JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Médecine

في الوقت الحقيقي تقييم النخاع الشوكي Microperfusion في نموذج Porcine من الإقفارية / Reperfusion

Published: December 10, 2020
doi:
10.3791/62047
, , , , , , , , , , ,
1Department of Anesthesiology, Center of Anesthesiology and Intensive Care Medicine,University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 2University Department for Vascular Surgery and Department of Operative Medicine,Medical University of Innsbruck, 3Department of Medical Biometry and Epidemiology,University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 4Department of Vascular Medicine,University Heart and Vascular Center Hamburg (UHZ), 5Department of Cardiology,Rostock University Medical Center, 6University Department for Cardiac Surgery,Heart Center Leipzig

Summary

تلعب دوران الحبل الشوكي دورا محوريا في إصابة الحبل الشوكي. معظم الطرق لا تسمح بتقييم في الوقت الحقيقي من دوران الحبل الشوكي، وهو أمر ضروري لتطوير العلاجات الموجهة نحو دوران الأوعية الدقيقة. هنا، نقترح بروتوكول باستخدام الليزر دوبلر تدفق إبرة المسابير في نموذج حيواني كبير من نقص التروية / reperfusion.

Abstract

إصابة الحبل الشوكي هي مضاعفات مدمرة لإصلاح الأبهر. على الرغم من التطورات للوقاية والعلاج من إصابة الحبل الشوكي، لا يزال معدل الإصابة به مرتفعا إلى حد كبير، وبالتالي، يؤثر على نتائج المريض. تلعب الدورة الدموية الدقيقة دورا رئيسيا في تغلغل الأنسجة وإمدادات الأكسجين وغالبا ما يتم فصلها عن الديناميكا الكبيرة. وبالتالي، فإن التقييم المباشر لدوائر الحبل الشوكي الدقيقة أمر ضروري لتطوير العلاجات الموجهة نحو دوران الأوعية الدقيقة وتقييم النهج القائمة فيما يتعلق بدوائر النخاع الشوكي الدقيقة. ومع ذلك ، فإن معظم الأساليب لا توفر تقييما في الوقت الحقيقي لدوائر الحبل الشوكي الدقيقة. الهدف من هذه الدراسة هو وصف بروتوكول موحد لتقييم الأوعية الدقيقة في الحبل الشوكي في الوقت الحقيقي باستخدام مسابير إبرة الليزر دوبلر التي يتم إدخالها مباشرة في الحبل الشوكي. استخدمنا نموذج porcine من نقص التروية / reperfusion للحث على تدهور دوران الأوعية الدقيقة الحبل الشوكي. وبالإضافة إلى ذلك، استخدمت تقنية حقن ميكروسفير فلوري. في البداية، تم تخدير الحيوانات وتهوية ميكانيكيا. بعد ذلك ، تم إجراء إدخال مسبار إبرة الليزر دوبلر ، يليه وضع تصريف السائل النخاعي. تم إجراء استئصال القص المتوسط للتعرض للهرطا التنازلي لأداء اللقط الشرياني الأبهري. تم تحريض الإقفارية / الترطيب عن طريق اللقط الأبهري فوق البطني لما مجموعه 48 دقيقة ، يليه إعادة التروية واستقرار الدورة الدموية. تم إجراء ليزر دوبلر فلوكس بالتوازي مع التقييم الحيوي الكلي. بالإضافة إلى ذلك ، تم استخدام تصريف السائل النخاعي الآلي للحفاظ على ضغط النخاع المستقر. بعد الانتهاء من البروتوكول، تم التضحية بالحيوانات، وتم حصاد الحبل الشوكي لتحليل الأمراض النسيجية والغلاف المجهري. ويكشف البروتوكول عن جدوى قياسات التروية الدقيقة في الحبل الشوكي باستخدام مسابير الليزر دوبلر ويظهر انخفاضا ملحوظا أثناء نقص التروية وكذلك الانتعاش بعد التروية. وأظهرت النتائج سلوكا مماثلا لتقييم الغلاف المجهري الفلوري. في الختام، قد يوفر هذا البروتوكول الجديد نموذجا حيوانيا كبيرا مفيدا للدراسات المستقبلية باستخدام تقييم الضخ الدقيق في الحبل الشوكي في الوقت الحقيقي في حالات نقص التروية/إعادة التروية.

Introduction

إصابة الحبل الشوكي الناجمة عن نقص التروية / التروية (SCI) هي واحدة من أكثر المضاعفات المدمرة لإصلاح الأبهر المرتبطة بانخفاض النتيجة1،2،3،4. خيارات الوقاية والعلاج الحالية لSCI تشمل الاستفادة المثلى من المعلمات macrohemodynamic وكذلك تطبيع ضغط السائل النخاعي (CSP) لتحسين ضغط الحبل الشوكي2،5،6،7،8،9. على الرغم من تنفيذ هذه المناورات، لا يزال معدل الإصابة ب SCI يتراوح بين 2٪ و 31٪ اعتمادا على تعقيد إصلاح الأبهر10و11و12.

