Un grand modèle animal pour les lésions rénales aiguës par occlusion bilatérale temporaire de l’artère rénale
Summary
Cette étude présente un grand modèle animal fortement reproductible des dommages rénaux d’ischémie-ré-perfusion dans les porcs utilisant l’occlusion bilatérale percutanée provisoire de ballon-cathéter des artères rénales pendant la minute 60 et la ré-perfusion pendant 24 h.
Abstract
Les lésions rénales aiguës (IRA) sont associées à un risque plus élevé de morbidité et de mortalité postopératoires. Les dommages d’ischémie-ré-perfusion (IRI) sont la cause la plus commune d’AKI. Pour imiter ce scénario clinique, cette étude présente un grand modèle animal hautement reproductible d’IRI rénal chez les porcs utilisant l’occlusion bilatérale percutanée temporaire de ballon-cathéter des artères rénales. Les artères rénales sont occlues pendant la minute 60 en introduisant les ballon-cathéters par l’artère fémorale et carotide et en les avançant dans la partie proximale des artères. Le contraste iodé est injecté dans l’aorte pour évaluer toute opacification des vaisseaux rénaux et confirmer le succès de l’occlusion artérielle. Ceci est encore confirmé par l’aplatissement de la forme d’onde d’impulsion à l’extrémité des cathéters de ballonnet. Les ballonnets sont dégonflés et enlevés après la minute 60 de l’occlusion bilatérale d’artère rénale, et on permet aux animaux pour récupérer pendant 24 h. À la fin de l’étude, la créatinine plasmatique et l’azote uréique dans le sang augmentent considérablement, tandis que le DFGe et la production d’urine diminuent considérablement. Le besoin de contraste iodé est minime et n’affecte pas la fonction rénale. L’occlusion bilatérale d’artère rénale imite mieux le scénario clinique du hypoperfusion rénal perioperative, et l’approche percutanée réduit au minimum l’impact de la réponse inflammatoire et du risque d’infection vus avec une approche ouverte, telle qu’une laparotomie. La capacité de créer et de reproduire ce modèle porcin cliniquement pertinent facilite l’application clinique aux humains.
Introduction
Les lésions rénales aiguës (IRA) sont une affection couramment diagnostiquée chez les patients chirurgicaux associés à une morbidité et une mortalité significatives1,2. Les données disponibles montrent que l’IRA peut affecter même la moitié de tous les patients hospitalisés dans le monde et conduit à un taux de mortalité de 50% chez les patients de l’unité de soins intensifs1,3. Malgré sa forte prévalence, la thérapie actuelle d’AKI reste limitée aux stratégies préventives, telles que la gestion fluide et la dialyse. Par conséquent, il y a un intérêt continu pour l’exploration des thérapies alternatives pour AKI4,5,6.
L’IRA est typiquement classée en pré-rénale, intrinsèque, et post-rénale basée sur son étiologie4,5,6. La majorité des patients chirurgicaux atteints d’IRA sont associés à des causes pré-rénales dues à une hypovolémie, entraînant une lésion d’ischémie-ré-perfusion (IRI) des reins2. Médicalement, la production d’urine diminue, et les niveaux de créatinine augmentent en raison de la fonction rénale diminuée. Le rein est un organe à taux métabolique élevé et sensible à l’ischémie. Un grand modèle animal hautement reproductible d’IRI rénal est nécessaire pour obtenir une meilleure compréhension de la physiopathologie de l’IRA et de ses approches thérapeutiques potentielles5.
Pour imiter le scénario clinique du hypoperfusion de rein peri-operatively, un modèle d’occlusion bilatérale d’artère rénale est jugé approprié. Les modèles précédemment décrits impliquant une occlusion unilatérale de l’artère rénale avec ou sans résection du rein controlatéral ne fournissent pas une applicabilité clinique suffisante7,8. Bien que ces modèles soient suffisants pour causer l’IRA, ils ne ressemblent pas à des scénarios cliniques réels, ni en termes de type ni de durée de blessure.
