имплантированный каркас зависит от конструктивных особенностей каркаса, таких как состав материала и микроструктура35,39,40. В дополнение к свойствам каркаса, реакция макрофагов на каркас и их перекрестные помехи с миофибробластами также подвержена влиянию гемодинамических нагрузок. Например, было показано, что циклическое растяжение является важным модулятором фенотипа макрофагов41,42,43,44 и секреции цитокинов43,44,45,46 в 3D электроотращенные каркасы. Используя систему кокультуры макрофагов и гладкомышечных клеток сосудов, Battiston et al. продемонстрировали, что присутствие макрофагов привело к повышению уровня эластина и ГАГ и что умеренные уровни циклического растяжения (1,07–1,10) стимулировали отложение коллагена I и эластина47. В предыдущих работах мы продемонстрировали, что напряжение сдвига является важным фактором, определяющим рекрутирование моноцитов в 3D-электроспыляющие каркасы48,49,и что как напряжение сдвига, так и циклическое растяжение влияют на паракринную сигнализацию между моноцитами человека и мезенхимальными стромальными клетками50. Fahy et al. продемонстрировали, что сдвиговой поток увеличивает секрецию провоспалительных цитокинов моноцитами человека51.

Взятые вместе, приведенные выше данные показывают, что адекватное понимание и контроль гемодинамических нагрузок имеет решающее значение для сердечно-сосудистого ТЭ, и что для достижения этого важно учитывать воспалительную реакцию. Многочисленные биореакторы были описаны ранее для культуры сердечно-сосудистых тканей invitro52, 53, 54,55, 56,57,58 или ex vivo59,60,61. Однако все эти системы предназначены для того, чтобы максимально имитировать физиологические условия гемодинамической нагрузки. Хотя это очень ценно для целей создания сердечно-сосудистых тканей in vitro или поддержания культур ex vivo, такие системы не позволяют систематически проводить исследования индивидуальных эффектов отдельных сигналов. Это связано с тем, что применение как циклического растяжения, так и напряжения сдвига в этих биореакторах обусловлено тем же потоком под давлением, который неразрывно связывает их. В то время как микросистемы, которые позволяют точно манипулировать несколькими сигналами, были описаны для 2D-подложек62 или 3D-гидрогелевых установок63,64,такие установки не позволяют включать эластомерные 3D-биоматериальные каркасы.

Здесь мы представляем применение системы трубчатого биореактора, которая уникально позволяет разъединить напряжение сдвига и циклическое растяжение и помогает механистически исследовать их индивидуальные и комбинированные эффекты. Эта система позволяет тестировать широкий спектр тканеинженерных сосудистых трансплантатов (например, синтетического или природного происхождения, различной микроамхитектуры, различной пористости). Чтобы эффективно разъединить применение напряжения сдвига и растяжения, ключевыми концепциями, которые использует биореактор, являются (1) разделение контроля напряжения сдвига и растяжения с использованием различных насосных систем и (2) стимуляция лесов «наизнанку» с вычислительными размерами. Поток подается на внешнюю поверхность трубчатого каркаса с помощью проточного насоса, тогда как окружное растяжение каркаса индуцируется путем расширения силиконовой трубки, на которой установлен каркас с помощью отдельного тензометрического насоса. Размеры силиконовой трубки и стеклянной трубки, содержащей конструкцию, тщательно выбираются и проверяются с использованием вычислительного моделирования гидродинамики, чтобы гарантировать, что напряжение сдвига на каркасе (из-за потока) и окружное растяжение (из-за расширения трубы) существенно не влияют друг на друга. Этот дизайн имеет несколько практических обоснований. Если растяжение применяется давлением просветной жидкости (аналогично физиологической нагрузке), это по своей сути требует, чтобы конструкция образца была безтекания. Кроме того, давление, необходимое для растяжения образца, будет полностью определяться жесткостью образца, которая может варьироваться между образцами и внутри образца с течением времени, что затрудняет контроль растяжения. Этот биореактор монтирует тканеинженерный трансплантат вокруг силиконовой трубки и позволяет наносить напряжение сдвига стенки (WSS) на внешнюю стенку трансплантата и создавать давление на трансплантат изнутри. Таким образом, могут быть обеспечены равные условия нагрузки между образцами и внутри образцов с течением времени, и, кроме того, образцы допускаются к протекающей, как это характерно для пористых сосудистых каркасов19. Этот биореактор специально предназначен для систематических исследований эффектов сдвига и / или растяжения, а не для инженерии нативного кровеносного сосуда in vitro, для которого более подходят традиционные настройки сосудистого биореактора. См. рисунок 1A–B для проектных чертежей биореактора и соответствующую таблицу 1 для функционального описания и обоснования основных компонентов биореактора.

