JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurosciences

Whole-Mount kleuring, visualisatie en analyse van fungiforme, circumvallaat en gehemelte smaakpapillen

Published: February 11, 2021
doi:
10.3791/62126
,
1Anatomical Sciences and Neurobiology,University of Louisville

Summary

Dit artikel beschrijft methoden voor weefselvoorbereiding, kleuring en analyse van hele fungiforme, circumvallaat- en gehemelte-smaakpapillen die consequent hele en intacte smaakpapillen opleveren (inclusief de zenuwvezels die ze innerveren) en de relaties tussen structuren in smaakpapillen en de omliggende papilla onderhouden.

Abstract

Smaakpapillen zijn verzamelingen van smaaktransducerende cellen die gespecialiseerd zijn om subsets van chemische stimuli in de mondholte te detecteren. Deze transducerende cellen communiceren met zenuwvezels die deze informatie naar de hersenen brengen. Omdat smaaktransducerende cellen continu sterven en gedurende de volwassenheid worden vervangen, is de smaakpapillenomgeving zowel complex als dynamisch, wat gedetailleerde analyses van de celtypen, hun locaties en eventuele fysieke relaties tussen hen vereist. Gedetailleerde analyses zijn beperkt door heterogeniteit en dichtheid van tongweefsel die de permeabiliteit van antilichamen aanzienlijk hebben verminderd. Deze obstakels vereisen sectieprotocollen die resulteren in het splitsen van smaakpapillen over secties, zodat metingen alleen worden benaderd en celrelaties verloren gaan. Om deze uitdagingen te overwinnen, omvatten de hierin beschreven methoden het verzamelen, in beeld brengen en analyseren van hele smaakpapillen en individuele terminale prieeltjes uit drie smaakregio’s: fungiforme papillen, circumvallate papillen en het gehemelte. Het verzamelen van hele smaakpapillen vermindert bias en technische variabiliteit en kan worden gebruikt om absolute getallen te rapporteren voor functies zoals smaakpapillenvolume, totale smaakpapilleninterwevatie, transducerende celtellingen en de morfologie van individuele terminale priëlen. Om de voordelen van deze methode aan te tonen, biedt dit artikel vergelijkingen van smaakpapillen en innervatievolumes tussen fungiforme en circumvallaat smaakpapillen met behulp van een algemene smaakpapillenmarker en een label voor alle smaakvezels. Een workflow voor het gebruik van schaarscellige genetische etikettering van smaakneuronen (met gelabelde subsets van smaaktransducerende cellen) is ook aanwezig. Deze workflow analyseert de structuren van individuele smaak-zenuwprieeltjes, celtypenummers en de fysieke relaties tussen cellen met behulp van beeldanalysesoftware. Samen bieden deze workflows een nieuwe benadering voor weefselvoorbereiding en analyse van zowel hele smaakpapillen als de volledige morfologie van hun innerverende priëlen.