Le but de ce document est de présenter un modèle porcin d’occlusion temporaire bilatérale percutanée des artères rénales par l’occlusion de ballon-cathéter sous l’angiographie. L’occlusion bilatérale de l’artère rénale imite le scénario clinique de l’hypoperfusion rénale, suivie du retrait ultérieur du ballonnet pour la ré-perfusion9,10. Les étapes techniques sont décrites, y compris le cathétérisme, le guidage du cathéter, l’angiographie et la surveillance hémodynamique. Cette méthode tient compte non seulement d’une occlusion fortement commandée et réplicable des artères rénales, mais l’approche percutanée minimise l’impact de la réponse inflammatoire en limitant la quantité d’insulte au corps comparée à une approche ouverte.
Protocol
Representative Results
Discussion
L’IRA est un trouble clinique courant affectant jusqu’à 50% des patients adultes hospitalisés dans le monde6,12. Un modèle animal cliniquement pertinent est nécessaire pour étudier plus avant la pathophysiologie de la maladie et des cibles thérapeutiques potentielles. Bien qu’il existe plusieurs modèles murins reproduisant l’IRA, ceux-ci n’imitent pas complètement leurs scénarios cliniques respectifs et l’anatomie du rein humain. Cette étude…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous tenons à remercier le Dr Arthur Nedder pour son aide et ses conseils. Ce travail a été soutenu par le Prix de l’innovation du président Richard A. et Susan F. Smith, Michael B. Klein and Family, la Sidman Family Foundation, la Michael B. Rukin Charitable Foundation, le Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund et le Boston Investment Council.
Materials
| 0.9% sodium chloride injection, usp, 100 ml viaflex plastic container | Baxter | 2B1302 | For animal hydration |
| Agent contrast 100.0ml injection media btl ioversal 74% | CARDINAL HEALTH | 133311 | For visualizing the vasculature |
| Bard Bardia Closed System Urinary Drainage Bag | BARD Inc | 802001 | For urine collection |
| BD Vacutainer K2 EDTA | BD | 367841 | For blood sample storage |
| BD Vacutainer Lithium Heparin | BD | 366667 | For blood sample storage |
| Betadine | Henry Schein | 6906950 | For skin disinfection |
| Bookwalker retractor | Codman | For skin retraction | |
| Bupivacaine 0.25% | Hospira | Administer at incision site for analgesia | |
| Buprenorphine SR | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4 | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 7523-21 | For identification of the renal arteries |
| Cuffed endotracheal tube | Emdamed | To establish a secure airway for the duration of the operation | |
| EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI | For oxygen saturation monitoring | |
| Encore 26 inflator | BOSTON SCIENTIFIC | 710113 | For inflating the balloon catheters |
| Ethanol 95% (Ethyl alcohol) | Henry Schein | For skin disinfection | |
| Fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Gold silicone coated Foley | TELEFLEX MEDICAL INC | 180730160 | For urine collection |
| Heparin sodium | LEO Pharma A/S | Dose: 200 IU/kg IV | |
| i33 ultrasound machine | Phillips | Use ultrasonographic guidance for femoral catherization if necessary | |
| Inqwire diagnostic guide wire – 0.035" (0.89 mm) – 260 cm (102") – 1.5 mm j-tip | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 6609-33 | For guiding the balloon catheters to the renal arteries |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology | Inc SC-360097 | For fluid administration |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 21283620 | Dose: 3%, INH |
| Metzenbaum blunt curved 14.5 cm – 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | For tissue dissection and cutting |
| Neonatal disposable transducer kit with 30ml/hr flush device and double 4-way stopcocks for continuous monitoring | Argon Medical | 041588505A | For pressure measurement |
