Summary

En pladebaseret analyse til måling af endogen monoaminfrigivelse i akutte hjerneskiver

Published: August 11, 2021
doi:

Summary

Denne metode introducerer en simpel teknik til påvisning af endogene monoamin frigivelse ved hjælp af akutte hjerne skiver. Opsætningen bruger en 48-brønd plade, der indeholder en vævsholder til monoamin frigivelse. Frigivet monoamin analyseres af HPLC kombineret med elektrokemisk detektion. Derudover, denne teknik giver en screening metode til opdagelse af lægemidler.

Abstract

Monoamin neurotransmittere er forbundet med mange neurologiske og psykiatriske lidelser. Dyremodeller af sådanne forhold har vist ændringer i monoamin neurotransmitter frigivelse og optagelse dynamik. Teknisk komplekse metoder såsom elektrofysiologi, Hurtig ScanningCyclic Voltammetry (FSCV), billeddannelse, in vivo mikrodialyse, optogenetik, eller brug af radioaktivitet er påkrævet for at studere monoamin funktion. Metoden præsenteres her er en optimeret to-trins tilgang til påvisning af monoamin frigivelse i akutte hjerne skiver ved hjælp af en 48-brønd plade, der indeholder vævsholdere til undersøgelse af monoamin frigivelse, og højtydende flydende kromatografi kombineret med elektrokemisk detektion (HPLC-ECD) til monoamin frigivelse måling. Kort sagt blev rottehjerneafsnit, der indeholder områder af interesse, herunder præfrontal cortex, hippocampus og dorsal striatum opnået ved hjælp af en vævsudsnitsbehandler eller vibratom. Disse interesseområder blev dissekeret fra hele hjernen og inkuberet i en iltet fysiologisk buffer. Levedygtigheden blev undersøgt i løbet af forsøgstiden ved 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazoliumbromid (MTT) analyse. De akut dissekerede hjerneområder blev inkuberet under forskellige lægemiddelforhold, der vides at fremkalde monoaminfrigivelse gennem transportøren (amfetamin) eller gennem aktivering af eksocytotisk køretøjsfrigivelse (KCl). Efter inkubation blev de frigivne produkter i supernatanten indsamlet og analyseret gennem et HPLC-ECD-system. Her, basal monoamin frigivelse detekteres af HPLC fra akutte hjerne skiver. Disse data understøtter tidligere in vivo- og in vitro-resultater, der viser, at AMPH og KCl fremkalder monoaminfrigivelse. Denne metode er især nyttig til at studere mekanismer forbundet med monoamin transporter-afhængige frigivelse og giver mulighed for at screene forbindelser, der påvirker monoamin frigivelse i en hurtig og billig måde.

Introduction

En overflod af neurologiske og psykiatriske sygdomme er forbundet med dysregulering eller utilstrækkelig vedligeholdelse af monoamin neurotransmitter (dopamin [DA], serotonin [5-HT], noradrenalin [NE]) homøostase1,2,3. Disse betingelser omfatter, men er ikke begrænset til, depression1,2, skizofreni2, angst2, afhængighed4, overgangsalderen5,6,7, pain8, og Parkinsons sygdom3. For eksempel har flere rottemodeller af overgangsalderen vist, at dysregulering eller reduktion af monoaminer inden for hippocampus, præfrontal cortex og striatum kan være forbundet med både depression og kognitiv tilbagegang, som ses hos kvinder, der oplever overgangsalderen. Dysreguleringen af monoaminer i disse modeller er blevet grundigt undersøgt ved hjælp af HPLC-ECD, selv om undersøgelserne ikke diskriminerede mellem målt neurotransmitterindhold versus neurotransmitter release5,6,7. Monoaminer er klassisk frigives i ekstracellulære rum gennem Ca2 +-afhængige køretøj frigivelse9, og genbruges tilbage gennem deres respektive plasmamembran re-optagelse system (dopamin transporter, DAT; serotonin transporter, SERT; noradrenalin transporter, NET)10,11. Omvendt tyder data på, at disse transportører er i stand til at frigive eller efflux monoaminer, da stoffer af misbrug såsom amfetamin (AMPH) og 3,4-Methylenedioxymethamfetamin (MDMA) er kendt for at frigive DA og 5-HT, henholdsvis gennem deres transportsystemer12,13,14,15,16,17 . Således er en ordentlig mekanistisk forståelse af monoaminfrigivelsesdynamik afgørende for at udvikle specifikke og målrettede farmakokterapier.