Introduction

Smaakpapillen zijn verzamelingen van 50-100 gespecialiseerde epitheelcellen die subsets van chemische smaakprikkels binden die aanwezig zijn in de mondholte. Smaaktransducerende cellen worden over het algemeen verondersteld te bestaan als typen1,2,3,4,5,6,7,8,9,aanvankelijk gebaseerd op elektronenmicroscopiecriteria die later werden gecorreleerd met moleculaire markers. Type II-cellen drukken fosfolipase C-beta 2 (PLCβ2)2 en transiënte receptorpotentiaal kationkanaal, subfamilie M-lid 51 tot expressie en omvatten cellen die zoet, bitter en umamitransduceren 1,10. Type III-cellen drukken koolzuuranhydrase 4 (Car4)11 en synaptosomaal geassocieerd eiwit 258 uit en duiden cellen aan die voornamelijk reageren op zure smaak11. De cellen die zoutheid transduceren, zijn niet zo duidelijk afgebakend12,13,14,maar kunnen mogelijk type I-, type II- en type III-cellen15,16,17,18,19omvatten. De smaakpapillenomgeving is complex en dynamisch, aangezien smaaktransducerende cellen gedurende de volwassenheid voortdurend omdraaien en worden vervangen door basale voorlopers3,20,21. Deze smaaktransducerende cellen verbinden zich met pseudo-unipolaire zenuwvezels uit de geniculate en petrosale ganglia, die smaakinformatie doorgeven aan de hersenstam. Deze neuronen zijn voornamelijk gecategoriseerd op basis van het soort smaakinformatie dat ze dragen22,23 omdat informatie over hun morfologie tot voor kort ongrijpbaar was24. Type II-cellen communiceren met zenuwvezels via calciumhomeostasemodulatoreiwit 1 ionkanalen25, terwijl Type III-cellen communiceren via klassieke synapsen8,26. Verdere karakterisering van smaakpapillencellen, inclusief transducerende celtype-afstammingslijnen, factoren die hun differentiatie beïnvloeden en de structuren van verbindende priëlen zijn allemaal gebieden van actief onderzoek.

Smaakpapillenstudies zijn gehinderd door verschillende technische uitdagingen. De heterogene en dichte weefsels waaruit de tong bestaat, verminderen de antilichaamdoorlaatbaarheid voor immunohistochemieaanzienlijk 27,28,29. Deze obstakels hebben sectieprotocollen noodzakelijk gemaakt die resulteren in het splitsen van smaakpapillen over secties, zodat metingen worden benaderd op basis van representatieve secties of worden opgeteld over secties. Voorheen werden representatieve dunne secties gebruikt om zowel volumewaarden als transducerende celtellingen te benaderen30. Dikkere seriële secties maken de beeldvorming van alle smaakpapillensecties en de som van metingen van elke sectie31 mogelijk. Het snijden van dergelijke dikke secties en het selecteren van alleen hele smaakpapillen vertekent het proeven naar kleinere smaakpapillen32,33,34. Zenuwinnervatieschattingen van gesegmenteerde smaakpapillen zijn gebaseerd op analyses van pixelgetallen13,35,indien gekwantificeerd op alle36,37,38. Deze metingen negeren volledig de structuur en het aantal individuele zenuwprieels, omdat priëlen zijn gesplitst (en meestal slecht gelabeld). Ten slotte, hoewel het epitheel kan worden afgepeld, kunnen hele smaakpapillen worden gekleurd39,40, het verwijdert ook smaakpapillen zenuwvezels en kan de normale relaties tussen cellen verstoren. Daarom is het onderzoek naar de structurele relaties binnen smaakpapillen beperkt vanwege deze verstoring veroorzaakt door kleuringsbenaderingen.

Verzameling van hele structuren elimineert de noodzaak van representatieve secties en maakt het mogelijk om absolute waardemetingen van volumes, celtellingen en structuurmorfologieën te bepalen41. Deze aanpak verhoogt ook de nauwkeurigheid, beperkt bias en vermindert technische variabiliteit. Dit laatste element is belangrijk omdat smaakpapillen een aanzienlijke biologische variabiliteitvertonen,zowel binnen34,42 als tussen regio’s43,44,en hele smaakpapillenanalyses maken het mogelijk om absolute celaantallen te vergelijken tussen controle- en experimentele omstandigheden. Bovendien maakt het vermogen om intacte smaakpapillen te verzamelen de analyse van de fysieke relaties tussen verschillende transducerende cellen en hun bijbehorende zenuwvezels mogelijk. Omdat smaaktransducerende cellen met elkaar kunnen communiceren45 en communiceren met zenuwvezels46, zijn deze relaties belangrijk voor de normale functie. Verlies van functie kan dus niet te wijten zijn aan een verlies van cellen, maar in plaats daarvan aan veranderingen in celrelaties. Hier wordt een methode verstrekt voor het verzamelen van hele smaakpapillen om de voordelen van absolute metingen te bereiken voor het verfijnen van volumeanalyses voor zowel smaakpapillen als hun innervataties, smaakceltellingen en vormen, en voor het vergemakkelijken van analyses van transducerende celrelaties en zenuw-prieelmorfologieën. Twee workflows worden ook gepresenteerd stroomafwaarts van deze nieuwe whole-mount methode voor weefselvoorbereiding: 1) voor het analyseren van smaakpapillenvolume en totale innervatie en 2) voor schaarscellige genetische labeling van smaakneuronen (met subsets van smaaktransducerende cellen gelabeld) en daaropvolgende analyses van smaak-zenuwprieelmorfologie, aantallen smaakceltypen en hun vormen, en het gebruik van beeldanalysesoftware om de fysieke relaties tussen transducerende cellen en die tussen transducerende cellen te analyseren cellen en hun zenuwprieeltjes. Samen bieden deze workflows een nieuwe benadering van weefselvoorbereiding en voor de analyses van hele smaakpapillen en de volledige morfologie van hun innerverende priëlen.

