Transplantation d’îlots pancréatiques couverts de graisse à l’aide de tissu adipeux blanc épididymaire
Summary
Cette méthode de transplantation d’îlots couverts de graisse convient à la détection des îlots greffés dans la cavité intrapéritonéale. Notamment, il ne nécessite pas l’utilisation d’agents bioliants ou de suture.
Abstract
La transplantation d’îlots pancréatiques est une thérapie de remplacement cellulaire pour le diabète sucré sévère. La cavité intrapéritonéale est généralement le site de transplantation pour cette procédure. Cependant, la transplantation intrapéritonéale d’îlots pancréales présente certaines limites, notamment une faible efficacité de la transplantation, une capacité difficile de détection du greffon et un manque de capacité de greffectomie pour l’analyse post-transplantation. Dans cet article, la « transplantation d’îlots couverts de graisse », une méthode de transplantation d’îlots intrapéritonéaux qui utilise du tissu adipeux blanc épididymaire, est utilisée pour évaluer les effets thérapeutiques des îlots bio-modifiés. La simplicité de la méthode réside dans l’ensemencement des îlots sur le tissu adipeux blanc épididymaire et l’utilisation du tissu pour couvrir les îlots. Bien que cette méthode puisse être classée comme une technique de transplantation d’îlots intrapéritonéaux, elle partage des caractéristiques avec la transplantation intra-adipeuse d’îlots pancréteux. La méthode de transplantation d’îlots couverts de graisse démontre toutefois des effets thérapeutiques plus robustes que la transplantation intra-adipeuse d’îlots, y compris l’amélioration de la glycémie et des taux plasmatiques d’insuline et le potentiel d’élimination du greffon. Nous recommandons l’adoption de cette méthode pour évaluer les mécanismes de greffe d’îlots dans le tissu adipeux blanc et les effets thérapeutiques des îlots issus de la bioingénierie.
Introduction
La transplantation d’îlots pancréatiques est une thérapie de remplacement cellulaire pour les patients atteints de diabète sucré sévère. Des rapports récents ont montré que les taux d’insuline autonome trois ans après la transplantation s’améliorent jusqu’à 44 %1 et qu’environ 80 % des receveurs qui reçoivent plus de 600 000 équivalents îlots pancréatiques atteignent l’indépendance insulinique2. En outre, dans le plus récent rapport du registre collaboratif de transplantation d’îlots, il a été révélé que la glycémie à jeun était maintenue à 60-140 mg / dL pendant une période de 5 ans chez plus de 70% des patients qui ont subi une greffe d’îlots pancréatiques seuls. L’étude a également déterminé qu’environ 90% des patients ayant reçu une greffe d’îlots pancréatiques seuls ou une transplantation d’îlots après une greffe de rein n’ont pas développé d’événements hypoglycémiques graves pendant plus de 5 ans3.
Bien que les résultats cliniques de ce traitement se soient améliorés, certaines limites doivent encore être prises en compte, notamment la nécessité d’établir un site de transplantation optimal. Le foie est un site de transplantation typique pour la transplantation clinique d’îlots pancréatiques, car c’est le plus grand organe pouvant accueillir un volume élevé d’îlots. Cependant, chez certains patients, le foie n’est pas disponible (par exemple, en raison d’une hypertension portale, d’une hépatite et/ou d’une cirrhose4) et donc d’autres sites, y compris l’espace sous-capsulaire rénal5,6, la poche omentale 7,8,9,10, le mésentère 11, le tractus gastro-intestinal 12, le muscle squelettique 13, le tissu sous-cutané 13, la moelle osseuse 14 et la rate 15 ,16,17, ont été considérés comme des sites de transplantation alternatifs.
Bien que la transplantation intrapéritonéale d’îlots puisse être effectuée facilement sous anesthésie locale, ce qui fait de la cavité intrapéritonéale un site attrayant pour la transplantation clinique d’îlots, lors de la transplantation, les îlots sont dispersés dans toute la cavité intrapéritonéale, ce qui rend difficile la détection de la greffe d’îlots et la confirmation réussie de la greffe. Par conséquent, la cavité intrapéritonéale n’est pas largement reconnue comme un site de transplantation clinique idéal. Au lieu de cela, il est fréquemment utilisé comme modèle de contrôle pour les études précliniques visant à étudier l’efficacité des îlots encapsuléstransplantés 18 et des îlots19 issus de la bioingénierie. Cependant, une comparaison exacte entre les îlots issus de la bioingénierie et les îlots témoins est difficile à réaliser en raison des défis liés à la réalisation d’une évaluation précise de la greffe.
