Summary

En platebasert analyse for måling av endogen monoaminfrigjøring i akutte hjerneskiver

Published: August 11, 2021
doi:

Summary

Denne metoden introduserer en enkel teknikk for påvisning av endogen monoaminfrigjøring ved hjelp av akutte hjerneskiver. Oppsettet bruker en 48-brønns plate som inneholder en vevsholder for monoaminfrigjøring. Frigjort monoamin analyseres av HPLC kombinert med elektrokjemisk deteksjon. I tillegg gir denne teknikken en screeningmetode for narkotikaoppdagelse.

Abstract

Monoamin nevrotransmittere er forbundet med mange nevrologiske og psykiatriske plager. Dyremodeller av slike forhold har vist endringer i monoamin nevrotransmitter frigjøring og opptaksdynamikk. Teknisk komplekse metoder som elektrofysiologi, Fast Scan Cyclic Voltammetry (FSCV), avbildning, in vivo mikrodialyse, optogenetikk eller bruk av radioaktivitet er nødvendig for å studere monoaminfunksjon. Metoden som presenteres her er en optimalisert to-trinns tilnærming for å oppdage monoaminfrigjøring i akutte hjerneskiver ved hjelp av en 48-brønns plate som inneholder vevsholdere for å undersøke monoaminfrigjøring, og høyytelses væskekromatografi kombinert med elektrokjemisk deteksjon (HPLC-ECD) for monoaminfrigjøringsmåling. Kort sagt ble rottehjerneseseksjoner som inneholder interesseregioner, inkludert prefrontal cortex, hippocampus og dorsal striatum oppnådd ved hjelp av en vevsskive eller vibratom. Disse interesseområdene ble dissekert fra hele hjernen og inkubert i en oksygenert fysiologisk buffer. Levedyktighet ble undersøkt gjennom hele det eksperimentelle tidsforløpet, med 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazoliumbromid (MTT) analyse. De akutt dissekerte hjerneregionene ble inkubert under varierende narkotikatilstander som er kjent for å indusere monoaminfrigjøring gjennom transportøren (amfetamin) eller gjennom aktivering av eksocytotisk vesikulær frigjøring (KCl). Etter inkubasjon ble de utgitte produktene i supernatanten samlet og analysert gjennom et HPLC-ECD-system. Her oppdages basal monoaminfrigjøring av HPLC fra akutte hjerneskiver. Disse dataene støtter tidligere in vivo- og in vitro-resultater som viser at AMPH og KCl induserer monoaminfrigjøring. Denne metoden er spesielt nyttig for å studere mekanismer forbundet med monoamintransportøravhengig frigjøring og gir en mulighet til å screene forbindelser som påvirker monoaminfrigjøring på en rask og rimelig måte.

Introduction

En mengde nevrologiske og psykiatriske sykdommer er forbundet med dysregulering eller utilstrekkelig vedlikehold av monoamin nevrotransmitter (dopamin [DA], serotonin [5-HT], noradrenalin [NE]) homeostase1,2,3. Disse forholdene inkluderer, men er ikke begrenset til, depresjon1,2, schizofreni2, angst2, avhengighet4, overgangsalder5,6,7, smerte8 og Parkinsons sykdom3. For eksempel har flere rottemodeller av overgangsalderen vist at dysregulering eller reduksjon av monoaminer i hippocampus, prefrontal cortex og striatum kan være forbundet med både depresjon og kognitiv nedgang, som ses hos kvinner som opplever overgangsalderen. Dysreguleringen av monoaminer i disse modellene har blitt grundig undersøkt ved hjelp av HPLC-ECD, selv om studiene ikke diskriminerte mellom målt nevrotransmitterinnhold kontra nevrotransmitterutløsning5,6,7. Monoaminer slippes klassisk ut i det ekstracellulære rommet gjennom Ca2 +-avhengig vesikulær frigjøring9, og resirkuleres tilbake gjennom deres respektive plasmamembranreopptakssystem (dopamintransportør, DAT; serotonintransportør, SERT; noradrenalintransportør, NET)10,11. På den annen side tyder data på at disse transportørene er i stand til å frigjøre eller efluksmonaminer, siden rusmidler som amfetamin (AMPH) og 3,4-Metylendioxymethamfetamin (MDMA) er kjent for å frigjøre HENHOLDSVIS DA og 5-HT gjennom sine transportørsystemer12,13,14,15,16,17 . Dermed er en riktig mekanistisk forståelse av monoaminfrigjøringsdynamikk avgjørende for å utvikle spesifikke og målrettede farmakoterapier.