En bred vifte af teknikker er blevet anvendt til at studere monoamin frigivelse såsom Fast Scan Cyclic Voltammetry (FSCV)18, in vivo mikrodialyse13, imaging19, præincubation med radiolabeled monoaminer20, optogenetik, og for nylig, genetisk kodede fluorescerende sensorer og fotometri21,22 . FSCV og in vivo mikrodialyse er de primære teknikker, der anvendes til at studere monoamin frigivelse. FSCV bruges til at studere den stimulerede eksocytotiske frigivelse af primært DA i akutte hjerneskiver og in vivo23. Fordi FSCV bruger elektroder til at stimulere eller fremkalde frigivelse, den primære kilde til neurotransmitter frigivelse er Ca2 +-afhængige køretøj frigivelse18,24,25,26,27,28,29,30,31 . In vivo mikrodialyse kombineret med HPLC måler ændringer i ekstracellulære neurotransmitter niveauer ved hjælp af en sonde placeret i et hjerneområde af interesse13,32. Svarende til FSCV, en stor begrænsning for in vivo mikrodialyse er vanskeligheden ved at bestemme kilden til neurotransmitter frigivelse: Ca2 + afhængige køretøjsudløsning eller transporter afhængig. Bemærkelsesværdigt, begge metoder giver mulighed for direkte måling af monoamin frigivelse. Gennem den seneste udvikling af optogenetik, forskning viser påvisning af 5-HT og DA frigivelse i en kort tidshorisont med udsøgt celle-type specificitet21,22. Men, disse strategier kræver komplekse og dyre teknikker og udstyr, og indirekte måle monoamin frigivelse, specifikt gennem monoamin bindende for receptorer. Desuden bruges radiomærkede monoaminer også til at studere monoamindynamik. Radiomærkede monoaminer kan forudindlæses i forskellige modelsystemer såsom heterologe celler, der overekspresserer hver monoamintransporter20,33,34,35,36,37,38,39,40, primære neuroner20, synaptoomer33,39,41, 42, og akut hjerne skiver43,44. Men, radioaktivitet udgør potentiel skade for eksperimentatoren, og tritium-mærket analytter kan ikke trofast generobre endogene monoamin dynamik45,46. Superfusionssystemer kombineret med offlinedetekteringsmetoder som HPLC-ECD har gjort det muligt at påektionere monoaminer fra flere vævskilder. Her giver denne protokol som en optimeret og billig, enkel og præcis metode ved hjælp af akutte hjerneskiver til direkte at måle endogene basal og stimuleret monoaminfrigivelse.

Akutte hjerneskive giver mulighed for at teste mekanistiske hypoteser, primært når de bevarer in vivo anatomiske mikromiljø, og opretholder intakte synapser47,48,49,50,51,52. I nogle få undersøgelser er akutte hjerneskiver eller hakket hjernevæv blevet brugt sammen med en superfusionsteknik ved hjælp af KCl til at stimulere Ca2+ medieret frigivelse53,54,55,56. Superfusion systemer har været afgørende for at fremme feltets forståelse af neurotransmitter frigivelse mekanismer, herunder monoaminer. Disse systemer er imidlertid relativt dyre, og antallet af kamre til rådighed til vævsanalyse varierer fra 4-12. Til sammenligning er den metode, der præsenteres her, billig, tillader måling af 48 vævsprøver og kan raffineres til at bruge op til 96 vævsprøver. Hver brønd i 48-brøndspladen indeholder vævsholdere, der bruger filtre til at adskille det frigivne produkt fra vævet, og frigivne monoaminer indsamles og analyseres derefter af HPLC-ECD. Vigtigere er det, at denne metode giver mulighed for samtidig måling af 5-HT, DA og NE-frigivelse fra forskellige hjerneområder som den præfrontale cortex, hippocampus og dorsale striatum efter behandling med farmakologiske midler, der modulerer monoaminfrigivelse. Således kan forsøgspersonen besvare flere spørgsmål ved hjælp af et billigt multi-brønd-system, der øger antallet af testede prøver og dermed reducerer antallet af anvendte dyr.

