JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurosciences

Tinción, visualización y análisis de papilas gustativas fungiformes, circunvaladas y del paladar

Published: February 11, 2021
doi:
10.3791/62126
,
1Anatomical Sciences and Neurobiology,University of Louisville

Summary

Este documento describe métodos para la preparación de tejidos, tinción y análisis de papilas gustativas completas fungiformes, circunvaladas y del paladar que producen consistentemente papilas gustativas enteras e intactas (incluidas las fibras nerviosas que las inervan) y mantienen las relaciones entre las estructuras dentro de las papilas gustativas y la papila circundante.

Abstract

Las papilas gustativas son colecciones de células transductoras del gusto especializadas para detectar subconjuntos de estímulos químicos en la cavidad oral. Estas células transductoras se comunican con las fibras nerviosas que llevan esta información al cerebro. Debido a que las células transductoras del gusto mueren continuamente y son reemplazadas a lo largo de la edad adulta, el entorno de las papilas gustativas es complejo y dinámico, lo que requiere análisis detallados de sus tipos de células, sus ubicaciones y cualquier relación física entre ellas. Los análisis detallados se han visto limitados por la heterogeneidad y la densidad del tejido lengüístico que han reducido significativamente la permeabilidad de los anticuerpos. Estos obstáculos requieren protocolos de seccionamiento que resultan en la división de las papilas gustativas en todas las secciones para que las mediciones solo se aproximen y se pierdan las relaciones celulares. Para superar estos desafíos, los métodos descritos en este documento implican la recolección, obtención de imágenes y análisis de papilas gustativas completas y cenadores terminales individuales de tres regiones gustativas: papilas fungiformes, papilas circunvaladas y el paladar. La recolección de papilas gustativas completas reduce el sesgo y la variabilidad técnica y se puede usar para informar números absolutos de características que incluyen el volumen de las papilas gustativas, la inervación total de las papilas gustativas, los recuentos de células transductoras y la morfología de los cenadores terminales individuales. Para demostrar las ventajas de este método, este documento proporciona comparaciones de los volúmenes de papilas gustativas e inervación entre las papilas gustativas fungiformes y circunvaladas utilizando un marcador general de papilas gustativas y una etiqueta para todas las fibras gustativas. También se proporciona un flujo de trabajo para el uso del etiquetado genético de células dispersas de las neuronas del gusto (con subconjuntos etiquetados de células transductoras del gusto). Este flujo de trabajo analiza las estructuras de los cenadores individuales del nervio del gusto, los números de tipo de célula y las relaciones físicas entre las células utilizando un software de análisis de imágenes. Juntos, estos flujos de trabajo proporcionan un enfoque novedoso para la preparación y el análisis de tejidos tanto de papilas gustativas completas como de la morfología completa de sus cenadores inervantes.

Introduction

Las papilas gustativas son colecciones de 50-100 células epiteliales especializadas que se unen a subconjuntos de estímulos químico-gustativos presentes en la cavidad oral. En general, se cree que las células transductoras del gusto existen como tipos1,2,3,4,5, 6,7,8,9,inicialmente basadas en criterios de microscopía electrónica que luego se correlacionaron con marcadores moleculares. Las células tipo II expresan fosfolipasa C-beta 2 (PLCβ2)2 y receptor transitorio potencial del canal catiónico, subfamilia M miembro 51 e incluyen células que transducen dulce, amargo y umami1,10. Las células tipo III expresan anhidrasa carbónica 4 (Car4)11 y proteína asociada a sinaptosomal 258 y denotan células que responden principalmente al sabor agrio11. Las células que transducen salinidad no han sido tan claramente delineadas12,13,14,pero potencialmente podrían incluir las células Tipo I, Tipo II y Tipo III15,16,17,18,19. El entorno de las papilas gustativas es complejo y dinámico, dado que las células transductoras del gusto giran continuamente a lo largo de la edad adulta y son reemplazadas por progenitores basales3,20,21. Estas células transductoras de sabor se conectan a las fibras nerviosas pseudounipolares de los ganglios geniculados y petrosales, que pasan la información del gusto al tronco encefálico. Estas neuronas se han categorizado principalmente en función del tipo de información gustativa que llevan22,23 porque la información sobre su morfología ha sido esquiva hasta hace poco24. Las células de tipo II se comunican con las fibras nerviosas a través de la proteína moduladora de la homeostasis del calcio 1 canales iónicos25,mientras que las células de tipo III se comunican a través de las sinapsis clásicas8,26. La caracterización adicional de las células de las papilas gustativas, incluidos los linajes de tipo celular transductores, los factores que influyen en su diferenciación y las estructuras de conexión de los cenadores son todas áreas de investigación activa.