Et bredt spekter av teknikker har blitt brukt til å studere monoaminutgivelse som Fast Scan Cyclic Voltammetry (FSCV)18, in vivo microdialysis13, imaging19, preincubation med radiomerket monoaminer20, optogenetikk og mer nylig genetisk kodede fluorescerende sensorer og fotometri21,22 . FSCV og in vivo mikrodialyse er de primære teknikkene som brukes for å studere monoaminfrigjøring. FSCV brukes til å studere den stimulerte eksocytotiske frigjøringen av, først og fremst, DA i akutte hjerneskiver og in vivo23. Fordi FSCV bruker elektroder for å stimulere eller fremkalle frigjøring, er den primære kilden til nevrotransmitterutløsning Ca2 +-avhengig vesikulær frigjøring18,24,25,26,27,28,29,30,31 . In vivo mikrodialyse kombinert med HPLC måler endringer i ekstracellulære nevrotransmitternivåer ved hjelp av en sonde plassert i et hjerneområde av interesse13,32. I likhet med FSCV er en stor begrensning for in vivo-mikrodialyse vanskeligheten med å bestemme kilden til nevrotransmitterfrigjøring: Ca2 + avhengig vesicular release eller transportøravhengig. Bemerkelsesverdig tillater begge metodene direkte måling av monoaminfrigjøring. Gjennom den nylige utviklingen av optogenetikk viser forskning deteksjon av 5-HT og DA-utgivelse på kort tid med utsøkt celletypespesifisitet21,22. Disse strategiene krever imidlertid komplekse og kostbare teknikker og utstyr, og måler indirekte monoaminfrigjøring, spesielt gjennom monoaminbinding til reseptorer. Videre brukes radiomerkede monoaminer også til å studere monoamindynamikk. Radiomerkede monoaminer kan forhåndslastes i ulike modellsystemer som heterologe celler som overekspresserer hver monoamintransportør20,33,34,35,36,37,38,39,40, primære nevroner20, synaptosomer33,39,41, 42, og akutte hjerneskiver43,44. Imidlertid utgjør radioaktivitet potensiell skade på eksperimentet, og de tritium-merkede analyttene kan ikke trofast rekapitulere endogen monoamindynamikk45,46. Superfusjonssystemer kombinert med off-line deteksjonsmetoder som HPLC-ECD har tillatt påvisning av monoaminer fra flere vevskilder. Her gir denne protokollen som en optimalisert og rimelig, enkel og presis metode ved hjelp av akutte hjerneskiver for å direkte måle endogen basal og stimulert monoaminfrigjøring.

