JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurosciences

كامل جبل تلطيخ، والتصور، وتحليل الفطريات، Circumvallate، وبراعم طعم الحنك

Published: February 11, 2021
doi:
10.3791/62126
,
1Anatomical Sciences and Neurobiology,University of Louisville

Summary

تصف هذه الورقة طرق إعداد الأنسجة ، وتلطيخ ، وتحليل براعم طعم الفطريات والحواف والحنك الكاملة والناعمة التي تنتج باستمرار براعم الذوق الكاملة وال سليمة (بما في ذلك الألياف العصبية التي ت الداخلي لهم) والحفاظ على العلاقات بين الهياكل داخل براعم الذوق والبابيات المحيطة بها.

Abstract

براعم الذوق هي مجموعات من الخلايا تحويل الذوق المتخصصة للكشف عن مجموعات فرعية من المحفزات الكيميائية في تجويف الفم. هذه الخلايا المحولة تتواصل مع الألياف العصبية التي تحمل هذه المعلومات إلى الدماغ. ولأن خلايا تحويل الطعم تموت باستمرار ويتم استبدالها طوال مرحلة البلوغ، فإن بيئة برعم الذوق معقدة وديناميكية على حد سواء، وتتطلب تحليلات مفصلة لأنواع خلاياها ومواقعها وأي علاقات جسدية بينها. وقد تم الحد من التحليلات التفصيلية من خلال عدم التجانس والكثافة في أنسجة اللسان التي خفضت بشكل كبير نفاذية الأجسام المضادة. تتطلب هذه العقبات بروتوكولات تقسيم تؤدي إلى تقسيم براعم الذوق عبر المقاطع بحيث يتم تقريب القياسات فقط، وفقدان علاقات الخلية. للتغلب على هذه التحديات ، تتضمن الطرق الموصوفة هنا جمع وتصوير وتحليل براعم الذوق الكاملة وال اربوريس المحطة الفردية من ثلاث مناطق طعم: الحليمة الفطرية ، الحليمة المحيطة ، والحنك. جمع براعم الذوق كله يقلل من التحيز والتباين التقني ويمكن استخدامها للإبلاغ عن الأرقام المطلقة للميزات بما في ذلك حجم الذوق برعم، مجموع الذوق برعم الداخلية، نقل عدد الخلايا، ومورفولوجيا من أربور المحطة الطرفية الفردية. لإثبات مزايا هذه الطريقة ، توفر هذه الورقة مقارنات بين برعم الذوق وأحجام الداخليا بين براعم الذوق الفطرية والحواف باستخدام علامة عامة لبراعم الذوق وتسمية لجميع ألياف الذوق. كما يتم توفير سير عمل لاستخدام الوسم الوراثي للخلايا المتناثرة للخلايا العصبية المذاق (مع مجموعات فرعية تحمل علامات من خلايا تحويل الذوق). هذا سير العمل يحلل هياكل الفردية المشتلات الذوق العصب ، وأرقام نوع الخلية ، والعلاقات المادية بين الخلايا باستخدام برنامج تحليل الصور. معا، توفر هذه سير العمل نهجا جديدا لإعداد الأنسجة وتحليل كل من براعم الذوق كله ومورفولوجيا كاملة من أربور الداخلية الخاصة بهم.