Los estudios de papilas gustativas se han visto obstaculizados por varios desafíos técnicos. Los tejidos heterogéneos y densos que componen la lengua reducen significativamente la permeabilidad de anticuerpos para la inmunohistoquímica27,28,29. Estos obstáculos han requerido protocolos de seccionamiento que resultan en la división de las papilas gustativas entre secciones para que las mediciones se aproximen en función de secciones representativas o se sumen entre secciones. Anteriormente, se han utilizado secciones delgadas representativas para aproximar tanto los valores de volumen como los recuentos de células transductoras30. La sección en serie más gruesa permite obtener imágenes de todas las secciones de papilas gustativas y la suma de las mediciones de cada sección31. Cortar secciones tan gruesas y seleccionar solo papilas gustativas enteras sesga el muestreo hacia papilas gustativas más pequeñas32,33,34. Las estimaciones de la inervación nerviosa de las papilas gustativas seccionadas se han basado en análisis de los números de píxeles13, 35,si se cuantifican en absoluto36,37,38. Estas mediciones ignoran por completo la estructura y el número de cenadores nerviosos individuales, porque los cenadores están divididos (y generalmente mal etiquetados). Por último, aunque pelar el epitelio permite teñir papilas gustativas enteras39,40, también elimina las fibras nerviosas de las papilas gustativas y podría interrumpir las relaciones normales entre las células. Por lo tanto, las investigaciones de las relaciones estructurales dentro de las papilas gustativas han sido limitadas debido a esta interrupción causada por los enfoques de tinción.

La recolección de estructura completa elimina la necesidad de secciones representativas y permite la determinación de mediciones de valor absoluto de volúmenes, recuentos celulares y morfologías de estructura41. Este enfoque también aumenta la precisión, limita el sesgo y reduce la variabilidad técnica. Este último elemento es importante porque las papilas gustativas muestran una variabilidad biológica considerable tanto dentro de34,42 como entre las regiones43,44, y los análisis completos de papilas gustativas permiten comparar el número absoluto de células entre las condiciones de control y experimentales. Además, la capacidad de recoger papilas gustativas intactas permite el análisis de las relaciones físicas entre las diferentes células transductoras y sus fibras nerviosas asociadas. Debido a que las células transductoras del gusto pueden comunicarse entre sí45 y comunicarse con las fibras nerviosas46,estas relaciones son importantes para la función normal. Por lo tanto, las condiciones de pérdida de función pueden no deberse a una pérdida de células, sino a cambios en las relaciones celulares. Aquí se proporciona un método para recolectar papilas gustativas completas para lograr los beneficios de las mediciones absolutas para refinar los análisis de volumen tanto para las papilas gustativas como para sus inervaciones, recuentos y formas de células gustativas, y para facilitar los análisis de las relaciones de las células transductoras y las morfologías nervio-cenador. También se presentan dos flujos de trabajo aguas abajo de este nuevo método de montaje completo para la preparación de tejidos: 1) para analizar el volumen de las papilas gustativas y la inervación total y 2) para el etiquetado genético de células dispersas de las neuronas del gusto (con subconjuntos de células transductoras del gusto marcadas) y los análisis posteriores de la morfología del cenador del nervio gustativo, el número de tipos de células gustativas y sus formas, y el uso de software de análisis de imágenes para analizar las relaciones físicas entre las células transductoras y las que se producen entre la transducción. células y sus cenadores nerviosos. Juntos, estos flujos de trabajo proporcionan un enfoque novedoso para la preparación de tejidos y para el análisis de papilas gustativas completas y la morfología completa de sus cenadores de inervación.