| Powerflex pro PTA dilatation catheter 6 x 20 mm – shaft length (135cm) | CARDINAL HEALTH | 4400602X | For occlusion of the renal arteries |
| Pressure monitoring lines mll/mll – 12" clear, mll/mll | Smiths Medical | B1571/MX571 | For pressure measurement |
| Procedure pack | Molnlycke Health Care | 97027809 | Surgical drape, gauze pads, syringes, beaker etc |
| Protamine | Henry Schein | 1044148 | For heparin reversal |
| Scalpel blade – size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | For the skin incisions |
| Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl | Peoplesoft | 1550 | For connecting tubings |
| Straight lateral retractor | Codman | For skin retraction | |
| Suture perma hnd 18in 2-0 braid silk blk | CARDINAL HEALTH 1 | A185H | For suturing incision site and securing catheters |
| Syringe contrast injection 10ml fixed male luer red | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | MSS111-R | To administer the contrast agent |
| Syringe medical 60ml ll plst strl ltx free disp | CARDINAL HEALTH 1 | BF309653 | For urine collection and flushing of the angiocath |
| Tilzolan (tiletamine/zolazepam) | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 07-893-1467 | Dose: 4-6 mg/kg, IM |
| Xylazine | Putney, INC | Dose: 1.1-2.2 mg/kg, IM |
References
- Ali Pour, P., Kenney, M. C., Kheradvar, A. Bioenergetics consequences of mitochondrial transplantation in cardiomyocytes. Journal of the American Heart Association. 9 (7), 014501 (2020).
- Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: The Preclinical Model. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 14 (2011).
- Amdisen, C., et al. Testing Danegaptide effects on kidney function after ischemia/reperfusion injury in a new porcine two week model. PLoS ONE. 11 (10), 1-13 (2016).
- Bhargava, P., Schnellmann, R. G. Mitochondrial energetics in the kidney. Nature Reviews Nephrology. 13 (10), 629-646 (2017).
- Bonventre, J. V., Weinberg, J. M. Recent advances in the pathophysiology of ischemic acute renal failure. Journal of the American Society of Nephrology. 14 (8), 2199-2210 (2003).
- Case, J., Khan, S., Khalid, R., Khan, A. Epidemiology of Acute Kidney Injury in the Intensive Care Unit. Critical Care Research and Practice. 2013, 9 (2013).
- Jabbari, H., et al. Mitochondrial transplantation ameliorates ischemia/reperfusion-induced kidney injury in rat. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Molecular Basis of Disease. 1866 (8), 165809 (2020).
- Malagrino, P. A., et al. Catheter-based induction of renal ischemia/reperfusion in swine: Description of an experimental model. Physiological Reports. 2 (9), 1-13 (2014).
- Freeman, R. V., et al. Nephropathy requiring dialysis after percutaneous coronary intervention and the critical role of an adjusted contrast dose. American Journal of Cardiology. 90 (10), 1068-1073 (2002).
- Gasthuys, E., et al. Postnatal maturation of the glomerular filtration rate in conventional growing piglets as potential juvenile animal model for preclinical pharmaceutical research. Frontiers in Pharmacology. 8 (431), 1-7 (2017).
- Doulamis, I. P., et al. Mitochondrial transplantation by intra-arterial injection for acute kidney injury. American Journal of Physiology – Renal Physiology. 319 (3), 403-413 (2020).
- Rewa, O., Bagshaw, S. M. Acute kidney injury-epidemiology, outcomes and economics. Nature Reviews Nephrology. 10 (4), 193-207 (2014).
- Grossini, E., et al. Levosimendan Protection against Kidney Ischemia/Reperfusion Injuries in Anesthetized Pigs. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (2), 376-388 (2012).
- Laskey, W. K., et al. Volume-to-creatinine clearance ratio. A pharmacokinetically based risk factor for prediction of early creatinine increase after percutaneous coronary intervention. Journal of the American College of Cardiology. 50 (7), 584-590 (2007).