Применение биореактора продемонстрировано на основе серии недавних исследований нашей группы, в которых мы исследовали индивидуальные и комбинированные влияния сдвигового напряжения и циклического растяжения на воспаление и образование тканей в рассасывающихся электроспыляемых каркасах для сердечно-сосудистой ткани in situ19,43,44. С этой целью мы использовали человеческие макрофаги и миофибробласты либо в моно-, либо в кокультуре для моделирования различных фаз регенеративного каскада in situ. Мы продемонстрировали, что на секрецию цитокинов макрофагами человека отчетливо влияют как циклическое растяжение, так и напряжение сдвига, влияя на отложение матрицы и организацию миофибробластов человека в этих каркасах, как через паракринную сигнализацию, так и через прямой контакт19,43,44. Примечательно, что эти исследования показали, что в случае комбинированного применения напряжения сдвига и растяжения влияние на формирование тканей и воспаление либо преобладает одна из двух нагрузок, либо существуют синергетические эффекты обеих нагрузок. Эти результаты иллюстрируют актуальность разъединения обеих нагрузок для лучшего понимания вклада механической среды в процессы ТЭ. Это понимание может быть применено для систематической оптимизации конструктивных параметров каркасов в соответствующих режимах гемодинамической нагрузки. Кроме того, механистические данные из таких хорошо контролируемых сред могут служить исходными данными для численных моделей, которые разрабатываются для прогнозирования хода ремоделирования тканей in situ, как недавно сообщалось для TEVG65 или TEHVs66,для дальнейшего улучшения прогностической способности.

Protocol

В исследованиях, описанных в этом протоколе, использовались первичные макрофаги человека, выделенные из периферической крови, и миофибробласты человека, выделенные из подкожной вены после коронарной шунтирования44. Пальто были получены от здоровых, анонимных добровольце?…

Representative Results

Этот биореактор был разработан для изучения индивидуальных и комбинированных эффектов сдвигового стресса и циклического растяжения на рост и ремоделирование сосудистой ткани в 3D-каркасах биоматериала. Конструкция биореактора позволяет культивировать до восьми сосудистых конструк?…

Discussion

Биореактор, описанный в настоящем описании, позволяет систематически оценить вклад индивидуальных и комбинированных эффектов напряжения сдвига и циклического растяжения на воспаление и регенерацию тканей в трубчатых рассасывающихся каркасах. Этот подход также позволяет проводить ?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование финансово поддерживается ZonMw в рамках программы LSH 2Treat (436001003) и Голландского фонда почек (14a2d507). N.A.K. признает поддержку европейского исследовательского совета (851960). Мы с благодарностью отмечаем Программу гравитации «Регенерация, основанная на материалах», финансируемую Нидерландской организацией научных исследований (024.003.013).