Protocol

NOTA: Todos los animales fueron atendidos de acuerdo con las pautas establecidas por la Política del Servicio de Salud Pública de los Estados Unidos sobre el Cuidado y Uso Humanitario de animales de laboratorio y la Guía de los NIH para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. Los ratones Phox2b-Cre (cepa MMRRC 034613-UCD, NP91Gsat/Mmcd) o ratones TrkBCreER (Ntrk2tm3.1(cre/ERT2)Ddg)fueron criados con ratones reporteros tdTomato (Ai14). AdvillinCreER47</su…

Representative Results

Tinción del epitelio lingual con anticuerpos contra dsRed y queratina-8 (un marcador general de papilas gustativas) etiquetadas tanto como todas las papilas gustativas enteras y toda la inervación de las papilas gustativas en ratones Phox2b-Cre:tdTomato50,51 (Figura 3A). Las imágenes de estas papilas gustativas desde sus poros hasta sus bases dieron las imágenes planas x-y de mayor resolución(Figura 3A,</str…

Discussion

El desarrollo de un enfoque para recolectar y teñir consistentemente papilas gustativas enteras de tres regiones gustativas de la cavidad oral (fungiformes, circunvaladas y el paladar) proporciona mejoras significativas para analizar las células transductoras del gusto, rastrear las células recién incorporadas, la inervación y las relaciones entre estas estructuras. Además, facilita la localización de un potencial marcador neuronal secundario tanto dentro como fuera de una población marcada50.</…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a Kavisca Kuruparanantha por sus contribuciones a la tinción de tejidos y la obtención de imágenes de papilas gustativas circunvaladas, Jennifer Xu por la tinción y la imagen de la inervación en la papila, Kaytee Horn por el cuidado de los animales y el genotipado, y Liqun Ma por su tinción de tejidos de las papilas gustativas del paladar blando. Este proyecto fue apoyado por R21 DC014857 y R01 DC007176 a R.F.K y F31 DC017660 a L.O.