Introduction

براعم الذوق هي مجموعات من 50-100 الخلايا الظهارية المتخصصة التي تربط مجموعات فرعية من المحفزات الكيميائية الذوق موجودة في تجويف الفم. ويعتقد عموما خلايا تحويل الذوق إلى وجود أنواع1،2، 3،4،5،6،7،8،9، في البداية على أساس معايير المجهر الإلكتروني التي كانت مرتبطة في وقت لاحق مع علامات الجزيئية. النوع الثاني الخلايا التعبير عن فوسفوليباز C-بيتا 2 (PLCβ2)2 و العابرة مستقبلات قناة cation المحتملة, subfamily M عضو 51 وتشمل الخلايا التي تنقل الحلو, مريرة, وumami1,10. الخلايا من النوع الثالث تعبر عن أنهيدراز الكربوني 4 (Car4)11 والبروتين المرتبط بالسيبتوسوم 258 وتدل على الخلايا التي تستجيب في المقام الأول للذوق الحامض11. الخلايا التي تحول الملوحة لم تكن واضحة كما رسمتبوضوح 12,13,14, ولكن يمكن أن تشمل يحتمل أن النوع الأول, نوع الثاني والنوع الثالث خلايا15,16,17,18,19. بيئة الذوق برعم معقدة وديناميكية، بالنظر إلى أن الخلايا تحويل الذوق تتحول باستمرار على مدى مرحلة البلوغ ويتم استبدالها من قبل السلف القاعدية3،20،21. هذه الخلايا تحويل الذوق الاتصال الألياف العصبية أحادية القطب الزائفة من العقدة geniculate وال بتروسال، والتي تمر معلومات الذوق إلى جذع الدماغ. وقد صنفت هذه الخلايا العصبية في المقام الأول على أساس نوع من المعلومات طعم أنها تحمل22,23 لأن المعلومات حول مورفولوجيا كانت بعيدة المنال حتى وقت قريب24. النوع الثاني الخلايا التواصل مع الألياف العصبية عن طريق البروتين معامل الكالسيوم 1 قنوات أيون25، في حين أن الخلايا من النوع الثالث التواصل عبر نقاط الاشتباك العصبي الكلاسيكية8،26. مزيد من التوصيف لخلايا برعم الذوق بما في ذلك نقل أنواع الخلايا الأنساب، والعوامل التي تؤثر على تمايزها، وهياكل ربط أربور كلها مجالات التحقيق النشط.

وقد أعاقت العديد من التحديات التقنية دراسات الذوق. الأنسجة غير المتجانسة والكثيفة التي تشكل اللسان تقلل بشكل كبير من نفاذية الأجسام المضادة للكيمياء المناعية27،28،29. وقد استلزمت هذه العقبات تقسيم البروتوكولات التي تؤدي إلى تقسيم براعم الذوق عبر الأقسام بحيث يتم تقريب القياسات إما على أساس الأقسام التمثيلية أو تلخيصها عبر الأقسام. سابقا، تم استخدام المقاطع رفيعة تمثيلية لتقريب كل من قيم وحدة التخزين وتعول الخلايا المحولة30. يسمح القسم التسلسلي الأكثر سمكا بتصوير جميع أقسام برعم الذوق وتجميع القياسات من كل قسم31. قطع مثل هذه المقاطع سميكة واختيار براعم الذوق كله فقط التحيزات أخذ العينات نحو أصغر براعم الذوق32،33،34. وقد استندت تقديرات الأعصاب الداخلية من براعم الذوق المقطعية على تحليلات أرقام بكسل13،35، إذا تم قياسها كميا في جميع36،37،38. تتجاهل هذه القياسات تماما بنية وعدد أربور الأعصاب الفردية ، لأن الأشجار تنقسم (وعادة ما تكون سيئة التسمية). وأخيرا، على الرغم من تقشير بعيدا الظهارة لا تسمح براعم الذوق بأكملها لتكون ملطخة39،40، فإنه يزيل أيضا الألياف العصبية الذوق برعم ويمكن أن تعطل العلاقات الطبيعية بين الخلايا. لذلك ، كانت التحقيقات في العلاقات الهيكلية داخل براعم الذوق محدودة بسبب هذا الاضطراب الناجم عن نهج التلطيخ.