En revanche, l’utilisation de tissu adipeux blanc intrapéritonéal dans la poche omentale8, le mésentère et d’autres emplacements extrahépatiques a été bien rapportée 10,20,21,22,23 et de nombreuses études portant sur la fonction des îlots issus de la bioingénierie transplantés à l’aide de tissu adipeux blanc ont pu rapporter des résultats thérapeutiques prometteurs20,24,25, 26. Comme l’utilisation de tissu adipeux épididymaire facilite la détection des îlots transplantés, la « méthode de transplantation d’îlots couverts de graisse », utilisant du tissu adipeux épididymaire, a été développée pour surmonter les limites de la transplantation intrapéritonéale d’îlots. Dans cet article, la transplantation d’îlots couverts de graisse à l’aide de tissu adipeux épididymaire est décrite.
Protocol
Representative Results
Discussion
La méthode de transplantation d’îlots couverts de graisse intègre des techniques de deux techniques de transplantation différentes: la transplantation intrapéritonéale d’îlots et la transplantation intra-adipeuse d’îlots adipeux. Comme la membrane superficielle du tissu adipeux blanc épididymaire est considérée comme le tissu adipeux blanc qui est recouvert par le péritoine et qui est attaché à l’épididyme, la méthode de transplantation d’îlots couverts de graisse peut être anatomiquement clas…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Cette étude a été financée par une subvention pour la recherche scientifique (C) (19K09839, NS) du ministère de l’Éducation, de la Culture, des Sports, de la Science et de la Technologie du Japon.
Materials
| 4-0 Nylon | Alfresa | ER2004NA45-KF2 | Closing abdomen |
| Alexa 488-conjugated donkey anti-guinea pig | Jackson Immunoresearch | 706-546-148 | Secondary antibody for insulin antibody |
| Alexa 647-conjugated donkey anti-rabbit | Jackson Immunoresearch | 711-606-152 | Secondary antibody for von Willebrand factor antibody |
| DMEM, low glucose, pyruvate | ThermoFisher Scientific | 11885084 | Culturing islets, transplanting islets |
| Eosin | Fujifilm Wako Chemicals | 051-06515 | Using for staining tissue by eosin |
| Eppendorf Safe-Lock Tubes, 1.5 mL | Eppendorf | 30120086 | Collecting islets |
| Falcon 15 mL Conical Centrifuge Tubes | Corning | 352095 | Collecting islets |
| Falcon 40 µm Cell Strainer | Falcon | 352340 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes | Corning | 352070 | Discarding excessive medium/buffer |
| Guinea pig anti-insulin | Agilent Technologies Japan, Ltd. (Dako) | IR002 | Primary antibody for murine insulin |
| Hematoxylin | Muto Pure Chemicals Co., Ltd. | 30002 | Using for staining tissue by hematoxylin |
| Isodine solution 10% | Shionogi&Co., Ltd. | no catalog number | Using for disinfection |
| Isoflurane | Fujifilm Wako Chemicals | 095-06573 | Using for anesthesia |
| Labcon 1000 µL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1177-965-008 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Labcon 200 µL ZapSilk Low Retention Pipette Tips | Labcon | 1179-965-008 | Using for seeding islets onto epididymal white adipose tissue |
| Mintsensor | Sanwa Kagaku Kenkyusho Co. Ltd., | 8AEB02E | Using for monitoring blood glucose |
| Pipetteman P-1000 | Gilson | F123602 | Using for separating islets from other pancreatic tissue |
| Pipetteman P-200 | Gilson | F123601 | Using for seeding islets onto epididymal white adipose tissue |
| Rabbit anti-vWF | Abcam | ab6994 | Primary antibody for murine von Willebrand factor |
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