Materials

2,2,2-Tribromoethanol ACROS Organics AC421430100
2-Methylbutane ACROS 126470025
AffiniPure Fab Fragment Donkey Anti-Rabbit IgG Jackson ImmunoResearch 711-007-003 15.5μL/mL
Alexa Fluor® 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG Jackson Immuno Research 712-605-150 (1:500)
AutoQuant X3 software  Media Cybernetics
Blunt End Forceps Fine Science Tools  FST 91100-12
Click-iT™ Plus EdU Cell Proliferation Kit Molecular Probes C10637 Follow kit instructions 
Coverglass Marienfeld 107242
Cytokeratin-8 Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB), (RRID: AB_531826)  Troma1 supernatant (1:50, store at 4°C)
Dissection Scissors (coarse) Roboz RS-5619
Dissection Scissors (fine) Moria MC19B
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 ThermoFisher Scientific A21206 (1:500)
Donkey anti-Rabbit, Alexa Fluor® 555 ThermoFisher Scientific A31572 (1:500)
DyLight™ 405 AffiniPure Fab Fragment Bovine Anti-Goat IgG Jackson Immuno Research 805-477-008 (1:500)
Fluoromount G Southern Biotech 0100-01
Glass slides Fisher Scientific (Superfrost Plus Miscroscope Slides) 12-550-15
Goat anti-Car4 R&D Systems  AF2414 (1:500)
Imaris  Bitplane  pixel-based image analysis software
Neurolucida 360 + Explorer MBF Biosciences 3D vector based image analysis software
Normal Donkey Serum Jackson Immuno Research 017-000-121
Normal Rabbit Serum  Equitech-Bio, Inc SR30
Olympus FV1000 (multi-Argon laser with wavelengths 458, 488, 515 and additional HeNe lasers emitting 543 and 633)
Paraformaldehyde EMD PX0055-3 4% in 0.1M PB
Rabbit anti-dsRed Living Colors DsRed Polyclonal Antibody; Clontech Clontech Laboratories, Inc. (632496) 632496 (1:500)
Rabbit anti-PLCβ2  Santa Cruz Biotechnology Cat# sc-206 (1:500)
Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous Fisher Scientific BP332-500
Sodium Phosphate Monobasic Fisher Scientific BP330-500
tert-Amyl alcohol Aldrich Chemical Company 8.06193
Tissue Molds Electron Microscopy Sciences 70180
Tissue-Tek® O.C.T. Compound Sakura 4583
Triton X-100 BIO-RAD #161-0407
Zenon™ Alexa Fluor™ 555 Rabbit IgG Labeling Kit ThermoFisher Scientific Z25305 Follow kit instructions 
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Clapp, T. R., Medler, K. F., Damak, S., Margolskee, R. F., Kinnamon, S. C. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltage-gated calcium channels and SNAP-25. BMC Biology. 4 (1), 7 (2006).
  2. Clapp, T. R., Yang, R., Stoick, C. L., Kinnamon, S. C., Kinnamon, J. C. Morphologic characterization of rat taste receptor cells that express components of the phospholipase C signaling pathway. The Journal of Comparative Neurology. 468 (3), 311-321 (2004).
  3. Delay, R. J., Roper, S. D., Kinnamon, J. C. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: II. Cell types and cell lineage. The Journal of Comparative Neurology. 253 (2), 242-252 (1986).
  4. Finger, T. E. Cell types and lineages in taste buds. Chemical Senses. 30, 54-55 (2005).
  5. Kataoka, S., et al. The candidate sour taste receptor, PKD2L1, is expressed by type III taste cells in the mouse. Chemical Senses. 33 (3), 243-254 (2008).
  6. Murray, R. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. Journal of Ultrastructure Research. 27 (5-6), 444 (1969).
  7. Murray, R. G., Murray, A. Fine structure of taste buds of rabbit foliate papillae. Journal of Ultrastructure Research. 19 (3), 327-353 (1967).
  8. Yang, R., Crowley, H. H., Rock, M. E., Kinnamon, J. C. Taste cells with synapses in rat circumvallate papillae display SNAP-25-like immunoreactivity. The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 205-215 (2000).
  9. Yee, C. L., Yang, R., Böttger, B., Finger, T. E., Kinnamon, J. C. “Type III” cells of rat taste buds: Immunohistochemical and ultrastructural studies of neuron-specific enolase, protein gene product 9.5, and serotonin. Journal of Comparative Neurology. 440 (1), 97-108 (2001).
  10. Zhang, Y., et al. Coding of sweet, bitter, and umami tastes. Cell. 112 (3), 293-301 (2003).
  11. Chandrashekar, J., et al. The taste of carbonation. Science. 326 (5951), 443-445 (2009).
  12. Oka, Y., Butnaru, M., Von Buchholtz, L., Ryba, N. J. P., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  13. Stratford, J. M., Larson, E. D., Yang, R., Salcedo, E., Finger, T. E. 5-HT3A-driven green fluorescent protein delineates gustatory fibers innervating sour-responsive taste cells: A labeled line for sour taste. Journal of Comparative Neurology. 525 (10), 2358-2375 (2017).
  14. Baumer-Harrison, C., et al. Optogenetic stimulation of type I GAD65(+) cells in taste buds activates gustatory neurons and drives appetitive licking behavior in sodium-depleted mice. The Journal of Neuroscience. 40 (41), 7795-7810 (2020).
