For at garantere en vellykket ciliær funktionel analyse af høj kvalitet til PCD-diagnose er en præcis og omhyggelig metode til prøveudtagning og behandling af åndedrætsepitel afgørende. For fortsat at kunne levere PCD-diagnosticeringstjeneste under COVID-19-pandemien er den ciliære videomikroskopiprotokol blevet opdateret til at omfatte passende infektionskontrolforanstaltninger.
Primær ciliær dyskinesi (PCD) er en genetisk bevægelig ciliopati, der fører til signifikant otosinopulmonal sygdom. PCD-diagnose overses ofte eller forsinkes på grund af udfordringer med forskellige diagnostiske modaliteter. Ciliær videomikroskopi ved hjælp af Digital High-Speed Videomicroscopy (DHSV), et af de diagnostiske værktøjer til PCD, betragtes som den optimale metode til at udføre ciliær funktionel analyse (CFA), der består af ciliary beat frequency (CBF) og beat pattern (CBP) analyse. DHSV mangler imidlertid standardiseret, offentliggjort driftsprocedure til behandling og analyse af prøver. Det bruger også levende respiratorisk epitel, et betydeligt infektionskontrolproblem under COVID-19-pandemien. For fortsat at yde en diagnostisk service under denne sundhedskrise er ciliary videomikroskopi-protokollen blevet tilpasset til at omfatte passende infektionskontrolforanstaltninger.
Her beskriver vi en revideret protokol for prøveudtagning og laboratoriebehandling af cilierede åndedrætsprøver, der fremhæver tilpasninger foretaget for at overholde COVID-19-infektionskontrolforanstaltninger. Repræsentative resultater af CFA fra næsebørstningsprøver opnået fra 16 raske forsøgspersoner, behandlet og analyseret i henhold til denne protokol, er beskrevet. Vi illustrerer også vigtigheden af at opnå og behandle epitelcilierede strimler af optimal kvalitet, da prøver, der ikke opfylder kvalitetsudvælgelseskriterierne, nu giver mulighed for CFA, hvilket potentielt reducerer den diagnostiske pålidelighed og effektiviteten af denne teknik.
Primær ciliær dyskinesi (PCD) er en arvelig heterogen bevægelig ciliopati, hvor respiratoriske cilier er stationære, langsomme eller dyskinetiske, hvilket fører til nedsat mucociliær clearance og kronisk oto-sino-lungesygdom 1,2,3,4. De kliniske manifestationer af PCD er kronisk våd hoste og kronisk tilstoppet næse, der starter i tidlig barndom, tilbagevendende eller kroniske øvre og nedre luftvejsinfektioner, der fører til bronchiectasis og tilbagevendende eller kronisk otitis media og bihulebetændelse 5,6,7. Ca. halvdelen af PCD-patienter har organlateralitetsdefekter såsom situs inversus eller situs ambiguus. Nogle patienter har også problemer med infertilitet på grund af immotile sædceller hos mænd og immotile cilier i æggelederne hos kvinder 1,2,8. PCD er sjælden, men forekomsten er vanskelig at definere og varierer fra 1:10.000 til 1:20.000 9,10. Den reelle forekomst af PCD menes imidlertid at være højere på grund af vanskeligheder med diagnosticering og manglende klinisk mistanke. Symptomer på PCD efterligner almindelige respiratoriske manifestationer af andre akutte eller kroniske luftvejssygdomme, og de diagnostiske udfordringer ved at bekræfte diagnosen er velkendte, hvilket fører til utilstrækkelig behandling og opfølgning 2,5,9,11.
Ciliær videomikroskopi, ved hjælp af Digital High-Speed Videomikroskopi (DHSV), er et af de diagnostiske værktøjer til PCD 4,8,12,13. DHSV betragtes som den optimale metode til at udføre ciliær funktionel analyse (CFA), der består af ciliary beat frequency (CBF) og beat pattern (CBP) analyse 2,14,15,16. DHSV bruger levende respiratorisk epitel, normalt opnået ved nasal børstning13.
I lyset af det nuværende COVID-19-udbrud er bekræftelse af en PCD-diagnose nu endnu vigtigere, da beviser tyder på, at underliggende luftvejssygdomme kan føre til dårligere resultater efter COVID-19-infektion17,18. En sikker og effektiv diagnosticeringstjeneste for udviklingsvenlig politikkohærens under den nuværende pandemi vil også gøre det muligt for bekræftede patienter med udviklingsvenlig politikkohærens at drage fordel af yderligere beskyttelsesforanstaltninger sammenlignet med befolkningen som helhed19.