Akutte hjerneskiver gjør det mulig å teste mekanistiske hypoteser, først og fremst når de bevarer in vivo anatomisk mikromiljø, og opprettholder intakte synapser47,48,49,50,51,52. I noen få studier har akutte hjerneskiver eller hakket hjernevev blitt brukt i forbindelse med en superfusjonsteknikk ved hjelp av KCl for å stimulere Ca2 + mediert release53,54,55,56. Superfusjonssystemer har vært avgjørende for å fremme feltets forståelse av nevrotransmitterutløsningsmekanismer, inkludert monoaminer. Imidlertid er disse systemene relativt dyre, og antall kamre tilgjengelig for vevsanalyse varierer fra 4-12. Til sammenligning er metoden som presenteres her billig, tillater måling av 48 vevsprøver, og kan raffineres til å bruke opptil 96 vevsprøver. Hver brønn i 48-brønnsplaten inneholder vevsholdere som bruker filtre for å skille det frigjorte produktet fra vevet, og frigjorte monoaminer samles deretter inn og analyseres av HPLC-ECD. Viktigst, denne metoden tillater samtidig måling av 5-HT, DA og NE-frigjøring fra forskjellige hjerneområder som prefrontal cortex, hippocampus og dorsal striatum etter behandling med farmakologiske midler som modulerer monoaminfrigjøring. Dermed kan eksperimentet svare på flere spørsmål ved hjelp av et billig multi-brønnsystem som øker antall prøver som er testet og dermed reduserer antall dyr som brukes.

Protocol

Alle eksperimenter, inkludert dyrehåndtering og vevsinnsamling, ble utført i samsvar med University of Florida og City College of New York Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), etter den godkjente protokollen 201508873 (UF) og 1071 (CCNY). For reagenser og buffer, se tilleggsfilen. 1. Forbered akutte rottehjerneskiver MERK: I dette eksperimentet ble voksne hannrotter (250-350 g) brukt. Dette oppsettet er imidlertid funksjonelt for for…

Representative Results

Denne teknikken beskriver bruken av hjerneskiver for å måle frigjøring av endogene monoaminer ved hjelp av HPLC med elektrokjemisk deteksjon basert i en 48-brønns plate med en indre vevsholder. Eksperimentelt oppsett er avbildet i figur 1 og figur 2. I utgangspunktet, for å sikre vev levedyktighet ved slutten av eksperimenteringen, ble en MTT (3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazoliumbromid, en tetrazole) analyse …

Discussion

Monoaminfrigjøringsmålinger har blitt utført i årevis i en rekke systemer som heterologe celler, nevronkulturer, hjernesynaptosomer, ex vivo akutte hjerneskiver og hele dyr13,20,41,42,58,64,65,66,67,68<sup c…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av tilskudd Fondecyt Initiation Fund N 11191049 til J.A.P. og NIH grant DA038598 til G.E.T.

Materials

48 Well plate NA NA Assay
Acetonitrile Fischer Scientific A998-1 Mobile Phase
Calcium Chloride Ahydrous Sigma Aldrich C1016 Modified Artifical Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Clarity Software Anetc
Citric Acid Sigma Aldrich Mobile Phase
D-(+)-Glucose Sigma 1002608421 Dissection Buffer
DMF Sigma Aldrich D4551 MTT Assay
EDTA-Na2 Sigma Aldrich Mobile Phase
GraphPad Software Graphpad Software, Inc Statistical Analysis
Glycerol Sigma Aldrich G5516 Lysis buffer
HEPES Sigma Aldrich H3375 Lysis buffer
HPLC, Decade Amperometric Anetc HPLC, LC-EC system
HPLC Amuza HPLC HTEC-510.
L-Asrobic Acid Sigma Aldrich A5960 Dissection Buffer
Magnesium Sulfate Sigma 7487-88-9 KH Buffer
Microcentrifuge Filter Units UltraFree Millipore C7554 Assay – 6 to fit in 48 well plate
MTT Thermo Fisher M6494 MTT Assay
Nanosep VWR 29300-606 Assay; protein assay
Octanesulfonic acid Sigma Aldrich V800010 Mobile Phase
Pargyline Clorohydrate Sigma Aldrich P8013 Modified Artifical Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Phosphoric Acid Sigma Aldrich Mobile Phase
Potassium Chloride Sigma 12636 KH Buffer
Potassium Phosphate Monobasic Sigma 1001655559 KH Buffer
Precisonary VF-21-0Z Precissonary Compresstome
Protease Inhibitor Cocktail Sigma Aldrich P2714 Lysis buffer.
Sodium Bicarbonate Sigma S5761 Dissection Buffer
Sodium Bicarbonate Sigma Aldrich S5761 Dissection Buffer
Sodium Chloride Sigma S3014 KH Buffer
Sodium Dodecyl Sulfate Sigma Aldrich L3771 Lysis buffer
Triton X-100 Sigma Aldrich T8787 MTT Assay / Lysis buffer