  15. Nomura, K., Nakanishi, M., Ishidate, F., Iwata, K., Taruno, A. All-electrical Ca(2+)-independent signal transduction mediates attractive sodium taste in taste buds. Neuron. 106 (5), 816-829 (2020).
  16. Ohmoto, M., Jyotaki, M., Foskett, J. K., Matsumoto, I. Sodium-taste cells require Skn-1a for generation and share molecular features with sweet, umami, and bitter taste cells. eneuro. 7 (6), (2020).
  17. Roebber, J. K., Roper, S. D., Chaudhari, N. The role of the anion in salt (NaCl) detection by mouse taste buds. The Journal of Neuroscience. 39 (32), 6224-6232 (2019).
  18. Oka, Y., Butnaru, M., von Buchholtz, L., Ryba, N. J., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  19. Lewandowski, B. C., Sukumaran, S. K., Margolskee, R. F., Bachmanov, A. A. Amiloride-insensitive salt taste is mediated by two populations of type III taste cells with distinct transduction mechanisms. The Journal of Neuroscience. 36 (6), 1942-1953 (2016).
  20. Beidler, L. M., Smallman, R. L. Renewal of cells within taste buds. The Journal of Cell Biology. 27 (2), 263-272 (1965).
  21. Hamamichi, R., Asano-Miyoshi, M., Emori, Y. Taste bud contains both short-lived and long-lived cell populations. Neurosciences. 141 (4), 2129-2138 (2006).
  22. Yarmolinsky, D. A., Zuker, C. S., Ryba, N. J. P. Common sense about taste: from mammals to insects. Cell. 139 (2), 234-244 (2009).
  23. Spector, A. C., Travers, S. P. The representation of taste quality in the mammalian nervous system. Behavoiral and Cognitive Neuroscience Reviews. 4 (3), 143-191 (2005).
  24. Huang, T., Ohman, L. C., Clements, A. V., Whiddon, Z. D., Krimm, R. F. Variable branching characteristics of peripheral taste neurons indicates differential convergence. bioRxiv. , (2020).
  25. Taruno, A., et al. CALHM1 ion channel mediates purinergic neurotransmission of sweet, bitter and umami tastes. Nature. 495 (7440), 223-226 (2013).
  26. Kinnamon, J. C., Taylor, B. J., Delay, R. J., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds. I. Taste cells and their associated synapses. The Journal of comparative neurology. 235 (1), 48-60 (1985).
  27. Dando, R., et al. A permeability barrier surrounds taste buds in lingual epithelia. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (1), 21-32 (2015).
  28. Mistretta, C. M. Permeability of tongue epithelium and its relation to taste. American Journal of Physiology. 220 (5), 1162-1167 (1971).
  29. Michlig, S., Damak, S., Le Coutre, J. Claudin-based permeability barriers in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 502 (6), 1003-1011 (2007).
  30. Kinnamon, S. C., Finger, T. E. Recent advances in taste transduction and signaling. F1000Research. 8, 2117 (2019).
  31. Meng, L., Huang, T., Sun, C., Hill, D. L., Krimm, R. BDNF is required for taste axon regeneration following unilateral chorda tympani nerve section. Experimental Neurology. 293, 27-42 (2017).
  32. Meng, L., Ohman-Gault, L., Ma, L., Krimm, R. F. Taste bud-derived BDNF is required to maintain normal amounts of innervation to adult taste buds. eneuro. 2 (6), (2015).
  33. Tang, T., Rios-Pilier, J., Krimm, R. Taste bud-derived BDNF maintains innervation of a subset of TrkB-expressing gustatory nerve fibers. Molecular and Cellular Neuroscience. 82, 195-203 (2017).
  34. Zhang, G. H., Zhang, H. Y., Deng, S. P., Qin, Y. M. Regional differences in taste bud distribution and -gustducin expression patterns in the mouse fungiform papilla. Chemical Senses. 33 (4), 357-362 (2008).
  35. Huang, T., Ma, L., Krimm, R. F. Postnatal reduction of BDNF regulates the developmental remodeling of taste bud innervation. Biologie du développement. 405 (2), 225-236 (2015).
  36. Nosrat, I. V., Margolskee, R. F., Nosrat, C. A. Targeted taste cell-specific overexpression of brain-derived neurotrophic factor in adult taste buds elevates phosphorylated TrkB protein levels in taste cells, increases taste bud size, and promotes gustatory innervation. Journal of Biological Chemistry. 287 (20), 16791-16800 (2012).
  37. Liebl, D. J., Mbiene, J. -. P., Parada, L. F. NT4/5 mutant mice have deficiency in gustatory papillae and taste bud formation. Biologie du développement. 213 (2), 378-389 (1999).
  38. Kumari, A., Yokota, Y., Li, L., Bradley, R. M., Mistretta, C. M. Species generalization and differences in Hedgehog pathway regulation of fungiform and circumvallate papilla taste function and somatosensation demonstrated with sonidegib. Scientific Reports. 8 (1), (2018).
  39. Venkatesan, N., Boggs, K., Liu, H. X. Taste bud labeling in whole tongue epithelial sheet in adult mice. Tissue Engineering. Part C, Methods. 22 (4), 332-337 (2016).
  40. Meisel, C. T., Pagella, P., Porcheri, C., Mitsiadis, T. A. Three-dimensional imaging and gene expression analysis upon enzymatic isolation of the tongue epithelium. Frontiers in Physiology. 11, 825 (2020).