Protocol

Alle forsøg, herunder håndtering af dyr og vævsindsamling, blev udført i overensstemmelse med University of Florida og City College of New York Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) efter den godkendte protokol 201508873 (UF) og 1071 (CCNY). For reagenser og buffer henvises til den supplerende fil. 1. Forbered akutte rotte hjerne skiver BEMÆRK: I dette forsøg blev der anvendt voksne hanrotter (250-350 g). Denne opsætning er imidle…

Representative Results

Denne teknik beskriver brugen af hjerneskiver til at måle frigivelsen af endogene monoaminer ved hjælp af HPLC med elektrokemisk detektion baseret i en 48-brønds plade med en indvendig vævsholder. Eksperimentel opsætning er afbildet i figur 1 og figur 2. For at sikre vævs levedygtighed ved forsøgets afslutning blev der i første omgang udført en MTT-analyse (3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazoliumbromid. Efte…

Discussion

Monoamin frigivelse målinger er blevet udført i årevis i en række systemer såsom heterologe celler, neuronale kulturer, hjernesynaptosomes, ex vivo akutte hjerne skiver, og hele dyr13,20,41,42,58,64,65,66,67,68</…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev støttet af tilskud Fondecyt Initiation Fund N 11191049 til J.A.P. og NIH tilskud DA038598 til G.E.T.

Materials

48 Well plate NA NA Assay
Acetonitrile Fischer Scientific A998-1 Mobile Phase
Calcium Chloride Ahydrous Sigma Aldrich C1016 Modified Artifical Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Clarity Software Anetc
Citric Acid Sigma Aldrich Mobile Phase
D-(+)-Glucose Sigma 1002608421 Dissection Buffer
DMF Sigma Aldrich D4551 MTT Assay
EDTA-Na2 Sigma Aldrich Mobile Phase
GraphPad Software Graphpad Software, Inc Statistical Analysis
Glycerol Sigma Aldrich G5516 Lysis buffer
HEPES Sigma Aldrich H3375 Lysis buffer
HPLC, Decade Amperometric Anetc HPLC, LC-EC system
HPLC Amuza HPLC HTEC-510.
L-Asrobic Acid Sigma Aldrich A5960 Dissection Buffer
Magnesium Sulfate Sigma 7487-88-9 KH Buffer
Microcentrifuge Filter Units UltraFree Millipore C7554 Assay – 6 to fit in 48 well plate
MTT Thermo Fisher M6494 MTT Assay
Nanosep VWR 29300-606 Assay; protein assay
Octanesulfonic acid Sigma Aldrich V800010 Mobile Phase
Pargyline Clorohydrate Sigma Aldrich P8013 Modified Artifical Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Phosphoric Acid Sigma Aldrich Mobile Phase
Potassium Chloride Sigma 12636 KH Buffer
Potassium Phosphate Monobasic Sigma 1001655559 KH Buffer
Precisonary VF-21-0Z Precissonary Compresstome
Protease Inhibitor Cocktail Sigma Aldrich P2714 Lysis buffer.
Sodium Bicarbonate Sigma S5761 Dissection Buffer
Sodium Bicarbonate Sigma Aldrich S5761 Dissection Buffer
Sodium Chloride Sigma S3014 KH Buffer
Sodium Dodecyl Sulfate Sigma Aldrich L3771 Lysis buffer
Triton X-100 Sigma Aldrich T8787 MTT Assay / Lysis buffer