Materials

advanced Dulbecco’s modified EagleMedium (aDMEM) Gibco 12491-015 cell culture medium for fibroblasts
Aqua Stabil Julabo 8940012 prevent microorganism growth in bioreactor-hydraulic reservoir
Bovine fibrinogen Sigma F8630 to prepare fibrinogen gel to seed the cells on the electrospun scaffold
Bovine thrombin Sigma T4648 to prepare fibrinogen gel to seed the cells on the electrospun scaffold
Centrifuge Eppendorf 5804 to spin down cells and conditioned medium
Clamp scissor – "kelly forceps" Almedic P-422 clamp the silicone tubing and apply pre-stretch to the scaffold so the scaffold can be sutured into the engraved groove (autoclave at step 1, step 7)
CO2 cell culture incubators Sanyo MCO-170AIC-PE for cell culturing
Compressed air reservoir Festo CRVZS-5 smoothing air pressure fluctuations and create time delays for pressure build-up
Custom Matlab script to calculate the maximum stretches Matlab R2017. The Mathworks, Natick, MA calculate the minimum and maximum outer diameter of the electrospun scaffold
Data acquisition board National Instruments BNC-2090 data processing in between amplifier system and computer
Ethanol VWR VWRK4096-9005 to keep sterile working conditions
Fetal bovine calf serum (FBS) Greiner 758087 cell culture medium supplement; serum-supplement
Flow culture chamber compartments, consisting of a pressure conduit with engraved grooves and small holes to apply pressure on silicone tubing, a screw thread, nose cone, top compartment with flow inlet and bottom compartment flow outlet, adapter bushing Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. flow culture chamber compartments (autoclave at step 1, step 7)
Glass Pasteur pipet Assistant HE40567002 apply vacuum on electrospun scaffold (autoclave at step 1)
Glass tubes of the flow culture chamber Custon made, Equipment & Prototype Center, Eindhoven University of Technology n.a. part of the flow culture chamber (clean and store in 70% ethanol, at step 1 and 7)
GlutaMax Gibco 35050061 cell culture medium amino acid supplement, minimizes ammonia build-up
High speed camera MotionScope M-5 to monitor the stretch during culture; time-lapse photographs of the scaffolds are captured at a frequency of 30 Hz for 6 sec (i.e. 3 stretch cycles)
High speed camera lens – Micro-NIKKOR 55mm f/2.8 – lens Nikon JAA616AB to monitor the stretch during culture; time-lapse photographs of the scaffolds are captured at a frequency of 30 Hz for 6 sec (i.e. 3 stretch cycles)
Hose clip ibidi GmbH 10821 block medium flow (autoclave at step 1, step 7)
Hydraulic reservoir with 8 screw threads for 8 flow culture chambers Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. to apply pressure to the silicone mounted constructs (clean outside with a paper tissue with 70% ethanol, rinse reservoir with 70% ethanol followed by demi water, at step 1 and 7)
Ibidi pump system (8x) including ibidi pump, PumpControl software, fluidic unit, perfusion set (medium tubing), air pressure tubing, drying bottles with orange silica beads ibidi GmbH 10902 set up used to control the flow in the flow culture chambers. Note 1: the ibidi pumps were modified by the manufacturer to enable 200 mbar capacity. Note 2: can be replaced by pump system of other manufacturer, as long as same flow regimes can be applied.