جمع كامل الهيكل يلغي الحاجة إلى أقسام تمثيلية ويسمح بتحديد قياسات القيمة المطلقة للأحجام، عدد الخلايا، ومورفولوجيا الهيكل41. كما أن هذا النهج يزيد من الدقة ويحد من التحيز ويقلل من التباين التقني. هذا العنصر الأخير مهم لأن براعم الذوق تظهر تباينا بيولوجيا كبيرا داخل34و42 وعبر المناطق43و44، وتسمح تحليلات برعم الذوق الكامل بمقارنة أرقام الخلايا المطلقة بين التحكم والظروف التجريبية. وعلاوة على ذلك، فإن القدرة على جمع براعم الذوق سليمة يسمح تحليل العلاقات الفيزيائية بين مختلف الخلايا المحولة والألياف العصبية المرتبطة بها. لأن خلايا تحويل الذوق قد تتواصل مع بعضها البعض45 والتواصل مع الألياف العصبية46, هذه العلاقات مهمة للوظيفة العادية. وبالتالي، قد لا تكون ظروف فقدان الوظيفة بسبب فقدان الخلايا، ولكن بدلا من ذلك إلى تغييرات في علاقات الخلية. تقدم هنا طريقة لجمع براعم الذوق كله لتحقيق فوائد القياسات المطلقة لتحليل حجم التكرير لكل من براعم الذوق وداخلياتها، وأعداد خلايا الذوق والأشكال، وتسهيل تحليلات العلاقات بين الخلايا العابرة ومورفولوجيا الأعصاب. كما يتم تقديم اثنين من سير العمل المصب من هذه الطريقة الجديدة جبل كامل لإعداد الأنسجة: 1) لتحليل حجم برعم الذوق والا الداخلي الكلي و 2) لوضع العلامات الوراثية متناثرة الخلية من الخلايا العصبية الذوق (مع مجموعات فرعية من الخلايا تحويل الذوق المسمى) والتحليلات اللاحقة من مورفولوجيا المشتل الأعصاب الذوق، أعداد أنواع خلايا التذوق وأشكالها، واستخدام برامج تحليل الصور لتحليل العلاقات الفيزيائية بين الخلايا المحولة وتلك بين التحويل الخلايا و أربور الأعصاب. معا، توفر هذه مسارات العمل نهجا جديدا لإعداد الأنسجة وتحليلات براعم الذوق كله ومورفولوجيا كاملة من أربور الداخلية الخاصة بهم.

Protocol

ملاحظة: تم رعاية جميع الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية التي وضعتها سياسة خدمة الصحة العامة الأمريكية بشأن الرعاية الإنسانية واستخدام المختبر ودليل المعاهد القومية للصحة لرعاية واستخدام المختبر. Phox2b-Cre الفئران (MMRRC سلالة 034613-UCD، NP91Gsat/Mmcd) أو TrkBكريتر الفئران (Ntrk2tm3.1 (cre/ERT2)Ddg) و…

Representative Results

تلطيخ الظهارة اللغوية مع الأجسام المضادة لdsRed والكيراتين-8 (علامة الذوق برعم العام) وصفت كل من براعم الذوق كله وجميع التعصيب طعم برعم في Phox2b-Cre:tdTomato الفئران50،51 (الشكل 3A). أعطى التصوير هذه براعم الذوق من المسام إلى قواعدها أعلى دقة صور الطائرة س…

Discussion

تطوير نهج لجمع وصمة عار باستمرار براعم الذوق كله من ثلاث مناطق طعم تجويف الفم (شكل الفطريات، circumvallate، والحنك) يوفر تحسينات كبيرة لتحليل الخلايا تحويل الذوق، وتتبع الخلايا المدمجة حديثا، التدين، والعلاقات بين هذه الهياكل. وبالإضافة إلى ذلك، فإنه يسهل توطين علامة الخلايا العصبية الثانوية ?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نشكر كافسكا كوروبارانانتها على مساهماتها في تلطيخ الأنسجة وتصوير براعم الذوق المحيطة ، وجنيفر شو لتلطيخ وتصوير التنجين إلى الحليمة ، وKaytee Horn لرعاية الحيوانات وال جينوتيبينج ، و Liqun Ma لتلطيخ الأنسجة لبراعم الذوق الحنك الرخو. تم دعم هذا المشروع من قبل R21 DC014857 وR01 DC007176 إلى R.F.K و F31 DC017660 إلى L.O.