References

  1. Jesulola, E., Micalos, P., Baguley, I. J. Understanding the pathophysiology of depression: From monoamines to the neurogenesis hypothesis model – are we there yet. Behavioural Brain Research. 341, 79-90 (2018).
  2. Krystal, J. H., D’Souza, D. C., Sanacora, G., Goddard, A. W., Charney, D. S. Current perspectives on the pathophysiology of schizophrenia, depression, and anxiety disorders. Medical Clinics of North America. 85 (3), 559-577 (2001).
  3. Barone, P. Neurotransmission in Parkinson’s disease: beyond dopamine. European Journal of Neurology. 17 (3), 364-376 (2010).
  4. Howell, L. L., Kimmel, H. L. Monoamine transporters and psychostimulant addiction. Biochemical Pharmacology. 75 (1), 196-217 (2008).
  5. Kirshner, Z. Z., et al. Impact of estrogen receptor agonists and model of menopause on enzymes involved in brain metabolism, acetyl-CoA production and cholinergic function. Life Sciences. 256, 117975 (2020).
  6. Long, T., et al. Comparison of transitional vs surgical menopause on monoamine and amino acid levels in the rat brain. Molecular and Cellular Endocrinology. 476, 139-147 (2018).
  7. Long, T., et al. Estradiol and selective estrogen receptor agonists differentially affect brain monoamines and amino acids levels in transitional and surgical menopausal rat models. Molecular and Cellular Endocrinology. 496, 110533 (2019).
  8. Burke, N. N., et al. Enhanced nociceptive responding in two rat models of depression is associated with alterations in monoamine levels in discrete brain regions. Neurosciences. 171 (4), 1300-1313 (2010).
  9. Lane, J. D., Aprison, M. H. Calciumm-dependent release of endogenous serotonin, dopamine and norepinephrine from nerve endings. Life Sciences. 20 (4), 665-671 (1977).
  10. Ramamoorthy, S., Shippenberg, T. S., Jayanthi, L. D. Regulation of monoamine transporters: Role of transporter phosphorylation. Pharmacology and Therapeutics. 129 (2), 220-238 (2011).
  11. Torres, G. E., Gainetdinov, R. R., Caron, M. G. Plasma membrane monoamine transporters: structure, regulation and function. Nature Reviews. Neuroscience. 4 (1), 13-25 (2003).
  12. Hilber, B., et al. Serotonin-transporter mediated efflux: A pharmacological analysis of amphetamines and non-amphetamines. Neuropharmacology. 49 (6), 811-819 (2005).
  13. Mauna, J. C., et al. G protein βγ subunits play a critical role in the actions of amphetamine. Translational Psychiatry. 9 (1), 81 (2019).
  14. Sitte, H. H., Freissmuth, M. Amphetamines, new psychoactive drugs and the monoamine transporter cycle. Trends in Pharmacological Sciences. 36 (1), 41-50 (2015).
  15. Johnson, L. A., Guptaroy, B., Lund, D., Shamban, S., Gnegy, M. E. Regulation of amphetamine-stimulated dopamine efflux by protein kinase C β. Journal of Biological Chemistry. 280 (12), 10914-10919 (2005).
  16. Kahlig, K. M., et al. Amphetamine induces dopamine efflux through a dopamine transporter channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (9), 3495-3500 (2005).
  17. Kantor, L., Hewlett, G. H. K., Gnegy, M. E. Enhanced amphetamine- and K+ -mediated dopamine release in rat striatum after repeated amphetamine: differential requirements for Ca 2+ – and calmodulin-dependent phosphorylation and synaptic vesicles. The Journal of Neuroscience. 19 (10), 3801-3808 (2018).
  18. Brodnik, Z. D., et al. Susceptibility to traumatic stress sensitizes the dopaminergic response to cocaine and increases motivation for cocaine. Neuropharmacology. 125, 295-307 (2017).