Knives (no.10 sterile blades, individual foil pack) and scalpel handle (stainless steel, individually wrapped) Swann Morton 0301; 0933 to cut the silicone tubing in the correct size for the scaffold and to cut the suture material
LabVIEW Software National Instruments version 2018 to control the stretch applied to the scaffolds
Laminar flow biosafety cabinet with UV light Labconco 302310001 to ensure sterile working conditions. The UV is used to decontaminate everything that cannot be autoclaved, or touched after autoclaving
Large and small petri dishes Greiner 664-160 for sterile working conditions
L-ascorbic acid 2-phosphate (vitamin C) Sigma A8960 cell culture medium supplement, important for collagen production
LED light cold source KL2500 Zeiss Schott AG to aid in visualization for the time lapse of the scaffolds during monitoring of the stretch
Luer (female and male) locks and connectors, white luer caps ibidi GmbH various, see (https://ibidi.com/26-flow-accessories) to close or connect parts of the bioreactor and the ibidi pump (autoclave at step 1, step 7)
Measuring amplifier (PICAS) PEEKEL instruments B.V. n.a. to amplify the signal from the pressure sensor and feedback to LabView
Medium reservoir (large syringes 60 mL) and reservoir holders ibidi GmbH 10974 medium reservoir (autoclave at step 1, step 7)
Medium tubing with 4.25 mm outer diameter and 1 mm inner diameter Rubber BV 1805 to allow for a larger flow rate, the ibidi medium tubing with larger diameter is used. Note: the part of medium tubing guided through the fluidic unit valves are the same as the default ibidi medium tubing
Motion Studio Software Idtvision 2.15.00 to make the high speed time lapse images for stretch monitoring
Needle (19G) BD Microlance 301700 together with thin flexible tubing used to fill the hydraulic reservoir with ultrapure water without adding air bubbles
Needle driver Adson 2429218 to handle the needle of the nylon suture through the silicone tube (autoclave at step 1, step 7)
Paper tissues Kleenex 38044001 for cleaning of the equipment with 70% ethanol
Parafilm Sigma P7793-1EA quick fix if leakage occurs
Penicillin/streptomycin (P/S) Lonza DE17-602E cell culture medium supplement; prevent bacterial contamination
Phosphate Buffered Saline (PBS) Sigma P4417-100TAB for storage and washing steps (autoclave at step 1)
Plastic containers (60 mL) with red screw caps Greiner 206202 to prepare the fibrinogen solution
Pneumatic cylinder Festo AEVC-20-10-I-P to actuate the Teflon bellow (clean with a paper tissue with 70% ethanol at step 1 and 7)
Polycaprolactone bisurea (PCL-BU) tubular scaffolds (3 mm inner diameter, 200 µm wall thickness, 20 mm length) SyMO-Chem, Eindhoven, The Netherlands n.a. produced using electrospinning from 15% (w/w) chloroform (Sigma; 372978) polymer solutions. See Van Haaften et al Tissue Engineering Part C (2018) for more details
Pressure conduit without holes (for static control) Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. to mount electrospun tubes on silicon tubing (autoclave at step 1, step 7)
Pressure sensor and transducer BD TC-XX and P 10 EZ the air pressure going to the pneumatic actuated pump is raised until it reaches the set pressure
Proportional air pressure control valve and pressure sensor Festo MPPES-3-1/8-2-010, 159596 provides compressed air to the pneumatic actuated pump
Roswell Park Memorial Institute 1640 (RPMI-1640) Gibco A1049101 cell culture medium for monocyte/macrophage
Safe lock Eppendorf tubes (1.5 mL) Eppendorf 30120086 multiple applications (autoclave at step 1)
Sodium dodecyl sulfate solution 20% Sigma 5030 Used to clean materials, at a concentration of 0.1%.  
Silicone O-rings Technirub 1250S to prevent leakage (autoclave at step 1, step 7)
Silicone tubing (2.8 mm outer diameter, 400 um wall thickness) Rubber BV 1805 to mount the electrospun tubes on the pressure conduits (autoclave at step 1)
Sterile tube (15 mL) Falcon 352095 multiple applications
Suture, 5-0 prolene with pre-attached taper point needle Ethicon, Johnson&Johnson EH7404H Prolene suture wire 5-0 (75cm length, TF taper point needle, 1/2 circle, 13 mm needle length)
Syringe (24 mL) B. Braun Melsungen AG 2057932 to add the ultrapure water or medium to the hydraulic reservoir or flow culture chamber
Syringe filter (0.2 µm) Satorius 17597-K to filter the fibrinogen solution
T150 cell culture flask with filter cap Nunc 178983 to degas culture medium
T75 Cell culture flask with filter cap Nunc 156499 to culture static control samples
Teflon bellow Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. to load the hydraulic reservoir (clean outside with a paper tissue with 70% ethanol at step 1 and 7)
Tray (stainless steel) PolarWare 15-248 for easy transport of the fluidic culture chambers and the bioreactor from incubator to laminar flow cabinet and back (clean with a paper tissue with 70% ethanol before and after use)
Tweezers Wironit 4910 sterile handling of individual parts (autoclave at step 1 and 7)
Ultrapure water Stakpure Omniapure UV 18200002 to correct for medium evaporation, mixed with aqua stabil mixed and used as hydraulic fluid. (autoclave ultrapure water at step 1)
UV light Philips TUV 30W/G30 T8 for decontamination of grafts and bioreactor parts before seeding
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Chlupác, J., Filová, E., Bacáková, L. Blood vessel replacement: 50 years of development and tissue engineering paradigms in vascular surgery. Physiological Research. 58, 119-139 (2009).
