Summary

Colorazione immunofluorescente per la visualizzazione delle proteine associate all'eterocromatina nelle ghiandole salivari della Drosophila

Published: August 21, 2021
doi:

Summary

Questo protocollo mira a visualizzare gli aggregati di eterocromatina nelle cellule di politene di Drosophila.

Abstract

La visualizzazione degli aggregati di eterocromatina mediante immunosocienza può essere impegnativa. Molti componenti mammiferi della cromatina sono conservati in Drosophila melanogaster. Pertanto, è un modello eccellente per studiare la formazione e la manutenzione dell’eterocromatina. Le cellule politenizzate, come quelle che si trovano nelle ghiandole salivari di larve di terzo instar D. melanogaster, forniscono uno strumento eccellente per osservare la cromatina amplificata quasi mille volte e hanno permesso ai ricercatori di studiare i cambiamenti nella distribuzione dell’eterocromatina nel nucleo. Sebbene l’osservazione dei componenti dell’eterocromatina possa essere effettuata direttamente nei preparati cromosomici di politene, la localizzazione di alcune proteine può essere alterata dalla gravità del trattamento. Pertanto, la visualizzazione diretta dell’eterocromatina nelle cellule completa questo tipo di studio. In questo protocollo, descriviamo le tecniche di immunostaining utilizzate per questo tessuto, l’uso di anticorpi fluorescenti secondari e la microscopia confocale per osservare questi aggregati di eterocromatina con maggiore precisione e dettaglio.

Introduction

Fin dai primi studi di Emil Heitz1,l’eterocromatina è stata considerata un importante regolatore dei processi cellulari come l’espressione genica, la separazione meiotica e mitotica dei cromosomi e il mantenimento della stabilità delgenoma 2,3,4.

L’eterocromatina è principalmente divisa in due tipi: l’eterocromatina costitutiva che definisce tipicamente sequenze ripetitive e gli elementi trasponibili presenti in specifici siti cromosomici come i telomeri e i centromeri. Questo tipo di eterocromatina è definito principalmente epigeneticamente da specifici segni istonosi come la di o trimetilazione della lisina 9 dell’istone H3 (H3K9me3) e il legame della proteina eterocromatina 1a (HP1a)5,6. D’altra parte, l’eterocromatina facultativa si localizza attraverso le braccia del cromosoma e consiste principalmente di geni silenziati per losviluppo 7,8. L’immunosottenizione di blocchi di eterocromatina nelle cellule metafase, o l’osservazione di aggregati di eterocromatina nelle cellule interfase, ha svelato molta luce nella comprensione della formazione e della funzione delle regioni eterocromomatiche9.

L’uso della Drosophila come sistema modello ha permesso lo sviluppo di strumenti essenziali per studiare l’eterocromatina senza l’uso della microscopia elettronica10. Dalla descrizione della variegatione dell’effetto posizione e dalla scoperta di proteine associate all’eterocromatina, come HP1a, e modifiche post-trasdutazionali istone, molti gruppi hanno sviluppato diverse tecniche immunoistochimiche che consentono la visualizzazione di queste regioni eterocromomatiche10,11.

Queste tecniche si basano sull’uso di anticorpi specifici che riconoscono proteine associate all’eterocromatina o segni istonali. Per ogni tipo di cellula e anticorpo, le condizioni di fissazione e permeabilizzazione devono essere determinate empiricamente. Inoltre, le condizioni possono variare se vengono utilizzati ulteriori processi meccanici come le tecniche di squashing. In questo protocollo, descriviamo l’uso delle ghiandole salivari della Drosophila per studiare i focolai eterocromatici. Le ghiandole salivari hanno cellule politenizzate che contengono più di 1.000 copie del genoma, fornendo così una visione amplificata della maggior parte delle caratteristiche della cromatina, ad eccezione del DNA satellitare e di alcune regioni eterocromatiche che sono sotto replicate. Tuttavia, le regioni dell’eterocromatina sono facilmente visualizzabili nei preparati cromosomici del politene, ma le tecniche di schiacciamento possono talvolta interrompere i complessi caratteristici legati alla cromatina o l’architettura della cromatina. Pertanto, l’immunolocalizzazione delle proteine in tutto il tessuto della ghiandola salivare può superare questi effetti indesiderati. Abbiamo utilizzato questo protocollo per rilevare diverse proteine legate alla cromatina, e abbiamo dimostrato che questo protocollo combinato con le scorte mutanti di Drosophila può essere utilizzato per studiare l’interruzione dell’eterocromatina12.