  19. Henke, A., et al. Toward serotonin fluorescent false neurotransmitters: development of fluorescent dual serotonin and vesicular monoamine transporter substrates for visualizing serotonin neurons. ACS Chemical Neuroscience. 9 (5), 925-934 (2018).
  20. Garcia-Olivares, J., et al. Gβγ subunit activation promotes dopamine efflux through the dopamine transporter. Molecular Psychiatry. 22 (12), 1673-1679 (2017).
  21. Xiao, N., Privman, E., Venton, B. J. Optogenetic control of serotonin and dopamine release in Drosophila larvae. ACS Chemical Neuroscience. 5 (8), 666-673 (2014).
  22. Bass, C. E., et al. Optogenetic control of striatal dopamine release in rats. Journal of Neurochemistry. 114 (5), 1344-1352 (2010).
  23. Stamford, J. A. Fast cyclic voltammetry: measuring transmitter release in “real time”. Journal of Neuroscience Methods. 34 (1-3), 67-72 (1990).
  24. Brodnik, Z. D., Ferris, M. J., Jones, S. R., España, R. A. Reinforcing doses of intravenous cocaine produce only modest dopamine uptake inhibition. ACS Chemical Neuroscience. 8 (2), 281-289 (2017).
  25. Brodnik, Z. D., España, R. A. Dopamine uptake dynamics are preserved under isoflurane anesthesia. Neuroscience Letters. 606, 129-134 (2015).
  26. Ferris, M. J., Calipari, E. S., Yorgason, J. T., Jones, S. R. Examining the complex regulation and drug-induced plasticity of dopamine release and uptake using voltammetry in brain slices. ACS Chemical Neuroscience. 4 (5), 693-703 (2013).
  27. Siciliano, C. A., Calipari, E. S., Ferris, M. J., Jones, S. R. Biphasic mechanisms of amphetamine action at the dopamine terminal. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 34 (16), 5575-5582 (2014).
  28. Rice, M. E., et al. Direct monitoring of dopamine and 5-HT release in substantia nigra and ventral tegmental area in vitro. Experimental Brain Research. 100 (3), 395-406 (1994).
  29. Bunin, M. A., Prioleau, C., Mailman, R. B., Wightman, R. M. Release and uptake rates of 5-hydroxytryptamine in the dorsal raphe and substantia nigra reticulata of the rat brain. Journal of Neurochemistry. 70 (3), 1077-1087 (1998).
  30. Park, J., Takmakov, P., Wightman, R. M. In vivo comparison of norepinephrine and dopamine release in rat brain by simultaneous measurements with fast-scan cyclic voltammetry. Journal of Neurochemistry. 119 (5), 932-944 (2011).
  31. Park, J., Bhimani, R. V., Bass, C. E. In vivo electrochemical measurements of norepinephrine in the brain: current status and remaining challenges. Journal of the Electrochemical Society. 165 (12), 3051-3056 (2018).
  32. Butcher, S. P., Fairbrother, I. S., Kelly, J. S., Arbuthnott, G. W. Amphetamine-induced dopamine release in the rat striatum: an in vivo microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 50 (2), 346-355 (1988).
  33. Garcia-Olivares, J., et al. Inhibition of dopamine transporter activity by G protein βγ subunits. PLoS One. 8 (3), 1-9 (2013).
  34. Carneiro, A. M. D., Blakely, R. D. Serotonin-, protein kinase C-, and Hic-5-associated redistribution of the platelet serotonin transporter. Journal of Biological Chemistry. 281 (34), 24769-24780 (2006).
  35. Rajamanickam, J., et al. Akt-mediated regulation of antidepressant-sensitive serotonin transporter function, cell-surface expression and phosphorylation. The Biochemical Journal. 468 (1), 177-190 (2015).
  36. Egaña, L. A., et al. Physical and functional interaction between the dopamine transporter and the synaptic vesicle protein synaptogyrin-3. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 29 (14), 4592-4604 (2009).