Materials

2,2,2-Tribromoethanol ACROS Organics AC421430100
2-Methylbutane ACROS 126470025
AffiniPure Fab Fragment Donkey Anti-Rabbit IgG Jackson ImmunoResearch 711-007-003 15.5μL/mL
Alexa Fluor® 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG Jackson Immuno Research 712-605-150 (1:500)
AutoQuant X3 software  Media Cybernetics
Blunt End Forceps Fine Science Tools  FST 91100-12
Click-iT™ Plus EdU Cell Proliferation Kit Molecular Probes C10637 Follow kit instructions 
Coverglass Marienfeld 107242
Cytokeratin-8 Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB), (RRID: AB_531826)  Troma1 supernatant (1:50, store at 4°C)
Dissection Scissors (coarse) Roboz RS-5619
Dissection Scissors (fine) Moria MC19B
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 ThermoFisher Scientific A21206 (1:500)
Donkey anti-Rabbit, Alexa Fluor® 555 ThermoFisher Scientific A31572 (1:500)
DyLight™ 405 AffiniPure Fab Fragment Bovine Anti-Goat IgG Jackson Immuno Research 805-477-008 (1:500)
Fluoromount G Southern Biotech 0100-01
Glass slides Fisher Scientific (Superfrost Plus Miscroscope Slides) 12-550-15
Goat anti-Car4 R&D Systems  AF2414 (1:500)
Imaris  Bitplane  pixel-based image analysis software
Neurolucida 360 + Explorer MBF Biosciences 3D vector based image analysis software
Normal Donkey Serum Jackson Immuno Research 017-000-121
Normal Rabbit Serum  Equitech-Bio, Inc SR30
Olympus FV1000 (multi-Argon laser with wavelengths 458, 488, 515 and additional HeNe lasers emitting 543 and 633)
Paraformaldehyde EMD PX0055-3 4% in 0.1M PB
Rabbit anti-dsRed Living Colors DsRed Polyclonal Antibody; Clontech Clontech Laboratories, Inc. (632496) 632496 (1:500)
Rabbit anti-PLCβ2  Santa Cruz Biotechnology Cat# sc-206 (1:500)
Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous Fisher Scientific BP332-500
Sodium Phosphate Monobasic Fisher Scientific BP330-500
tert-Amyl alcohol Aldrich Chemical Company 8.06193
Tissue Molds Electron Microscopy Sciences 70180
Tissue-Tek® O.C.T. Compound Sakura 4583
Triton X-100 BIO-RAD #161-0407
Zenon™ Alexa Fluor™ 555 Rabbit IgG Labeling Kit ThermoFisher Scientific Z25305 Follow kit instructions 
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Clapp, T. R., Medler, K. F., Damak, S., Margolskee, R. F., Kinnamon, S. C. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltage-gated calcium channels and SNAP-25. BMC Biology. 4 (1), 7 (2006).
  2. Clapp, T. R., Yang, R., Stoick, C. L., Kinnamon, S. C., Kinnamon, J. C. Morphologic characterization of rat taste receptor cells that express components of the phospholipase C signaling pathway. The Journal of Comparative Neurology. 468 (3), 311-321 (2004).
  3. Delay, R. J., Roper, S. D., Kinnamon, J. C. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: II. Cell types and cell lineage. The Journal of Comparative Neurology. 253 (2), 242-252 (1986).
  4. Finger, T. E. Cell types and lineages in taste buds. Chemical Senses. 30, 54-55 (2005).
  5. Kataoka, S., et al. The candidate sour taste receptor, PKD2L1, is expressed by type III taste cells in the mouse. Chemical Senses. 33 (3), 243-254 (2008).
  6. Murray, R. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. Journal of Ultrastructure Research. 27 (5-6), 444 (1969).
  7. Murray, R. G., Murray, A. Fine structure of taste buds of rabbit foliate papillae. Journal of Ultrastructure Research. 19 (3), 327-353 (1967).
  8. Yang, R., Crowley, H. H., Rock, M. E., Kinnamon, J. C. Taste cells with synapses in rat circumvallate papillae display SNAP-25-like immunoreactivity. The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 205-215 (2000).