Protocol

OPMERKING: Alle dieren werden verzorgd in overeenstemming met de richtlijnen van het Amerikaanse volksgezondheidsbeleid inzake humane zorg en gebruik van proefdieren en de NIH-gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Phox2b-Cre muizen (MMRRC stam 034613-UCD, NP91Gsat/Mmcd) of TrkBCreER muizen (Ntrk2tm3.1(cre/ERT2)Ddg) werden gefokt met tdTomato reporter muizen (Ai14). AdvillinCreER47 werden gefokt met Phox2b-flpo48 en…

Representative Results

Kleuring van het linguale epitheel met antilichamen tegen dsRed en keratine-8 (een algemene smaakpapillenmarker) gelabeld zowel hele smaakpapillen als alle smaakpapillen innervatie in Phox2b-Cre:tdTomato muizen50,51 (Figuur 3A). Het afbeelden van deze smaakpapillen van hun poriën tot hun basen gaf de hoogste resolutie x-y vlakbeelden(Figuur 3A,B). De contourfunctie van het pixelgebaseer…

Discussion

De ontwikkeling van een aanpak om consequent hele smaakpapillen te verzamelen en te kleuren uit drie smaakgebieden van de mondholte (fungiform, circumvallaat en het gehemelte) biedt aanzienlijke verbeteringen voor het analyseren van smaaktransducerende cellen, het volgen van nieuw opgenomen cellen, innervatie en relaties tussen deze structuren. Bovendien vergemakkelijkt het de lokalisatie van een potentiële secundaire neuronmarker zowel binnen als buiten een gelabelde populatie50. Dit is met name…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We bedanken Kavisca Kuruparanantha voor haar bijdragen aan weefselkleuring en de beeldvorming van circumvallaat smaakpapillen, Jennifer Xu voor het kleuren en afbeelden van innervatie aan de papilla, Kaytee Horn voor dierenverzorging en genotypering, en Liqun Ma voor haar weefselkleuring van de smaakpapillen van het zachte gehemelte. Dit project werd ondersteund door R21 DC014857 en R01 DC007176 naar R.F.K en F31 DC017660 naar L.O.