References

  1. Jesulola, E., Micalos, P., Baguley, I. J. Understanding the pathophysiology of depression: From monoamines to the neurogenesis hypothesis model – are we there yet. Behavioural Brain Research. 341, 79-90 (2018).
  2. Krystal, J. H., D’Souza, D. C., Sanacora, G., Goddard, A. W., Charney, D. S. Current perspectives on the pathophysiology of schizophrenia, depression, and anxiety disorders. Medical Clinics of North America. 85 (3), 559-577 (2001).
  3. Barone, P. Neurotransmission in Parkinson’s disease: beyond dopamine. European Journal of Neurology. 17 (3), 364-376 (2010).
  4. Howell, L. L., Kimmel, H. L. Monoamine transporters and psychostimulant addiction. Biochemical Pharmacology. 75 (1), 196-217 (2008).
  5. Kirshner, Z. Z., et al. Impact of estrogen receptor agonists and model of menopause on enzymes involved in brain metabolism, acetyl-CoA production and cholinergic function. Life Sciences. 256, 117975 (2020).
  6. Long, T., et al. Comparison of transitional vs surgical menopause on monoamine and amino acid levels in the rat brain. Molecular and Cellular Endocrinology. 476, 139-147 (2018).
  7. Long, T., et al. Estradiol and selective estrogen receptor agonists differentially affect brain monoamines and amino acids levels in transitional and surgical menopausal rat models. Molecular and Cellular Endocrinology. 496, 110533 (2019).
  8. Burke, N. N., et al. Enhanced nociceptive responding in two rat models of depression is associated with alterations in monoamine levels in discrete brain regions. Neurosciences. 171 (4), 1300-1313 (2010).
  9. Lane, J. D., Aprison, M. H. Calciumm-dependent release of endogenous serotonin, dopamine and norepinephrine from nerve endings. Life Sciences. 20 (4), 665-671 (1977).
  10. Ramamoorthy, S., Shippenberg, T. S., Jayanthi, L. D. Regulation of monoamine transporters: Role of transporter phosphorylation. Pharmacology and Therapeutics. 129 (2), 220-238 (2011).
  11. Torres, G. E., Gainetdinov, R. R., Caron, M. G. Plasma membrane monoamine transporters: structure, regulation and function. Nature Reviews. Neuroscience. 4 (1), 13-25 (2003).
  12. Hilber, B., et al. Serotonin-transporter mediated efflux: A pharmacological analysis of amphetamines and non-amphetamines. Neuropharmacology. 49 (6), 811-819 (2005).
  13. Mauna, J. C., et al. G protein βγ subunits play a critical role in the actions of amphetamine. Translational Psychiatry. 9 (1), 81 (2019).
  14. Sitte, H. H., Freissmuth, M. Amphetamines, new psychoactive drugs and the monoamine transporter cycle. Trends in Pharmacological Sciences. 36 (1), 41-50 (2015).
  15. Johnson, L. A., Guptaroy, B., Lund, D., Shamban, S., Gnegy, M. E. Regulation of amphetamine-stimulated dopamine efflux by protein kinase C β. Journal of Biological Chemistry. 280 (12), 10914-10919 (2005).
  16. Kahlig, K. M., et al. Amphetamine induces dopamine efflux through a dopamine transporter channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (9), 3495-3500 (2005).
  17. Kantor, L., Hewlett, G. H. K., Gnegy, M. E. Enhanced amphetamine- and K+ -mediated dopamine release in rat striatum after repeated amphetamine: differential requirements for Ca 2+ – and calmodulin-dependent phosphorylation and synaptic vesicles. The Journal of Neuroscience. 19 (10), 3801-3808 (2018).
  18. Brodnik, Z. D., et al. Susceptibility to traumatic stress sensitizes the dopaminergic response to cocaine and increases motivation for cocaine. Neuropharmacology. 125, 295-307 (2017).