  9. Yee, C. L., Yang, R., Böttger, B., Finger, T. E., Kinnamon, J. C. “Type III” cells of rat taste buds: Immunohistochemical and ultrastructural studies of neuron-specific enolase, protein gene product 9.5, and serotonin. Journal of Comparative Neurology. 440 (1), 97-108 (2001).
  10. Zhang, Y., et al. Coding of sweet, bitter, and umami tastes. Cell. 112 (3), 293-301 (2003).
  11. Chandrashekar, J., et al. The taste of carbonation. Science. 326 (5951), 443-445 (2009).
  12. Oka, Y., Butnaru, M., Von Buchholtz, L., Ryba, N. J. P., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  13. Stratford, J. M., Larson, E. D., Yang, R., Salcedo, E., Finger, T. E. 5-HT3A-driven green fluorescent protein delineates gustatory fibers innervating sour-responsive taste cells: A labeled line for sour taste. Journal of Comparative Neurology. 525 (10), 2358-2375 (2017).
  14. Baumer-Harrison, C., et al. Optogenetic stimulation of type I GAD65(+) cells in taste buds activates gustatory neurons and drives appetitive licking behavior in sodium-depleted mice. The Journal of Neuroscience. 40 (41), 7795-7810 (2020).
  15. Nomura, K., Nakanishi, M., Ishidate, F., Iwata, K., Taruno, A. All-electrical Ca(2+)-independent signal transduction mediates attractive sodium taste in taste buds. Neuron. 106 (5), 816-829 (2020).
  16. Ohmoto, M., Jyotaki, M., Foskett, J. K., Matsumoto, I. Sodium-taste cells require Skn-1a for generation and share molecular features with sweet, umami, and bitter taste cells. eneuro. 7 (6), (2020).
  17. Roebber, J. K., Roper, S. D., Chaudhari, N. The role of the anion in salt (NaCl) detection by mouse taste buds. The Journal of Neuroscience. 39 (32), 6224-6232 (2019).
  18. Oka, Y., Butnaru, M., von Buchholtz, L., Ryba, N. J., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  19. Lewandowski, B. C., Sukumaran, S. K., Margolskee, R. F., Bachmanov, A. A. Amiloride-insensitive salt taste is mediated by two populations of type III taste cells with distinct transduction mechanisms. The Journal of Neuroscience. 36 (6), 1942-1953 (2016).
  20. Beidler, L. M., Smallman, R. L. Renewal of cells within taste buds. The Journal of Cell Biology. 27 (2), 263-272 (1965).
  21. Hamamichi, R., Asano-Miyoshi, M., Emori, Y. Taste bud contains both short-lived and long-lived cell populations. Neurosciences. 141 (4), 2129-2138 (2006).
  22. Yarmolinsky, D. A., Zuker, C. S., Ryba, N. J. P. Common sense about taste: from mammals to insects. Cell. 139 (2), 234-244 (2009).
  23. Spector, A. C., Travers, S. P. The representation of taste quality in the mammalian nervous system. Behavoiral and Cognitive Neuroscience Reviews. 4 (3), 143-191 (2005).
  24. Huang, T., Ohman, L. C., Clements, A. V., Whiddon, Z. D., Krimm, R. F. Variable branching characteristics of peripheral taste neurons indicates differential convergence. bioRxiv. , (2020).
  25. Taruno, A., et al. CALHM1 ion channel mediates purinergic neurotransmission of sweet, bitter and umami tastes. Nature. 495 (7440), 223-226 (2013).
  26. Kinnamon, J. C., Taylor, B. J., Delay, R. J., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds. I. Taste cells and their associated synapses. The Journal of comparative neurology. 235 (1), 48-60 (1985).
  27. Dando, R., et al. A permeability barrier surrounds taste buds in lingual epithelia. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (1), 21-32 (2015).
  28. Mistretta, C. M. Permeability of tongue epithelium and its relation to taste. American Journal of Physiology. 220 (5), 1162-1167 (1971).