Materials

2,2,2-Tribromoethanol ACROS Organics AC421430100
2-Methylbutane ACROS 126470025
AffiniPure Fab Fragment Donkey Anti-Rabbit IgG Jackson ImmunoResearch 711-007-003 15.5μL/mL
Alexa Fluor® 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG Jackson Immuno Research 712-605-150 (1:500)
AutoQuant X3 software  Media Cybernetics
Blunt End Forceps Fine Science Tools  FST 91100-12
Click-iT™ Plus EdU Cell Proliferation Kit Molecular Probes C10637 Follow kit instructions 
Coverglass Marienfeld 107242
Cytokeratin-8 Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB), (RRID: AB_531826)  Troma1 supernatant (1:50, store at 4°C)
Dissection Scissors (coarse) Roboz RS-5619
Dissection Scissors (fine) Moria MC19B
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 ThermoFisher Scientific A21206 (1:500)
Donkey anti-Rabbit, Alexa Fluor® 555 ThermoFisher Scientific A31572 (1:500)
DyLight™ 405 AffiniPure Fab Fragment Bovine Anti-Goat IgG Jackson Immuno Research 805-477-008 (1:500)
Fluoromount G Southern Biotech 0100-01
Glass slides Fisher Scientific (Superfrost Plus Miscroscope Slides) 12-550-15
Goat anti-Car4 R&D Systems  AF2414 (1:500)
Imaris  Bitplane  pixel-based image analysis software
Neurolucida 360 + Explorer MBF Biosciences 3D vector based image analysis software
Normal Donkey Serum Jackson Immuno Research 017-000-121
Normal Rabbit Serum  Equitech-Bio, Inc SR30
Olympus FV1000 (multi-Argon laser with wavelengths 458, 488, 515 and additional HeNe lasers emitting 543 and 633)
Paraformaldehyde EMD PX0055-3 4% in 0.1M PB
Rabbit anti-dsRed Living Colors DsRed Polyclonal Antibody; Clontech Clontech Laboratories, Inc. (632496) 632496 (1:500)
Rabbit anti-PLCβ2  Santa Cruz Biotechnology Cat# sc-206 (1:500)
Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous Fisher Scientific BP332-500
Sodium Phosphate Monobasic Fisher Scientific BP330-500
tert-Amyl alcohol Aldrich Chemical Company 8.06193
Tissue Molds Electron Microscopy Sciences 70180
Tissue-Tek® O.C.T. Compound Sakura 4583
Triton X-100 BIO-RAD #161-0407
Zenon™ Alexa Fluor™ 555 Rabbit IgG Labeling Kit ThermoFisher Scientific Z25305 Follow kit instructions 
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Clapp, T. R., Medler, K. F., Damak, S., Margolskee, R. F., Kinnamon, S. C. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltage-gated calcium channels and SNAP-25. BMC Biology. 4 (1), 7 (2006).
  2. Clapp, T. R., Yang, R., Stoick, C. L., Kinnamon, S. C., Kinnamon, J. C. Morphologic characterization of rat taste receptor cells that express components of the phospholipase C signaling pathway. The Journal of Comparative Neurology. 468 (3), 311-321 (2004).
  3. Delay, R. J., Roper, S. D., Kinnamon, J. C. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: II. Cell types and cell lineage. The Journal of Comparative Neurology. 253 (2), 242-252 (1986).
  4. Finger, T. E. Cell types and lineages in taste buds. Chemical Senses. 30, 54-55 (2005).
  5. Kataoka, S., et al. The candidate sour taste receptor, PKD2L1, is expressed by type III taste cells in the mouse. Chemical Senses. 33 (3), 243-254 (2008).
  6. Murray, R. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. Journal of Ultrastructure Research. 27 (5-6), 444 (1969).
  7. Murray, R. G., Murray, A. Fine structure of taste buds of rabbit foliate papillae. Journal of Ultrastructure Research. 19 (3), 327-353 (1967).
  8. Yang, R., Crowley, H. H., Rock, M. E., Kinnamon, J. C. Taste cells with synapses in rat circumvallate papillae display SNAP-25-like immunoreactivity. The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 205-215 (2000).