Protocol

1. Terza cultura delle larve instar Preparare 1 litro di mezzi standard aggiungendo 100 g di lievito, 100 g di zucchero di canna intero non raffinato, 16 g di agar, 10 mL di acido propionico e 14 g di gelatina. Sciogliere tutti gli ingredienti tranne il lievito in 800 mL di acqua del rubinetto e quindi sciogliere il lievito. Autoclave immediatamente per 30 minuti. Successivamente, lasciare raffreddare il supporto a 60 °C e aggiungere acido propionico a una concentrazione finale dello 0,01%. Lasciare ri…

Representative Results

I risultati rappresentativi dell’immunoso immunosocienza HP1a nelle ghiandole salivari della Drosophila sono riportati nella figura 1. Un risultato positivo è quello di osservare un punto focale (figura 1a) (aggregato eterocromatico o condensa). Un risultato negativo è nessun segnale o segnale disperso. A volte si può osservare un doppio segnale, cioè con un doppio punto (Figura 1c), ma di solito si verifica in quantit?…

Discussion

La funzione cellulare degli organismi eucarioti può definire la struttura 3D all’interno del nucleo, che è supportata da interazioni tra diverse proteine con cromatina e varie molecole tra cui l’RNA. Negli ultimi tre anni, i condensati biologici che hanno avuto rilevanza, compresa l’eterocromatina, hanno assunto un ruolo fondamentale nella determinazione della separazione di fase promuovendo la distinta organizzazione spaziale nucleare della cromatina attiva e repressiva 16,<sup class…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo Marco Antonio Rosales Vega e Abel Segura per aver scattato alcune delle immagini confocali, Carmen Muñoz per la preparazione dei media e il Dr. Arturo Pimentel, M.C. Andrés Saralegui e il Dr. Chris Wood della LMNA per consigli sull’uso dei microscopi.

Materials

1.5 mL microcentrifuge tubes Axygen MCT-150-C 11351904 brand not critical
16% formaldehyde Thermo Scientific 28908
AF1 Citifluor Ted pella 19470 25 mL
BSA, Molecular Biology Grade Roche 10735078001 brand not critical
Complete, protease inhibitors Ultra EDTA-free
protease inhibitors
Merck 5892953001
Coverslip Corning CLS285022-200EA 22×22, brand not critical
DTT Sigma d9779 brand not critical
EDTA Sigma E5134 brand not critical
EGTA brand not critical
Glass slide Gold seal 3011 brand not critical
H3BO3 Baker 0084-01 brand not critical
H3K9me3 Abcam 8889
HP1a Hybridoma Bank C1A9 Product Form Concentrate 0.1 mL
KCl Baker 3040-01 brand not critical
Methanol Baker 9070-03 brand not critical
NaCl Sigma 71376 brand not critical
NaOH brand not critical
PIPES brand not critical
Rotator Thermo Scientific 13-687-12Q  Labquake Tube Shaker
Thermo Mixer C Eppendorf 13527550 SmartBlock 1.5 mL
Tris Milipore 648311 brand not critical
Triton X-100 Sigma T8787 100 mL, brand not critical
β-mercaptoethanol Bio-Rad 1610710 25 mL, brand not critical