  29. Michlig, S., Damak, S., Le Coutre, J. Claudin-based permeability barriers in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 502 (6), 1003-1011 (2007).
  30. Kinnamon, S. C., Finger, T. E. Recent advances in taste transduction and signaling. F1000Research. 8, 2117 (2019).
  31. Meng, L., Huang, T., Sun, C., Hill, D. L., Krimm, R. BDNF is required for taste axon regeneration following unilateral chorda tympani nerve section. Experimental Neurology. 293, 27-42 (2017).
  32. Meng, L., Ohman-Gault, L., Ma, L., Krimm, R. F. Taste bud-derived BDNF is required to maintain normal amounts of innervation to adult taste buds. eneuro. 2 (6), (2015).
  33. Tang, T., Rios-Pilier, J., Krimm, R. Taste bud-derived BDNF maintains innervation of a subset of TrkB-expressing gustatory nerve fibers. Molecular and Cellular Neuroscience. 82, 195-203 (2017).
  34. Zhang, G. H., Zhang, H. Y., Deng, S. P., Qin, Y. M. Regional differences in taste bud distribution and -gustducin expression patterns in the mouse fungiform papilla. Chemical Senses. 33 (4), 357-362 (2008).
  35. Huang, T., Ma, L., Krimm, R. F. Postnatal reduction of BDNF regulates the developmental remodeling of taste bud innervation. Biologie du développement. 405 (2), 225-236 (2015).
  36. Nosrat, I. V., Margolskee, R. F., Nosrat, C. A. Targeted taste cell-specific overexpression of brain-derived neurotrophic factor in adult taste buds elevates phosphorylated TrkB protein levels in taste cells, increases taste bud size, and promotes gustatory innervation. Journal of Biological Chemistry. 287 (20), 16791-16800 (2012).
  37. Liebl, D. J., Mbiene, J. -. P., Parada, L. F. NT4/5 mutant mice have deficiency in gustatory papillae and taste bud formation. Biologie du développement. 213 (2), 378-389 (1999).
  38. Kumari, A., Yokota, Y., Li, L., Bradley, R. M., Mistretta, C. M. Species generalization and differences in Hedgehog pathway regulation of fungiform and circumvallate papilla taste function and somatosensation demonstrated with sonidegib. Scientific Reports. 8 (1), (2018).
  39. Venkatesan, N., Boggs, K., Liu, H. X. Taste bud labeling in whole tongue epithelial sheet in adult mice. Tissue Engineering. Part C, Methods. 22 (4), 332-337 (2016).
  40. Meisel, C. T., Pagella, P., Porcheri, C., Mitsiadis, T. A. Three-dimensional imaging and gene expression analysis upon enzymatic isolation of the tongue epithelium. Frontiers in Physiology. 11, 825 (2020).
  41. Schmitz, C., Hof, P. R. Design-based stereology in neuroscience. Neurosciences. 130 (4), 813-831 (2005).
  42. Guagliardo, N. A., Hill, D. L. Fungiform taste bud degeneration in C57BL/6J mice following chorda-lingual nerve transection. The Journal of Comparative Neurology. 504 (2), 206-216 (2007).
  43. Ohtubo, Y., Yoshii, K. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in fungiform and soft palate taste buds of mice. Brain Research. 1367, 13-21 (2011).
  44. Ogata, T., Ohtubo, Y. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in the circumvallate and foliate taste buds of mice. Chemical Senses. 45 (4), 261-273 (2020).
  45. Tomchik, S. M., Berg, S., Kim, J. W., Chaudhari, N., Roper, S. D. Breadth of tuning and taste coding in mammalian taste buds. Journal of Neuroscience. 27 (40), 10840-10848 (2007).
  46. Finger, T. E. ATP signaling is crucial for communication from taste buds to gustatory nerves. Science. 310 (5753), 1495-1499 (2005).
  47. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-CreERT2 recombinase mouse. Molecular Pain. 7 (1), 100 (2011).