  9. Yee, C. L., Yang, R., Böttger, B., Finger, T. E., Kinnamon, J. C. “Type III” cells of rat taste buds: Immunohistochemical and ultrastructural studies of neuron-specific enolase, protein gene product 9.5, and serotonin. Journal of Comparative Neurology. 440 (1), 97-108 (2001).
  10. Zhang, Y., et al. Coding of sweet, bitter, and umami tastes. Cell. 112 (3), 293-301 (2003).
  11. Chandrashekar, J., et al. The taste of carbonation. Science. 326 (5951), 443-445 (2009).
  12. Oka, Y., Butnaru, M., Von Buchholtz, L., Ryba, N. J. P., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  13. Stratford, J. M., Larson, E. D., Yang, R., Salcedo, E., Finger, T. E. 5-HT3A-driven green fluorescent protein delineates gustatory fibers innervating sour-responsive taste cells: A labeled line for sour taste. Journal of Comparative Neurology. 525 (10), 2358-2375 (2017).
  14. Baumer-Harrison, C., et al. Optogenetic stimulation of type I GAD65(+) cells in taste buds activates gustatory neurons and drives appetitive licking behavior in sodium-depleted mice. The Journal of Neuroscience. 40 (41), 7795-7810 (2020).
  15. Nomura, K., Nakanishi, M., Ishidate, F., Iwata, K., Taruno, A. All-electrical Ca(2+)-independent signal transduction mediates attractive sodium taste in taste buds. Neuron. 106 (5), 816-829 (2020).
  16. Ohmoto, M., Jyotaki, M., Foskett, J. K., Matsumoto, I. Sodium-taste cells require Skn-1a for generation and share molecular features with sweet, umami, and bitter taste cells. eneuro. 7 (6), (2020).
  17. Roebber, J. K., Roper, S. D., Chaudhari, N. The role of the anion in salt (NaCl) detection by mouse taste buds. The Journal of Neuroscience. 39 (32), 6224-6232 (2019).
  18. Oka, Y., Butnaru, M., von Buchholtz, L., Ryba, N. J., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  19. Lewandowski, B. C., Sukumaran, S. K., Margolskee, R. F., Bachmanov, A. A. Amiloride-insensitive salt taste is mediated by two populations of type III taste cells with distinct transduction mechanisms. The Journal of Neuroscience. 36 (6), 1942-1953 (2016).
  20. Beidler, L. M., Smallman, R. L. Renewal of cells within taste buds. The Journal of Cell Biology. 27 (2), 263-272 (1965).
  21. Hamamichi, R., Asano-Miyoshi, M., Emori, Y. Taste bud contains both short-lived and long-lived cell populations. Neurosciences. 141 (4), 2129-2138 (2006).
  22. Yarmolinsky, D. A., Zuker, C. S., Ryba, N. J. P. Common sense about taste: from mammals to insects. Cell. 139 (2), 234-244 (2009).
  23. Spector, A. C., Travers, S. P. The representation of taste quality in the mammalian nervous system. Behavoiral and Cognitive Neuroscience Reviews. 4 (3), 143-191 (2005).
  24. Huang, T., Ohman, L. C., Clements, A. V., Whiddon, Z. D., Krimm, R. F. Variable branching characteristics of peripheral taste neurons indicates differential convergence. bioRxiv. , (2020).
  25. Taruno, A., et al. CALHM1 ion channel mediates purinergic neurotransmission of sweet, bitter and umami tastes. Nature. 495 (7440), 223-226 (2013).
  26. Kinnamon, J. C., Taylor, B. J., Delay, R. J., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds. I. Taste cells and their associated synapses. The Journal of comparative neurology. 235 (1), 48-60 (1985).
  27. Dando, R., et al. A permeability barrier surrounds taste buds in lingual epithelia. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (1), 21-32 (2015).
  28. Mistretta, C. M. Permeability of tongue epithelium and its relation to taste. American Journal of Physiology. 220 (5), 1162-1167 (1971).