  2. Huygens, S. A., et al. Bioprosthetic aortic valve replacement in elderly patients: Meta-analysis and microsimulation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 157 (6), 2189-2197 (2019).
  3. Huygens, S. A., et al. Contemporary outcomes after surgical aortic valve replacement with bioprostheses and allografts: a systematic review and meta-analysis. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 50 (4), 605-616 (2016).
  4. Loh, S. A., et al. Mid- and long-term results of the treatment of infrainguinal arterial occlusive disease with precuffed expanded polytetrafluoroethylene grafts compared with vein grafts. Annals of Vascular Surgery. 27 (2), 208-217 (2013).
  5. Tara, S., et al. Vessel bioengineering. Circulation Journal. 78 (1), 12-19 (2014).
  6. Huang, A. H., Niklason, L. E. Engineering of arteries in vitro. Cellular and Molecular Life Sciences. 71 (11), 2103-2118 (2014).
  7. Bouten, C. V. C., Smits, A. I. P. M., Baaijens, F. P. T. Can we grow valves inside the heart? Perspective on material-based in situ heart valve tissue engineering. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 5, 54 (2018).
  8. Fioretta, E. S., et al. Next-generation tissue-engineered heart valves with repair, remodelling and regeneration capacity. Nature Reviews Cardiology. , (2020).
  9. Kirkton, R. D., et al. Bioengineered human acellular vessels recellularize and evolve into living blood vessels after human implantation. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
  10. Gutowski, P., et al. Arterial reconstruction with human bioengineered acellular blood vessels in patients with peripheral arterial disease. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Syedain, Z., et al. Tissue engineering of acellular vascular grafts capable of somatic growth in young lambs. Nature Communications. 7 (12951), 12951 (2016).
  12. Sugiura, T., et al. Tissue-engineered vascular grafts in children with congenital heart disease: intermediate term follow-up. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 30 (2), 175-179 (2018).
  13. Kluin, J., et al. In situ heart valve tissue engineering using a bioresorbable elastomeric implant – material design to 12 months follow-up in sheep. Biomaterials. 125, 101-117 (2017).
  14. Fioretta, E. S., et al. Differential leaflet remodeling of bone marrow cell pre-seeded versus nonseeded bioresorbable transcatheter pulmonary valve replacements. JACC. Basic to Translational Science. 5 (1), 15-31 (2020).
  15. Van Haaften, E. E., Bouten, C. V. C., Kurniawan, N. A. Vascular mechanobiology: towards control of. Cells. , 1-24 (2017).
  16. De Jonge, N., et al. Matrix production and organization by endothelial colony forming cells in mechanically strained engineered tissue constructs. PLoS ONE. 8 (9), 73161 (2013).
  17. Schmidt, J. B., Chen, K., Tranquillo, R. T. Effects of intermittent and incremental cyclic stretch on ERK signaling and collagen production in engineered tissue. Cellular and Molecular Bioengineering. 9 (1), 55-64 (2016).
  18. Luo, J., et al. Tissue-engineered vascular grafts with advanced mechanical strength from human iPSCs. Cell Stem Cell. 26 (2), 251-261 (2020).
  19. Van Haaften, E. E., et al. Decoupling the effect of shear stress and stretch on tissue growth and remodeling in a vascular graft. Tissue Engineering Part C: Methods. 24 (7), 418-429 (2018).