Overførsel af COVID-19 sker primært gennem dråbespredning20. Højt potentiale for transmission fra asymptomatiske (eller minimalt symptomatiske) patienter antydes af den høje virale belastning i næseprøve20. Derudover, hvis virale partikler bliver aerosoliseret, forbliver de i luften i mindst 3 timer21. Derfor udsættes respiratorisk sundhedspersonale for et højt reservoir af viral belastning, mens de udfører klinisk pleje og prøveindsamling til diagnostiske teknikker22. Desuden udsætter manipulation af levende åndedrætsprøver teknikeren for COVID-19-kontaminering. Mens anbefalinger om bedste praksis for respiratoriske læger og ØNH-kirurger, der plejer COVID-19-patienter, implementeres23, mangler der anbefalinger til udførelse af DHSV under COVID-19-pandemien.
For fortsat at kunne levere en udviklingsvenlig udviklingsdiagnostisk tjeneste og samtidig garantere sundhedsarbejderens sikkerhed (udføre prøveindsamling) og tekniker (udføre prøvebehandling) måtte ciliær videomikroskopiprotokollen tilpasses under covid-19-pandemien. Teknikken til ciliær videomikroskopi er i øjeblikket begrænset til forskningsservice og specialiserede diagnostiske centre, da CFA kræver omfattende træning og erfaring. Desuden mangler der i øjeblikket standardisering og præcis driftsprocedure til behandling og analyse af prøver ved hjælp af DHSV 4,13.
Formålet med dette papir er at beskrive standardprocedurer for DHSV med særlig henvisning til infektionskontrolforanstaltninger og sikkerhed ved prøveudtagning og behandling af levende næseepitel. Dette vil gøre det muligt at fortsætte diagnosticering og pleje af udviklingsvenlig politikkohærens af høj kvalitet på trods af det nuværende covid-19-udbrud.
Dette papir har til formål at tilvejebringe en standardprocedure for CFA ved hjælp af næsebørstningsprøver med justeringer foretaget for passende infektionskontrolovervejelser under COVID-19-pandemien. PCD-diagnose er udfordrende og kræver i øjeblikket et panel af forskellige diagnostiske tests i henhold til international anbefaling, herunder nasal nitrogenoxidmåling, CFA ved hjælp af DHSV, ciliær ultrastrukturel analyse ved hjælp af transmissionselektronmikroskopi (TEM), mærkning af ciliære proteiner ved hj…
The authors have nothing to disclose.
Vi vil gerne takke Jean-François Papon, Bruno Louis, Estelle Escudier og alle teammedlemmer af PCD-diagnostisk center i Paris-Est for deres tilgængelighed og hjertelig velkomst under besøget på deres PCD-diagnostiske center og de mange udvekslinger. Vi takker også Robert Hirst og alle teammedlemmer på PCD-centret i Leicester for deres velkomst og tid, råd og ekspertise.
15 mL conical tubes | FisherScientific | 352096 | 15 ml High-Clarity Polypropylene Conical Tube with lid |
Amphotericin B | LONZA | 17-836E | Antifungal solution |
Blakesley-weil nasal forceps | NOVO SURGICAL | E7739-12 | Used to hold the brush to perform the nasal brushing |
Bronchial cytology brush | CONMED | 129 | Used for nasal brushing |
Cotton swab | NUOVA APTACA | 2150/SG | Used for COVID-19 testing |
Digitial high-speed videomicroscopy camera | IDTeu Innovation in motion | CrashCam Mini 1510 | |
Glass slide | ThermoScientific | 12372098 | Microscope slides used to create the visualization chamber |
Heated Box | IBIDI cells in focus | 10918 | Used to heat the sample |
Inverted Light microscope | Zeiss | AXIO Vert.A1 | |
Lens Heater | TOKAI HIT | TPiE-LH | Used to heat the oil immersion lens |
Medium 199 (M199), HEPES | TermoFisher Scientific | 12340030 | Cell Culture Medium |
Motion Studio X64 | IDT Motion | version 2.14.01 | Software |
Oil | FischerScientific, Carl Zeiss | 11825153 | |
Rectangular cover slip | VWR | 631-0145 | Used to cover the visualization chamber |
Spacer (Ispacer) 0.25 mm | Sunjinlab | IS203 | Used for the creation of the hermetic closed visualization chamber |
Square cover slip | VWR | 631-0122 | Used for the creation of lab-built open visualization chamber |
Streptomycin/Penicillin | FisherScientific, Gibco | 11548876 | Antiobiotics solution |