  29. Michlig, S., Damak, S., Le Coutre, J. Claudin-based permeability barriers in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 502 (6), 1003-1011 (2007).
  30. Kinnamon, S. C., Finger, T. E. Recent advances in taste transduction and signaling. F1000Research. 8, 2117 (2019).
  31. Meng, L., Huang, T., Sun, C., Hill, D. L., Krimm, R. BDNF is required for taste axon regeneration following unilateral chorda tympani nerve section. Experimental Neurology. 293, 27-42 (2017).
  32. Meng, L., Ohman-Gault, L., Ma, L., Krimm, R. F. Taste bud-derived BDNF is required to maintain normal amounts of innervation to adult taste buds. eneuro. 2 (6), (2015).
  33. Tang, T., Rios-Pilier, J., Krimm, R. Taste bud-derived BDNF maintains innervation of a subset of TrkB-expressing gustatory nerve fibers. Molecular and Cellular Neuroscience. 82, 195-203 (2017).
  34. Zhang, G. H., Zhang, H. Y., Deng, S. P., Qin, Y. M. Regional differences in taste bud distribution and -gustducin expression patterns in the mouse fungiform papilla. Chemical Senses. 33 (4), 357-362 (2008).
  35. Huang, T., Ma, L., Krimm, R. F. Postnatal reduction of BDNF regulates the developmental remodeling of taste bud innervation. Biologie du développement. 405 (2), 225-236 (2015).
  36. Nosrat, I. V., Margolskee, R. F., Nosrat, C. A. Targeted taste cell-specific overexpression of brain-derived neurotrophic factor in adult taste buds elevates phosphorylated TrkB protein levels in taste cells, increases taste bud size, and promotes gustatory innervation. Journal of Biological Chemistry. 287 (20), 16791-16800 (2012).
  37. Liebl, D. J., Mbiene, J. -. P., Parada, L. F. NT4/5 mutant mice have deficiency in gustatory papillae and taste bud formation. Biologie du développement. 213 (2), 378-389 (1999).
  38. Kumari, A., Yokota, Y., Li, L., Bradley, R. M., Mistretta, C. M. Species generalization and differences in Hedgehog pathway regulation of fungiform and circumvallate papilla taste function and somatosensation demonstrated with sonidegib. Scientific Reports. 8 (1), (2018).
  39. Venkatesan, N., Boggs, K., Liu, H. X. Taste bud labeling in whole tongue epithelial sheet in adult mice. Tissue Engineering. Part C, Methods. 22 (4), 332-337 (2016).
  40. Meisel, C. T., Pagella, P., Porcheri, C., Mitsiadis, T. A. Three-dimensional imaging and gene expression analysis upon enzymatic isolation of the tongue epithelium. Frontiers in Physiology. 11, 825 (2020).
  41. Schmitz, C., Hof, P. R. Design-based stereology in neuroscience. Neurosciences. 130 (4), 813-831 (2005).
  42. Guagliardo, N. A., Hill, D. L. Fungiform taste bud degeneration in C57BL/6J mice following chorda-lingual nerve transection. The Journal of Comparative Neurology. 504 (2), 206-216 (2007).
  43. Ohtubo, Y., Yoshii, K. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in fungiform and soft palate taste buds of mice. Brain Research. 1367, 13-21 (2011).
  44. Ogata, T., Ohtubo, Y. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in the circumvallate and foliate taste buds of mice. Chemical Senses. 45 (4), 261-273 (2020).
  45. Tomchik, S. M., Berg, S., Kim, J. W., Chaudhari, N., Roper, S. D. Breadth of tuning and taste coding in mammalian taste buds. Journal of Neuroscience. 27 (40), 10840-10848 (2007).
  46. Finger, T. E. ATP signaling is crucial for communication from taste buds to gustatory nerves. Science. 310 (5753), 1495-1499 (2005).
  47. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-CreERT2 recombinase mouse. Molecular Pain. 7 (1), 100 (2011).