  41. Schmitz, C., Hof, P. R. Design-based stereology in neuroscience. Neurosciences. 130 (4), 813-831 (2005).
  42. Guagliardo, N. A., Hill, D. L. Fungiform taste bud degeneration in C57BL/6J mice following chorda-lingual nerve transection. The Journal of Comparative Neurology. 504 (2), 206-216 (2007).
  43. Ohtubo, Y., Yoshii, K. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in fungiform and soft palate taste buds of mice. Brain Research. 1367, 13-21 (2011).
  44. Ogata, T., Ohtubo, Y. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in the circumvallate and foliate taste buds of mice. Chemical Senses. 45 (4), 261-273 (2020).
  45. Tomchik, S. M., Berg, S., Kim, J. W., Chaudhari, N., Roper, S. D. Breadth of tuning and taste coding in mammalian taste buds. Journal of Neuroscience. 27 (40), 10840-10848 (2007).
  46. Finger, T. E. ATP signaling is crucial for communication from taste buds to gustatory nerves. Science. 310 (5753), 1495-1499 (2005).
  47. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-CreERT2 recombinase mouse. Molecular Pain. 7 (1), 100 (2011).
  48. Hirsch, M. -. R., D’Autréaux, F., Dymecki, S. M., Brunet, J. -. F., Goridis, C. APhox2b::FLPotransgenic mouse line suitable for intersectional genetics. genesis. 51 (7), 506-514 (2013).
  49. Perea-Martinez, I., Nagai, T., Chaudhari, N. Functional cell types in taste buds have distinct longevities. PLoS ONE. 8 (1), 53399 (2013).
  50. Ohman-Gault, L., Huang, T., Krimm, R. The transcription factor Phox2b distinguishes between oral and non-oral sensory neurons in the geniculate ganglion. Journal of Comparative Neurology. 525 (18), 3935-3950 (2017).
  51. Dvoryanchikov, G., et al. Transcriptomes and neurotransmitter profiles of classes of gustatory and somatosensory neurons in the geniculate ganglion. Nature Communications. 8 (1), (2017).
  52. Whitehead, M. C., Ganchrow, J. R., Ganchrow, D., Yao, B. Organization of geniculate and trigeminal ganglion cells innervating single fungiform taste papillae: a study with tetramethylrhodamine dextran amine labeling. Neurosciences. 93 (3), 931-941 (1999).
  53. Suemune, S., et al. Trigeminal nerve endings of lingual mucosa and musculature of the rat. Brain Research. 586 (1), 162-165 (1992).
  54. Rutlin, M., et al. The cellular and molecular basis of direction selectivity of Aδ-LTMRs. Cell. 159 (7), 1640-1651 (2014).
  55. Abraira, V. E., Ginty, D. D. The sensory neurons of touch. Neuron. 79 (4), 618-639 (2013).
  56. Feng, P., Huang, L., Wang, H. Taste bud homeostasis in health, disease, and aging. Chemical Senses. 39 (1), 3-16 (2014).
  57. Cooper, K. W., et al. COVID-19 and the chemical senses: supporting players take center stage. Neuron. 107 (2), 219-233 (2020).
  58. Barlow, L. A. Progress and renewal in gustation: new insights into taste bud development. Development. 142 (21), 3620-3629 (2015).
  59. Roper, S. D. Taste buds as peripheral chemosensory processors. Seminars in Cell & Developmental Biology. 24 (1), 71-79 (2013).
  60. Ma, H., Yang, R., Thomas, S. M., Kinnamon, J. C. BMC. Neurosciences. 8 (1), 5 (2007).
  61. Kinnamon, J. C., Sherman, T. A., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: III. Patterns of synaptic connectivity. The Journal of Comparative Neurology. 270 (1), 1-10 (1988).
  62. Romanov, R. A., et al. Chemical synapses without synaptic vesicles: Purinergic neurotransmission through a CALHM1 channel-mitochondrial signaling complex. Science Signaling. 11 (529), 1815 (2018).
  63. Dani, A., Huang, B., Bergan, J., Dulac, C., Zhuang, X. Superresolution imaging of chemical synapses in the brain. Neuron. 68 (5), 843-856 (2010).
  64. Vandenbeuch, A., Clapp, T. R., Kinnamon, S. C. Amiloride-sensitive channels in type I fungiform taste cells in mouse. BMC Neuroscience. 9 (1), 1 (2008).
  65. Bartel, D. L., Sullivan, S. L., Lavoie, &. #. 2. 0. 1. ;. G., Sévigny, J., Finger, T. E. Nucleoside triphosphate diphosphohydrolase-2 is the ecto-ATPase of type I cells in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 497 (1), 1-12 (2006).
  66. Wilson, C. E., Vandenbeuch, A., Kinnamon, S. C. Physiological and behavioral responses to optogenetic stimulation of PKD2L1+ type III taste cells. eneuro. 6 (2), (2019).

Tags

Whole-mount StainingTaste BudsFungiformCircumvallatePalateLingual EpitheliumInnervationTransducing CellsOCT Compound

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Ohman, L. C., Krimm, R. F. Whole-Mount Staining, Visualization, and Analysis of Fungiform, Circumvallate, and Palate Taste Buds. J. Vis. Exp. (168), e62126, doi:10.3791/62126 (2021).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image