  19. Henke, A., et al. Toward serotonin fluorescent false neurotransmitters: development of fluorescent dual serotonin and vesicular monoamine transporter substrates for visualizing serotonin neurons. ACS Chemical Neuroscience. 9 (5), 925-934 (2018).
  20. Garcia-Olivares, J., et al. Gβγ subunit activation promotes dopamine efflux through the dopamine transporter. Molecular Psychiatry. 22 (12), 1673-1679 (2017).
  21. Xiao, N., Privman, E., Venton, B. J. Optogenetic control of serotonin and dopamine release in Drosophila larvae. ACS Chemical Neuroscience. 5 (8), 666-673 (2014).
  22. Bass, C. E., et al. Optogenetic control of striatal dopamine release in rats. Journal of Neurochemistry. 114 (5), 1344-1352 (2010).
  23. Stamford, J. A. Fast cyclic voltammetry: measuring transmitter release in “real time”. Journal of Neuroscience Methods. 34 (1-3), 67-72 (1990).
  24. Brodnik, Z. D., Ferris, M. J., Jones, S. R., España, R. A. Reinforcing doses of intravenous cocaine produce only modest dopamine uptake inhibition. ACS Chemical Neuroscience. 8 (2), 281-289 (2017).
  25. Brodnik, Z. D., España, R. A. Dopamine uptake dynamics are preserved under isoflurane anesthesia. Neuroscience Letters. 606, 129-134 (2015).
  26. Ferris, M. J., Calipari, E. S., Yorgason, J. T., Jones, S. R. Examining the complex regulation and drug-induced plasticity of dopamine release and uptake using voltammetry in brain slices. ACS Chemical Neuroscience. 4 (5), 693-703 (2013).
  27. Siciliano, C. A., Calipari, E. S., Ferris, M. J., Jones, S. R. Biphasic mechanisms of amphetamine action at the dopamine terminal. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 34 (16), 5575-5582 (2014).
  28. Rice, M. E., et al. Direct monitoring of dopamine and 5-HT release in substantia nigra and ventral tegmental area in vitro. Experimental Brain Research. 100 (3), 395-406 (1994).
  29. Bunin, M. A., Prioleau, C., Mailman, R. B., Wightman, R. M. Release and uptake rates of 5-hydroxytryptamine in the dorsal raphe and substantia nigra reticulata of the rat brain. Journal of Neurochemistry. 70 (3), 1077-1087 (1998).
  30. Park, J., Takmakov, P., Wightman, R. M. In vivo comparison of norepinephrine and dopamine release in rat brain by simultaneous measurements with fast-scan cyclic voltammetry. Journal of Neurochemistry. 119 (5), 932-944 (2011).
  31. Park, J., Bhimani, R. V., Bass, C. E. In vivo electrochemical measurements of norepinephrine in the brain: current status and remaining challenges. Journal of the Electrochemical Society. 165 (12), 3051-3056 (2018).
  32. Butcher, S. P., Fairbrother, I. S., Kelly, J. S., Arbuthnott, G. W. Amphetamine-induced dopamine release in the rat striatum: an in vivo microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 50 (2), 346-355 (1988).
  33. Garcia-Olivares, J., et al. Inhibition of dopamine transporter activity by G protein βγ subunits. PLoS One. 8 (3), 1-9 (2013).
  34. Carneiro, A. M. D., Blakely, R. D. Serotonin-, protein kinase C-, and Hic-5-associated redistribution of the platelet serotonin transporter. Journal of Biological Chemistry. 281 (34), 24769-24780 (2006).
  35. Rajamanickam, J., et al. Akt-mediated regulation of antidepressant-sensitive serotonin transporter function, cell-surface expression and phosphorylation. The Biochemical Journal. 468 (1), 177-190 (2015).
  36. Egaña, L. A., et al. Physical and functional interaction between the dopamine transporter and the synaptic vesicle protein synaptogyrin-3. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 29 (14), 4592-4604 (2009).