  48. Hirsch, M. -. R., D’Autréaux, F., Dymecki, S. M., Brunet, J. -. F., Goridis, C. APhox2b::FLPotransgenic mouse line suitable for intersectional genetics. genesis. 51 (7), 506-514 (2013).
  49. Perea-Martinez, I., Nagai, T., Chaudhari, N. Functional cell types in taste buds have distinct longevities. PLoS ONE. 8 (1), 53399 (2013).
  50. Ohman-Gault, L., Huang, T., Krimm, R. The transcription factor Phox2b distinguishes between oral and non-oral sensory neurons in the geniculate ganglion. Journal of Comparative Neurology. 525 (18), 3935-3950 (2017).
  51. Dvoryanchikov, G., et al. Transcriptomes and neurotransmitter profiles of classes of gustatory and somatosensory neurons in the geniculate ganglion. Nature Communications. 8 (1), (2017).
  52. Whitehead, M. C., Ganchrow, J. R., Ganchrow, D., Yao, B. Organization of geniculate and trigeminal ganglion cells innervating single fungiform taste papillae: a study with tetramethylrhodamine dextran amine labeling. Neurosciences. 93 (3), 931-941 (1999).
  53. Suemune, S., et al. Trigeminal nerve endings of lingual mucosa and musculature of the rat. Brain Research. 586 (1), 162-165 (1992).
  54. Rutlin, M., et al. The cellular and molecular basis of direction selectivity of Aδ-LTMRs. Cell. 159 (7), 1640-1651 (2014).
  55. Abraira, V. E., Ginty, D. D. The sensory neurons of touch. Neuron. 79 (4), 618-639 (2013).
  56. Feng, P., Huang, L., Wang, H. Taste bud homeostasis in health, disease, and aging. Chemical Senses. 39 (1), 3-16 (2014).
  57. Cooper, K. W., et al. COVID-19 and the chemical senses: supporting players take center stage. Neuron. 107 (2), 219-233 (2020).
  58. Barlow, L. A. Progress and renewal in gustation: new insights into taste bud development. Development. 142 (21), 3620-3629 (2015).
  59. Roper, S. D. Taste buds as peripheral chemosensory processors. Seminars in Cell & Developmental Biology. 24 (1), 71-79 (2013).
  60. Ma, H., Yang, R., Thomas, S. M., Kinnamon, J. C. BMC. Neurosciences. 8 (1), 5 (2007).
  61. Kinnamon, J. C., Sherman, T. A., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: III. Patterns of synaptic connectivity. The Journal of Comparative Neurology. 270 (1), 1-10 (1988).
  62. Romanov, R. A., et al. Chemical synapses without synaptic vesicles: Purinergic neurotransmission through a CALHM1 channel-mitochondrial signaling complex. Science Signaling. 11 (529), 1815 (2018).
  63. Dani, A., Huang, B., Bergan, J., Dulac, C., Zhuang, X. Superresolution imaging of chemical synapses in the brain. Neuron. 68 (5), 843-856 (2010).
  64. Vandenbeuch, A., Clapp, T. R., Kinnamon, S. C. Amiloride-sensitive channels in type I fungiform taste cells in mouse. BMC Neuroscience. 9 (1), 1 (2008).
  65. Bartel, D. L., Sullivan, S. L., Lavoie, &. #. 2. 0. 1. ;. G., Sévigny, J., Finger, T. E. Nucleoside triphosphate diphosphohydrolase-2 is the ecto-ATPase of type I cells in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 497 (1), 1-12 (2006).
  66. Wilson, C. E., Vandenbeuch, A., Kinnamon, S. C. Physiological and behavioral responses to optogenetic stimulation of PKD2L1+ type III taste cells. eneuro. 6 (2), (2019).

Tags

Whole-mount StainingTaste BudsFungiformCircumvallatePalateLingual EpitheliumInnervationTransducing CellsOCT Compound
check_url/fr/62126?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Ohman, L. C., Krimm, R. F. Whole-Mount Staining, Visualization, and Analysis of Fungiform, Circumvallate, and Palate Taste Buds. J. Vis. Exp. (168), e62126, doi:10.3791/62126 (2021).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image