  48. Hirsch, M. -. R., D’Autréaux, F., Dymecki, S. M., Brunet, J. -. F., Goridis, C. APhox2b::FLPotransgenic mouse line suitable for intersectional genetics. genesis. 51 (7), 506-514 (2013).
  49. Perea-Martinez, I., Nagai, T., Chaudhari, N. Functional cell types in taste buds have distinct longevities. PLoS ONE. 8 (1), 53399 (2013).
  50. Ohman-Gault, L., Huang, T., Krimm, R. The transcription factor Phox2b distinguishes between oral and non-oral sensory neurons in the geniculate ganglion. Journal of Comparative Neurology. 525 (18), 3935-3950 (2017).
  51. Dvoryanchikov, G., et al. Transcriptomes and neurotransmitter profiles of classes of gustatory and somatosensory neurons in the geniculate ganglion. Nature Communications. 8 (1), (2017).
  52. Whitehead, M. C., Ganchrow, J. R., Ganchrow, D., Yao, B. Organization of geniculate and trigeminal ganglion cells innervating single fungiform taste papillae: a study with tetramethylrhodamine dextran amine labeling. Neurosciences. 93 (3), 931-941 (1999).
  53. Suemune, S., et al. Trigeminal nerve endings of lingual mucosa and musculature of the rat. Brain Research. 586 (1), 162-165 (1992).
  54. Rutlin, M., et al. The cellular and molecular basis of direction selectivity of Aδ-LTMRs. Cell. 159 (7), 1640-1651 (2014).
  55. Abraira, V. E., Ginty, D. D. The sensory neurons of touch. Neuron. 79 (4), 618-639 (2013).
  56. Feng, P., Huang, L., Wang, H. Taste bud homeostasis in health, disease, and aging. Chemical Senses. 39 (1), 3-16 (2014).
  57. Cooper, K. W., et al. COVID-19 and the chemical senses: supporting players take center stage. Neuron. 107 (2), 219-233 (2020).
  58. Barlow, L. A. Progress and renewal in gustation: new insights into taste bud development. Development. 142 (21), 3620-3629 (2015).
  59. Roper, S. D. Taste buds as peripheral chemosensory processors. Seminars in Cell & Developmental Biology. 24 (1), 71-79 (2013).
  60. Ma, H., Yang, R., Thomas, S. M., Kinnamon, J. C. BMC. Neurosciences. 8 (1), 5 (2007).
  61. Kinnamon, J. C., Sherman, T. A., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: III. Patterns of synaptic connectivity. The Journal of Comparative Neurology. 270 (1), 1-10 (1988).
  62. Romanov, R. A., et al. Chemical synapses without synaptic vesicles: Purinergic neurotransmission through a CALHM1 channel-mitochondrial signaling complex. Science Signaling. 11 (529), 1815 (2018).
  63. Dani, A., Huang, B., Bergan, J., Dulac, C., Zhuang, X. Superresolution imaging of chemical synapses in the brain. Neuron. 68 (5), 843-856 (2010).
  64. Vandenbeuch, A., Clapp, T. R., Kinnamon, S. C. Amiloride-sensitive channels in type I fungiform taste cells in mouse. BMC Neuroscience. 9 (1), 1 (2008).
  65. Bartel, D. L., Sullivan, S. L., Lavoie, &. #. 2. 0. 1. ;. G., Sévigny, J., Finger, T. E. Nucleoside triphosphate diphosphohydrolase-2 is the ecto-ATPase of type I cells in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 497 (1), 1-12 (2006).
  66. Wilson, C. E., Vandenbeuch, A., Kinnamon, S. C. Physiological and behavioral responses to optogenetic stimulation of PKD2L1+ type III taste cells. eneuro. 6 (2), (2019).

Tags

Whole-mount StainingTaste BudsFungiformCircumvallatePalateLingual EpitheliumInnervationTransducing CellsOCT Compound
check_url/fr/62126?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Ohman, L. C., Krimm, R. F. Whole-Mount Staining, Visualization, and Analysis of Fungiform, Circumvallate, and Palate Taste Buds. J. Vis. Exp. (168), e62126, doi:10.3791/62126 (2021).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image