  20. Gupta, V., Tseng, H., Lawrence, B. D., Jane Grande-Allen, K. Effect of cyclic mechanical strain on glycosaminoglycan and proteoglycan synthesis by heart valve cells. Acta Biomaterialia. 5 (2), 531-540 (2009).
  21. Lin, S., Mequanint, K. Bioreactor-induced mesenchymal progenitor cell differentiation and elastic fiber assembly in engineered vascular tissues. Acta Biomaterialia. 59, 200-209 (2017).
  22. Venkataraman, L., Bashur, C. A., Ramamurthi, A. Impact of cyclic stretch on induced elastogenesis within collagenous conduits. Tissue Engineering. Part A. 20 (9-10), 1403-1415 (2014).
  23. Huang, A. H., et al. Biaxial stretch improves elastic fiber maturation, collagen arrangement, and mechanical properties in engineered arteries. Tissue Engineering Part C Methods. 22 (6), 524-533 (2016).
  24. Hinderer, S., et al. In vitro elastogenesis: instructing human vascular smooth muscle cells to generate an elastic fiber-containing extracellular matrix scaffold. Biomedical Materials. 10 (3), 034102 (2015).
  25. Eoh, J. H., et al. Enhanced elastin synthesis and maturation in human vascular smooth muscle tissue derived from induced-pluripotent stem cells. Acta Biomaterialia. 52, 49-59 (2017).
  26. Smits, A. I. P. M., Bouten, C. V. C. Tissue engineering meets immunoengineering: Prospective on personalized in situ tissue engineering strategies. Current Opinion in Biomedical Engineering. 6, 17-26 (2018).
  27. Wissing, T. B., Bonito, V., Bouten, C. V. C., Smits, A. I. P. M. Biomaterial-driven in situ cardiovascular tissue engineering-a multi-disciplinary perspective. npj Regenerative Medicine. 2 (1), 18 (2017).
  28. Hibino, N., et al. A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts. The FASEB Journal. 25 (12), 4253-4263 (2011).
  29. Godwin, J. W., Pinto, A. R., Rosenthal, N. A. Macrophages are required for adult salamander limb regeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (23), 9415-9420 (2013).
  30. Godwin, J. W., Debuque, R., Salimova, E., Rosenthal, N. A. Heart regeneration in the salamander relies on macrophage-mediated control of fibroblast activation and the extracellular landscape. npj Regenerative Medicine. 2 (1), 22 (2017).
  31. McBane, J. E., Cai, K., Labow, R. S., Santerre, J. P. Co-culturing monocytes with smooth muscle cells improves cell distribution within a degradable polyurethane scaffold and reduces inflammatory cytokines. Acta Biomaterialia. 8 (2), 488-501 (2012).
  32. Battiston, K. G., Ouyang, B., Labow, R. S., Simmons, C. A., Santerre, J. P. Monocyte/macrophage cytokine activity regulates vascular smooth muscle cell function within a degradable polyurethane scaffold. Acta Biomaterialia. 10 (3), 1146-1155 (2014).
  33. Ploeger, D. T., et al. Cell plasticity in wound healing: paracrine factors of M1/ M2 polarized macrophages influence the phenotypical state of dermal fibroblasts. Cell Communication and Signaling. 11 (1), 29 (2013).
  34. McBane, J. E., Santerre, J. P., Labow, R. S. The interaction between hydrolytic and oxidative pathways in macrophage-mediated polyurethane degradation. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 82 (4), 984-994 (2007).
  35. Wissing, T. B., et al. Macrophage-driven biomaterial degradation depends on scaffold microarchitecture. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 87 (2019).
  36. Wolf, M. T., Vodovotz, Y., Tottey, S., Brown, B. N., Badylak, S. F. Predicting in vivo responses to biomaterials via combined in vitro and in silico analysis. Tissue Engineering Part C: Methods. 21 (2), 148-159 (2015).