  37. Guptaroy, B., Fraser, R., Desai, A., Zhang, M., Gnegy, M. E. Site-directed mutations near transmembrane domain 1 alter conformation and function of norepinephrine and dopamine transporters. Molecular Pharmacology. 79 (3), 520-532 (2011).
  38. Ordway, G. A., et al. Norepinephrine transporter function and desipramine: Residual drug effects versus short-term regulation. Journal of Neuroscience Methods. 143 (2), 217-225 (2005).
  39. Steinkellner, T., et al. Amphetamine action at the cocaine- and antidepressant-sensitive serotonin transporter is modulated by CaMKII. Journal of Neuroscience. 35 (21), 8258-8271 (2015).
  40. Guptaroy, B., et al. A juxtamembrane mutation in the N terminus of the dopamine transporter induces preference for an inward-facing conformation. Molecular Pharmacology. 75 (3), 514-524 (2009).
  41. Carpenter, C., et al. Direct and systemic administration of a CNS-permeant tamoxifen analog reduces amphetamine-induced dopamine release and reinforcing effects. Neuropsychopharmacology. 42 (10), 1940-1949 (2017).
  42. Aquino-Miranda, G., Escamilla-Sánchez, J., González-Pantoja, R., Bueno-Nava, A., Arias-Montaño, J. -. A. Histamine H3 receptor activation inhibits dopamine synthesis but not release or uptake in rat nucleus accumbens. Neuropharmacology. 106, 91-101 (2016).
  43. Reddy, I. A., et al. Glucagon-like peptide 1 receptor activation regulates cocaine actions and dopamine homeostasis in the lateral septum by decreasing arachidonic acid levels. Translational Psychiatry. 6 (5), 809 (2016).
  44. Koutzoumis, D. N., et al. Alterations of the gut microbiota with antibiotics protects dopamine neuron loss and improve motor deficits in a pharmacological rodent model of Parkinson’s disease. Experimental Neurology. 325, 113159 (2020).
  45. Herdon, H., Strupish, J., Nahorski, S. R. Differences between the release of radiolabelled and endogenous dopamine from superfused rat brain slices: Effects of depolarizing stimuli, amphetamine and synthesis inhibition. Brain Research. 348 (2), 309-320 (1985).
  46. Thongsaard, W., Kendall, D. A., Bennett, G. W., Marsden, C. A. A simple method for measuring dopamine release from rat brain slices. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 37 (3), 143-148 (1997).
  47. Dorris, D. M., Hauser, C. A., Minnehan, C. E., Meitzen, J. An aerator for brain slice experiments in individual cell culture plate wells. Journal of Neuroscience Methods. 238, 1-10 (2014).
  48. Humpel, C. Organotypic brain slice cultures: a review. Neurosciences. 305, 86-98 (2015).
  49. Papouin, T., Haydon, P. Obtaining acute brain slices. BIO-PROTOCOL. 8 (2), 477-491 (2018).
  50. Collingridge, G. L. The brain slice preparation: a tribute to the pioneer Henry McIlwain. Journal of Neuroscience Methods. 59 (1), 5-9 (1995).
  51. Yamamoto, C., McIlwain, H. Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro. Journal of Neurochemistry. 13 (12), 1333-1343 (1966).
  52. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 4-10 (2014).
  53. Kako, H., Fukumoto, S., Kobayashi, Y., Yokogoshi, H. Effects of direct exposure of green odour components on dopamine release from rat brain striatal slices and PC12 cells. Brain Research Bulletin. 75 (5), 706-712 (2008).
  54. McBride, W. J., Murphy, J. M., Lumeng, L., Li, T. -. K. Effects of ethanol on monoamine and amino acid release from cerebral cortical slices of the alcohol-preferring P line of rats. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 10 (2), 205-208 (1986).
  55. Chen, J. C., Turiak, G., Galler, J., Volicer, L. Effect of prenatal malnutrition on release of monoamines from hippocampal slices. Life Sciences. 57 (16), 1467-1475 (1995).