في الآونة الأخيرة، اكتسبت دوران الأوعية الدقيقة زيادة الاهتمام13،14. Microcirculation هو مجال امتصاص الأكسجين الخلوي وتبادل الأيض وبالتالي، يلعب دورا حاسما في وظيفة الجهاز وسلامةالخلوية 13. ضعف تدفق الدم في الأوعية الدقيقة هو محدد رئيسي لنقص التروية في الأنسجة المرتبطة بزيادة معدل الوفيات15،16،17،18،19. ويرتبط ضعف دوران الأوعية الدقيقة الحبل الشوكي مع انخفاض وظيفة عصبية والنتيجة20،21،22،23. لذلك ، فإن تحسين التخبط الدقيق لعلاج SCI هو نهج واعد للغاية. وقد وصف استمرار الاضطرابات في الأوعية الدقيقة ، على الرغم من التحسين الكلي ،26،27،28،29. يحدث هذا الفقدان في التماسك الديناميكي الدموي بشكل متكرر في ظروف مختلفة بما في ذلك نقص التروية / إعادة التروية ، مع التأكيد على الحاجة إلى التقييم المباشر للدوائر الدقيقة والعلاجات المستهدفة بدوائر صغيرة26و27و30.

حتى الآن، استخدمت دراسات قليلة فقط تحقيقات الليزر دوبلر لتقييم الوقت الحقيقي للسلوك النخاع الشوكي microcirculatory20،31. وقد استخدمت الدراسات القائمة في كثير من الأحيان تقنيات الحقن المجهرية، والتي تقتصر على الاستخدام المتقطع وتحليل ما بعد الوفاة32،33. عدد القياسات المختلفة باستخدام تقنية حقن ميكروسفير محدود بسبب توافر الموجات الدقيقة ذات الأطوال الموجية المختلفة. وعلاوة على ذلك، وعلى النقيض من تقنيات الليزر دوبلر، لا يمكن إجراء تقييم في الوقت الحقيقي للنزيف الدقيق، حيث أن هناك حاجة إلى معالجة وتحليل الأنسجة بعد الوفاة لهذه الطريقة. هنا، نقدم بروتوكول تجريبي للتقييم في الوقت الحقيقي من دوران الحبل الشوكي في نموذج حيواني كبير porcine من نقص التروية / reperfusion.

كانت هذه الدراسة جزءا من مشروع حيواني كبير يجمع بين دراسة عشوائية تقارن تأثير البلورات مقابل الغروانيات على دوران الأوعية الدقيقة في نقص التروية / التخثر بالإضافة إلى دراسة عشوائية استكشافية حول آثار السوائل مقابل الأوعية الدموية على التروية الدقيقة في الحبل الشوكي. تدفق التحقيق 2 نقطة المعايرة وكذلك الضغط تلميح القسطرة المعايرة وقد وصفت سابقا34. بالإضافة إلى البروتوكول المبلغ عنه، تم استخدام الميكروسفيرات الفلورية لقياس الميكروفوسيون الحبل الشوكي، كما هو موضح سابقا، وذلك باستخدام 12 عينة من أنسجة الحبل الشوكي لكل حيوان، مع عينات 1-6 تمثل الحبل الشوكي العلوي و 7-12 تمثل الحبل الشوكي السفلي35،36. تم إجراء حقن ميكروسفير لكل خطوة قياس بعد الانتهاء من تسجيلات ليزر دوبلر والتقييم الحيوي الكلي. تم إجراء تقييم الهستوباثولوجي باستخدام كلاينمان-نقاط كما وصف سابقا37.

Protocol

وقد وافقت اللجنة الحكومية المعنية برعاية الحيوانات واستخدامها في مدينة هامبورغ على الدراسة (المرجع رقم 60/17). تلقت الحيوانات الرعاية وفقا ل دليل لرعاية واستخدام المختبر (نشر المعاهد القومية للصحة رقم 86-23 ، المنقحة 2011) وكذلك توصيات FELASA وأجريت التجارب وفقا للمبادئ التوجيهية وصول24</s…

Representative Results

وقد نجت جميع الحيوانات الستة حتى الانتهاء من البروتوكول. وكان وزن الحيوان 48.2 ± 2.9 كجم؛ خمسة كانت ذكورية واحد أنثى وكان إدخال مسبار إبرة الحبل الشوكي وكذلك قياس تدفق الحبل الشوكي ممكنا في جميع الحيوانات. وترد أمثلة من تسجيلات النخاع الشوكي…

Discussion

SCI الناجم عن نقص التروية في الحبل الشوكي هو أحد المضاعفات الرئيسية لإصلاح الأبهر مع تأثير هائل على نتائج المريض1،2،3،4،10،11،12. العلاجات الموجهة نحو سرعة دوران الأ?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ويود المؤلفان أن يشكرا لينا بريكس، V.M D، معهد بحوث الحيوان، كلية هانوفر الطبية، وكذلك السيدة جوتا دامان، مرفق بحوث رعاية الحيوانات، المركز الطبي الجامعي هامبورغ – إيبيندورف، ألمانيا، على توفير الرعاية الحيوانية قبل الجراحة ومتغلغلة ومساعدتهم التقنية في التعامل مع الحيوانات. كما يود المؤلفان أن يشكرا الدكتور دانيال مانزوني، قسم جراحة الأوعية الدموية، هوبيتال كيرشبيرغ، لكسمبرغ، على مساعدته التقنية.