  37. Guptaroy, B., Fraser, R., Desai, A., Zhang, M., Gnegy, M. E. Site-directed mutations near transmembrane domain 1 alter conformation and function of norepinephrine and dopamine transporters. Molecular Pharmacology. 79 (3), 520-532 (2011).
  38. Ordway, G. A., et al. Norepinephrine transporter function and desipramine: Residual drug effects versus short-term regulation. Journal of Neuroscience Methods. 143 (2), 217-225 (2005).
  39. Steinkellner, T., et al. Amphetamine action at the cocaine- and antidepressant-sensitive serotonin transporter is modulated by CaMKII. Journal of Neuroscience. 35 (21), 8258-8271 (2015).
  40. Guptaroy, B., et al. A juxtamembrane mutation in the N terminus of the dopamine transporter induces preference for an inward-facing conformation. Molecular Pharmacology. 75 (3), 514-524 (2009).
  41. Carpenter, C., et al. Direct and systemic administration of a CNS-permeant tamoxifen analog reduces amphetamine-induced dopamine release and reinforcing effects. Neuropsychopharmacology. 42 (10), 1940-1949 (2017).
  42. Aquino-Miranda, G., Escamilla-Sánchez, J., González-Pantoja, R., Bueno-Nava, A., Arias-Montaño, J. -. A. Histamine H3 receptor activation inhibits dopamine synthesis but not release or uptake in rat nucleus accumbens. Neuropharmacology. 106, 91-101 (2016).
  43. Reddy, I. A., et al. Glucagon-like peptide 1 receptor activation regulates cocaine actions and dopamine homeostasis in the lateral septum by decreasing arachidonic acid levels. Translational Psychiatry. 6 (5), 809 (2016).
  44. Koutzoumis, D. N., et al. Alterations of the gut microbiota with antibiotics protects dopamine neuron loss and improve motor deficits in a pharmacological rodent model of Parkinson’s disease. Experimental Neurology. 325, 113159 (2020).
  45. Herdon, H., Strupish, J., Nahorski, S. R. Differences between the release of radiolabelled and endogenous dopamine from superfused rat brain slices: Effects of depolarizing stimuli, amphetamine and synthesis inhibition. Brain Research. 348 (2), 309-320 (1985).
  46. Thongsaard, W., Kendall, D. A., Bennett, G. W., Marsden, C. A. A simple method for measuring dopamine release from rat brain slices. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 37 (3), 143-148 (1997).
  47. Dorris, D. M., Hauser, C. A., Minnehan, C. E., Meitzen, J. An aerator for brain slice experiments in individual cell culture plate wells. Journal of Neuroscience Methods. 238, 1-10 (2014).
  48. Humpel, C. Organotypic brain slice cultures: a review. Neurosciences. 305, 86-98 (2015).
  49. Papouin, T., Haydon, P. Obtaining acute brain slices. BIO-PROTOCOL. 8 (2), 477-491 (2018).
  50. Collingridge, G. L. The brain slice preparation: a tribute to the pioneer Henry McIlwain. Journal of Neuroscience Methods. 59 (1), 5-9 (1995).
  51. Yamamoto, C., McIlwain, H. Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro. Journal of Neurochemistry. 13 (12), 1333-1343 (1966).
  52. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 4-10 (2014).
  53. Kako, H., Fukumoto, S., Kobayashi, Y., Yokogoshi, H. Effects of direct exposure of green odour components on dopamine release from rat brain striatal slices and PC12 cells. Brain Research Bulletin. 75 (5), 706-712 (2008).
  54. McBride, W. J., Murphy, J. M., Lumeng, L., Li, T. -. K. Effects of ethanol on monoamine and amino acid release from cerebral cortical slices of the alcohol-preferring P line of rats. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 10 (2), 205-208 (1986).
  55. Chen, J. C., Turiak, G., Galler, J., Volicer, L. Effect of prenatal malnutrition on release of monoamines from hippocampal slices. Life Sciences. 57 (16), 1467-1475 (1995).