  56. Becker, J. B., Castañeda, E., Robinson, T. E., Beer, M. E. A simple in vitro technique to measure the release of endogenous dopamine and dihydroxyphenylacetic acid from striatal tissue using high performance liquid chromatography with electrochemical detection. Journal of Neuroscience Methods. 11 (1), 19-28 (1984).
  57. Paxinos, G., Watson, C. . The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).
  58. Dailey, J. W., Reith, M. E. A., Steidley, K. R., Milbrandt, J. C., Jobe, P. C. Carbamazepine-induced release of serotonin from rat hippocampus in vitro. Epilepsia. 39 (10), 1054-1063 (1998).
  59. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 5309 (2014).
  60. Mewes, A., Franke, H., Singer, D. Organotypic brain slice cultures of adult transgenic P301S mice-A model for tauopathy studies. PLoS One. 7 (9), (2012).
  61. Rönicke, R., et al. AB mediated diminution of MTT reduction – An artefact of single cell culture. PLoS One. 3 (9), (2008).
  62. Ihalainen, J. A., Riekkinen, P., Feenstra, M. G. P. Comparison of dopamine and noradrenaline release in mouse prefrontal cortex, striatum and hippocampus using microdialysis. Neuroscience Letters. 277 (2), 71-74 (1999).
  63. Richards, D. A., Obrenovitch, T. P., Symon, L., Curzon, G. Extracellular dopamine and serotonin in the rat striatum during transient ischaemia of different severities: a microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 60 (1), 128-136 (1993).
  64. Fog, J. U., et al. Calmodulin kinase II interacts with the dopamine transporter C terminus to regulate amphetamine-induced reverse transport. Neuron. 51 (4), 417-429 (2006).
  65. Balázsa, T., Bíró, J., Gullai, N., Ledent, C., Sperlágh, B. CB1-cannabinoid receptors are involved in the modulation of non-synaptic [3H]serotonin release from the rat hippocampus. Neurochemistry International. 52 (1), 95-102 (2008).
  66. Schechter, L. E. The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 282 (1), 262-270 (1997).
  67. Boudanova, E., Navaroli, D. M., Stevens, Z., Melikian, H. E. Dopamine transporter endocytic determinants: carboxy terminal residues critical for basal and PKC-stimulated internalization. Molecular and Cellular Neuroscience. 39 (2), 211-217 (2008).
  68. Bowyer, J. F., et al. Interactions of MK-801 with glutamate-, glutamine- and methamphetamine-evoked release of [3H]dopamine from striatal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 257 (1), 262-270 (1991).
  69. Perszyk, R. E., et al. GluN2D-containing N-methyl-D-aspartate receptors mediate synaptic transmission in hippocampal interneurons and regulate interneuron activity. Molecular Pharmacology. 90 (6), 689-702 (2016).
  70. Jones, S. R., et al. Profound neuronal plasticity in response to inactivation of the dopamine transporter. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (7), 4029-4034 (1998).
  71. Jedema, H. P., Narendran, R., Bradberry, C. W. Amphetamine-induced release of dopamine in primate prefrontal cortex and striatum: striking differences in magnitude and timecourse. Journal of Neurochemistry. 130, 490-497 (2014).
  72. Buchmayer, F., et al. Amphetamine actions at the serotonin transporter rely on the availability of phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (28), 11642-11647 (2013).
check_url/fr/62127?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Pino, J. A., Awadallah, N., Norris, A. M., Torres, G. E. A Plate-Based Assay for the Measurement of Endogenous Monoamine Release in Acute Brain Slices. J. Vis. Exp. (174), e62127, doi:10.3791/62127 (2021).

View Video