  37. Grotenhuis, N., Bayon, Y., Lange, J. F., Van Osch, G. J. V. M., Bastiaansen-Jenniskens, Y. M. A culture model to analyze the acute biomaterial-dependent reaction of human primary macrophages. Biochemical and Biophysical Research Communications. 433 (1), 115-120 (2013).
  38. Jannasch, M., et al. A comparative multi-parametric in vitro model identifies the power of test conditions to predict the fibrotic tendency of a biomaterial. Scientific Reports. 7 (1), 1689 (2017).
  39. Wang, Z., et al. The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(ε-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration. Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).
  40. McWhorter, F. Y., Davis, C. T., Liu, W. F. Physical and mechanical regulation of macrophage phenotype and function. Cellular and Molecular Life Sciences. 72 (7), 1303-1316 (2014).
  41. Ballotta, V., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. Strain-dependent modulation of macrophage polarization within scaffolds. Biomaterials. 35 (18), 4919-4928 (2014).
  42. Dziki, J. L., et al. The effect of mechanical loading upon extracellular matrix bioscaffold-mediated skeletal muscle remodeling. Tissue Engineering. Part A. 24 (1-2), 34-46 (2018).
  43. Wissing, T. B., et al. Hemodynamic loads distinctively impact the secretory profile of biomaterial-activated macrophages – implications for in situ vascular tissue engineering. Biomaterials Science. 8 (1), 132-147 (2020).
  44. Van Haaften, E. E., Wissing, T. B., Kurniawan, N. A., Smits, A. I. P. M., Bouten, C. V. C. Human in vitro model mimicking material-driven vascular regeneration reveals how cyclic stretch and shear stress differentially modulate inflammation and matrix deposition. Advanced Biosystems. 4 (6), 1900249 (2020).
  45. Ballotta, V., Smits, A. I. P. M., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. Synergistic protein secretion by mesenchymal stromal cells seeded in 3D scaffolds and circulating leukocytes in physiological flow. Biomaterials. 35 (33), 9100-9113 (2014).
  46. Bonito, V., de Kort, B. J., Bouten, C. V. C., Smits, A. I. P. M. Cyclic strain affects macrophage cytokine secretion and extracellular matrix turnover in electrospun scaffolds. Tissue Engineering Part A. 25 (17-18), 1310-1325 (2019).
  47. Battiston, K. G., Labow, R. S., Simmons, C. A., Santerre, J. P. Immunomodulatory polymeric scaffold enhances extracellular matrix production in cell co-cultures under dynamic mechanical stimulation. Acta Biomaterialia. 24, 74-86 (2015).
  48. Smits, A. I. P. M., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. A mesofluidics-based test platform for systematic development of scaffolds for in situ cardiovascular tissue engineering. Tissue Engineering Part C: Methods. 18 (6), 475-485 (2012).
  49. Smits, A. I. P. M., Ballotta, V., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. T. Shear flow affects selective monocyte recruitment into MCP-1-loaded scaffolds. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 18 (11), 2176-2188 (2014).
  50. Ballotta, V., Smits, A. I. P. M., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. Synergistic protein secretion by mesenchymal stromal cells seeded in 3D scaffolds and circulating leukocytes in physiological flow. Biomaterials. 35 (33), 9100-9113 (2014).
  51. Fahy, N., Menzel, U., Alini, M., Stoddart, M. J. Shear and dynamic compression modulates the inflammatory phenotype of human monocytes in vitro. Frontiers in Immunology. 10, 383 (2019).
  52. Pennings, I., et al. Layer-specific cell differentiation in bi-layered vascular grafts under flow perfusion. Biofabrication. 12 (1), 015009 (2019).
  53. Wang, J., et al. Ex vivo blood vessel bioreactor for analysis of the biodegradation of magnesium stent models with and without vessel wall integration. Acta Biomater. 50, 546-555 (2017).