  56. Becker, J. B., Castañeda, E., Robinson, T. E., Beer, M. E. A simple in vitro technique to measure the release of endogenous dopamine and dihydroxyphenylacetic acid from striatal tissue using high performance liquid chromatography with electrochemical detection. Journal of Neuroscience Methods. 11 (1), 19-28 (1984).
  57. Paxinos, G., Watson, C. . The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).
  58. Dailey, J. W., Reith, M. E. A., Steidley, K. R., Milbrandt, J. C., Jobe, P. C. Carbamazepine-induced release of serotonin from rat hippocampus in vitro. Epilepsia. 39 (10), 1054-1063 (1998).
  59. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 5309 (2014).
  60. Mewes, A., Franke, H., Singer, D. Organotypic brain slice cultures of adult transgenic P301S mice-A model for tauopathy studies. PLoS One. 7 (9), (2012).
  61. Rönicke, R., et al. AB mediated diminution of MTT reduction – An artefact of single cell culture. PLoS One. 3 (9), (2008).
  62. Ihalainen, J. A., Riekkinen, P., Feenstra, M. G. P. Comparison of dopamine and noradrenaline release in mouse prefrontal cortex, striatum and hippocampus using microdialysis. Neuroscience Letters. 277 (2), 71-74 (1999).
  63. Richards, D. A., Obrenovitch, T. P., Symon, L., Curzon, G. Extracellular dopamine and serotonin in the rat striatum during transient ischaemia of different severities: a microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 60 (1), 128-136 (1993).
  64. Fog, J. U., et al. Calmodulin kinase II interacts with the dopamine transporter C terminus to regulate amphetamine-induced reverse transport. Neuron. 51 (4), 417-429 (2006).
  65. Balázsa, T., Bíró, J., Gullai, N., Ledent, C., Sperlágh, B. CB1-cannabinoid receptors are involved in the modulation of non-synaptic [3H]serotonin release from the rat hippocampus. Neurochemistry International. 52 (1), 95-102 (2008).
  66. Schechter, L. E. The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 282 (1), 262-270 (1997).
  67. Boudanova, E., Navaroli, D. M., Stevens, Z., Melikian, H. E. Dopamine transporter endocytic determinants: carboxy terminal residues critical for basal and PKC-stimulated internalization. Molecular and Cellular Neuroscience. 39 (2), 211-217 (2008).
  68. Bowyer, J. F., et al. Interactions of MK-801 with glutamate-, glutamine- and methamphetamine-evoked release of [3H]dopamine from striatal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 257 (1), 262-270 (1991).
  69. Perszyk, R. E., et al. GluN2D-containing N-methyl-D-aspartate receptors mediate synaptic transmission in hippocampal interneurons and regulate interneuron activity. Molecular Pharmacology. 90 (6), 689-702 (2016).
  70. Jones, S. R., et al. Profound neuronal plasticity in response to inactivation of the dopamine transporter. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (7), 4029-4034 (1998).
  71. Jedema, H. P., Narendran, R., Bradberry, C. W. Amphetamine-induced release of dopamine in primate prefrontal cortex and striatum: striking differences in magnitude and timecourse. Journal of Neurochemistry. 130, 490-497 (2014).
  72. Buchmayer, F., et al. Amphetamine actions at the serotonin transporter rely on the availability of phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (28), 11642-11647 (2013).
check_url/fr/62127?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Pino, J. A., Awadallah, N., Norris, A. M., Torres, G. E. A Plate-Based Assay for the Measurement of Endogenous Monoamine Release in Acute Brain Slices. J. Vis. Exp. (174), e62127, doi:10.3791/62127 (2021).

View Video