Materials

CardioMed Flowmeter Medistim AS, Oslo, Norway CM4000 Flowmeter for Flow-Probe Femoral Artery
CardioMed Flow-Probe, 5mm Medistim AS, Oslo, Norway PS100051 Flow-Probe Femoral Artery
COnfidence probe,  Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA MA16PAU Flow-Probe Aorta
16 mm liners
DIVA Sevoflurane Vapor Dräger Medical, Lübeck, Germany Vapor
Hotline Level 1 Fluid Warmer Smiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, Germany HL-90-DE-230 Fluid Warmer
Infinity Delta Dräger Medical, Lübeck, Germany Basic Monitoring Hardware
Infinity Hemo Dräger Medical, Lübeck, Germany Basic Pressure Monitoring and Pulmonary Thermodilution Hardware
LabChart Pro ADInstruments Ltd., Oxford, UK v8.1.16 Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Software
LiquoGuard 7 Möller Medical GmbH, Fulda, Germany Cerebrospinal Fluid Drainage System
Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD) ADInstruments Ltd., Oxford, UK SPR-350 Pressure-Tip Catheter Aorta
moor VMS LDF moor Instruments, Devon, UK Designated Laser-Doppler Hardware
moor VMS Research Software moor Instruments, Devon, UK Designated Laser-Doppler Software
Perivascular Flow Module Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA TS 420 Flow-Module for Flow-Probe Aorta
PiCCO 2, Science Version Getinge AB, Göteborg, Sweden v. 6.0 Blood Pressure and Transcardiopulmonary Monitoring Hard- and Software
PiCCO 5 Fr. 20cm Getinge AB, Göteborg, Sweden Thermistor-tipped Arterial Line 
PowerLab ADInstruments Ltd., Oxford, UK PL 3516 Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Hardware
QuadBridgeAmp ADInstruments Ltd., Oxford, UK FE 224 Four Channel Bridge Amplifier for Laser-Doppler and Invasive Blood Pressure Aquisition
Silverline Spiegelberg, Hamburg, Germany ELD33.010.02 Cerebrospinal Fluid Drainage
SPSS statistical software package  IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USA v. 27 Statistical Software
Twinwarm Warming System Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany 12TW921DE Warming System
Universal II Warming Blanket Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany 906 Warming Blanket
VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured) moor Instruments, Devon, UK Laser-Doppler Probe
Zeus Dräger Medical, Lübeck, Germany Anesthesia Machine
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
  2. Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
  3. Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
  5. McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
  6. Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
  7. Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
  8. Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
  9. Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
  10. Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), 86-90 (2010).
  12. Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, 35-40 (2017).
  13. Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for “individualized goal-directed hemodynamic therapy” and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
  14. Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
  15. De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
  16. De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
  17. Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
  18. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  19. Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710 (2013).
  20. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), 1955-1962 (2007).
  21. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), 1376-1382 (2012).
  22. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, 1026-1042 (2010).
  23. Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
  24. Guillen, J., , . FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
  25. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
  26. Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
  27. Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
  28. De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
  29. van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
  30. Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, 8 (2015).
  31. Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
  32. Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
  33. Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
  34. Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405 (2018).
  35. Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
  36. Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
  37. Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
  38. Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225 (2017).
  39. Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
  40. Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
  41. Miller, R. D. . Miller’sanesthesia. 8th Edition. , (2015).
  42. Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
  43. Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
  44. Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
  45. Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39 (2014).
  46. Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
  47. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243 (2018).
  48. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  49. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
  50. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005 (2013).
  51. Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).

Tags

Keywords: Spinal CordMicroperfusionIschemia/reperfusionReal-time AssessmentPorcine ModelLaser DopplerCerebrospinal Fluid PressureMacrohemodynamicsMinimally InvasiveAnesthesiologySurgical Procedure
check_url/fr/62047?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Behem, C. R., Friedheim, T., Wipper, S. H., Pinnschmidt, H. O., Graessler, M. F., Gaeth, C., Holthusen, H., Rapp, A., Suntrop, T., Haunschild, J., Etz, C. D., Trepte, C. J. C. Real-Time Assessment of Spinal Cord Microperfusion in a Porcine Model of Ischemia/Reperfusion. J. Vis. Exp. (166), e62047, doi:10.3791/62047 (2020).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image