  54. Huang, A. H., et al. Design and use of a novel bioreactor for regeneration of biaxially stretched tissue-engineered vessels. Tissue Engineering. Part C, Methods. 21 (8), 841-851 (2015).
  55. Huang, A. H., Niklason, L. E. Engineering biological-based vascular grafts using a pulsatile bioreactor. Journal of Visualized Experiments. (52), e2646 (2011).
  56. Bono, N., et al. A Dual-mode bioreactor system for tissue engineered vascular models. Annals of Biomedical Engineering. 45 (6), 1496-1510 (2017).
  57. Wolf, F., et al. VascuTrainer: a mobile and disposable bioreactor system for the conditioning of tissue-engineered vascular grafts. Annals of Biomedical Engineering. 46 (4), 616-626 (2018).
  58. Ramaswamy, S., et al. A novel bioreactor for mechanobiological studies of engineered heart valve tissue formation under pulmonary arterial physiological flow conditions. Journal of Biomechanical Engineering. 136 (12), 121009 (2014).
  59. Piola, M., et al. A compact and automated ex vivo vessel culture system for the pulsatile pressure conditioning of human saphenous veins. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 10 (3), 204-215 (2016).
  60. Vanerio, N., Stijnen, M., de Mol, B. A. J. M., Kock, L. M. An innovative ex vivo vascular bioreactor as comprehensive tool to study the behavior of native blood vessels under physiologically relevant conditions. Journal of Engineering and Science in Medical Diagnostics and Therapy. 2 (4), (2019).
  61. Kural, M. H., Dai, G., Niklason, L. E., Gui, L. An ex vivo vessel injury model to study remodeling. Cell Transplantation. 27 (9), 1375-1389 (2018).
  62. Sinha, R., et al. A medium throughput device to study the effects of combinations of surface strains and fluid-flow shear stresses on cells. Lab on a Chip. 15 (2), 429-439 (2015).
  63. Beca, B. M., Sun, Y., Wong, E., Moraes, C., Simmons, C. A. Dynamic bioreactors with integrated microfabricated devices for mechanobiological screening. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (10), 581-592 (2019).
  64. Liu, H., Usprech, J., Sun, Y., Simmons, C. A. A microfabricated platform with hydrogel arrays for 3D mechanical stimulation of cells. Acta Biomaterialia. 34, 113-124 (2016).
  65. Szafron, J. M., Ramachandra, A. B., Breuer, C. K., Marsden, A. L., Humphrey, J. D. Optimization of tissue-engineered vascular graft design using computational modeling. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (10), 561-570 (2019).
  66. Emmert, M. Y., et al. Computational modeling guides tissue-engineered heart valve design for long-term in vivo performance in a translational sheep model. Science Translational Medicine. 10 (440), (2018).
  67. Mol, A., et al. Fibrin as a cell carrier in cardiovascular tissue engineering applications. Biomaterials. 26 (16), 3113-3121 (2005).
  68. van Kelle, M. A. J., et al. A Bioreactor to identify the driving mechanical stimuli of tissue growth and remodeling. Tissue Engineering Part C: Methods. 23 (6), (2017).
  69. van den Broek, C. N., et al. Medium with blood-analog mechanical properties for cardiovascular tissue culturing. Biorheology. 45 (6), 651-661 (2008).

Tags

Keywords: BioreactorMulti-cueInflammatoryRegenerativeBiomaterialsFlowStretchHemodynamicsSheer StressCyclic StretchElectrospun ScaffoldSilicone TubingSuturePressure ConduitO-ringAdapter Bushing
check_url/fr/61824?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Koch, S. E., van Haaften, E. E., Wissing, T. B., Cuypers, L. A. B., Bulsink, J. A., Bouten, C. V. C., Kurniawan, N. A., Smits, A. I. P. M. A Multi-Cue Bioreactor to Evaluate the Inflammatory and Regenerative Capacity of Biomaterials under Flow and Stretch. J. Vis. Exp. (166), e61824, doi:10.3791/61824 (2020).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image