References

  1. Berger, F. Emil Heitz, a true epigenetics pioneer. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 20 (10), 572 (2019).
  2. Irick, H. A new function for heterochromatin. Chromosoma. 103 (1), 1-3 (1994).
  3. Kasinathan, B., et al. Innovation of heterochromatin functions drives rapid evolution of essential ZAD-ZNF genes in Drosophila. Elife. , 1-31 (2020).
  4. Lifschytz, E., Hareven, D. Heterochromatin markers: Arrangement of obligatory heterochromatin, histone genes and multisite gene families in the interphase nucleus of D. melanogaster. Chromosoma. 86 (4), 443-455 (1982).
  5. Eissenberg, J. C., Elgin, S. C. R. HP1a: A structural chromosomal protein regulating transcription. Trends in Genetics. 30 (3), 103-110 (2014).
  6. Lee, Y. C. G., et al. Pericentromeric heterochromatin is hierarchically organized and spatially contacts H3K9me2 islands in euchromatin. PLoS Genetics. 16 (3), 1-27 (2020).
  7. Koryakov, D. E., et al. The SUUR protein is involved in binding of SU (VAR)3-9 and methylation of H3K9 and H3K27 in chromosomes of Drosophila melanogaster. Chromosome Research. 19 (2), 235-249 (2011).
  8. Cao, R., et al. Role of Histone H3 Lysine 27 Methylation in Polycomb-Group Silencing. Science. 298 (5595), 1039 (2002).
  9. Hines, K. A., et al. Domains of heterochromatin protein 1 required for Drosophila melanogaster heterochromatin spreading. Génétique. 182 (4), 967-977 (2009).
  10. Elgin, S. C. R., Reuter, G. Position-effect variegation, heterochromatin formation, and gene silencing in Drosophila. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 5 (8), 1-26 (2013).
  11. Eissenberg, J. C., Elgin, S. C. R. HP1a: A structural chromosomal protein regulating transcription. Trends in Genetics. 30 (3), 103-110 (2014).
  12. Meyer-Nava, S., Torres, A., Zurita, M., Valadez-graham, V. Molecular effects of dADD1 misexpression in chromatin organization and transcription. BMC Molecular and Cell Biology. 2, 1-17 (2020).
  13. Tennessen, J. M., Thummel, C. S. Coordinating growth and maturation – Insights from drosophila. Current Biology. 21 (18), 750-757 (2011).
  14. Cai, W., Jin, Y., Girton, J., Johansen, J., Johansen, K. M. Preparation of drosophila polytene chromosome squashes for antibody labeling. Journal of Visualized Experiments. (36), 1-4 (2010).
  15. Bainbridge, S. P., Bownes, M. Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 66 (1967), 57-80 (1981).
  16. Larson, A. G., et al. Liquid droplet formation by HP1α suggests a role for phase separation in heterochromatin. Nature. 547 (7662), 236-240 (2017).
  17. Larson, A. G., Narlikar, G. J. The Role of Phase Separation in Heterochromatin Formation, Function, and Regulation. Biochimie. 57 (17), 2540-2548 (2018).
  18. Keenen, M. M., Larson, A. G., Narlikar, G. J. Visualization and Quantitation of Phase-Separated Droplet Formation by Human HP1α. Methods in Enzymology. , (2018).
  19. Lu, B. Y., Emtage, P. C., Duyf, B. J., Hilliker, a. J., Eissenberg, J. C. Heterochromatin protein 1 is required for the normal expression of two heterochromatin genes in Drosophila. Génétique. 155 (2), 699-708 (2000).
  20. Marsano, R. M., Giordano, E., Messina, G., Dimitri, P. A New Portrait of Constitutive Heterochromatin: Lessons from Drosophila melanogaster. Trends in Genetics. , (2019).
  21. Strom, A. R., et al. Phase separation drives heterochromatin domain formation. Nature. 547 (7662), 241-245 (2017).
  22. Sanulli, S., et al. HP1 reshapes nucleosome core to promote phase separation of heterochromatin. Nature. 575 (7782), 390-394 (2019).
  23. Dialynas, G., Delabaere, L., Chiolo, I. Arp2/3 and Unc45 maintain heterochromatin stability in Drosophila polytene chromosomes. Experimental Biology and Medicine. 244 (15), 1362-1371 (2019).
  24. Kolesnikova, T. D., et al. Induced decondensation of heterochromatin in drosophila melanogaster polytene chromosomes under condition of ectopic expression of the supressor of underreplication gene. Fly. 5 (3), 181-190 (2011).
  25. Bettinger, J. C., Lee, K., Rougvie, A. E. Stage-specific accumulation of the terminal differentiation factor LIN-29 during Caenorhabditis elegans development. Development. 122 (8), 2517-2527 (1996).
  26. Messina, G., et al. Yeti, an essential Drosophila melanogaster gene, encodes a protein required for chromatin organization. Journal of Cell Science. 127 (11), 2577-2588 (2014).
  27. Aguilar-Fuentes, J., et al. p8/TTDA overexpression enhances UV-irradiation resistance and suppresses TFIIH mutations in a Drosophila trichothiodystrophy model. PLOS Genetics. 4 (11), 1-9 (2008).
  28. Reynaud, E., Lomeli, H., Vazquez, M., Zurita, M. The Drosophila melanogaster Homologue of the Xeroderma Pigmentosum D Gene Product Is Located in Euchromatic Regions and Has a Dynamic Response to UV Light-induced Lesions in Polytene Chromosomes. Molecular Biology of the Cell. 10 (4), 1191-1203 (1999).
  29. Farkaš, R., Mechler, B. M. The timing of Drosophila salivary gland apoptosis displays an I (2)gl-dose response. Cell Death & Differentiation. 7 (1), 89-101 (2000).
  30. Zhang, P., Spradling, A. C. The Drosophila salivary gland chromocenter contains highly polytenized subdomains of mitotic heterochromatin. Génétique. 139 (2), 659-670 (1995).
  31. Stormo, B. M., Fox, D. T. Polyteny: still a giant player in chromosome research. Chromosome Research. 25 (3-4), 201-214 (2017).
check_url/fr/62408?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Meyer-Nava, S., Zurita, M., Valadez-Graham, V. Immunofluorescent Staining for Visualization of Heterochromatin Associated Proteins in Drosophila Salivary Glands. J. Vis. Exp. (174), e62408, doi:10.3791/62408 (2021).

View Video