تجميع نماذج محاكاة الخلايا المدعومة والموقوفة ثنائية الطبقات لدراسة التفاعلات الجزيئية
Summary
يصف هذا البروتوكول تكوين خلايا تحاكي الحويصلات أحادية الدهون والدهون المتعددة، والبيلايات الدهنية المدعومة، والبيلايات الدهنية المعلقة. يمكن تكييف هذه النماذج في المختبر لدمج مجموعة متنوعة من أنواع الدهون ويمكن استخدامها للتحقيق في مختلف التفاعلات جزيء والجزيئات الكبيرة.
Abstract
أغشية الخلايا النموذجية هي أداة فحص مفيدة مع تطبيقات تتراوح بين اكتشاف الأدوية المبكرة ودراسات السمية. غشاء الخلية هو حاجز وقائي حاسم لجميع أنواع الخلايا ، وفصل المكونات الخلوية الداخلية عن البيئة خارج الخلية. وتتكون هذه الأغشية إلى حد كبير من طبقة ثنائية الدهون، والتي تحتوي على مجموعات الرأس المائية الخارجية ومجموعات الذيل الكاره للماء الداخلية، جنبا إلى جنب مع مختلف البروتينات والكوليسترول. يلعب تكوين وبنية الدهون نفسها دورا حاسما في تنظيم الوظيفة البيولوجية ، بما في ذلك التفاعلات بين الخلايا والبيئة الدقيقة الخلوية ، والتي قد تحتوي على المستحضرات الصيدلانية والسموم البيولوجية والمواد السامة البيئية. في هذه الدراسة، يتم وصف طرق لصياغة أحادي الدهون ومتعددة الدهون المدعومة والموقوفة الخلية تحاكي الطبقات ثنائية الدهون. في السابق ، تم تطوير طبقات ثنائية الدهون أحادية الدهون (PC) وكذلك ثنائيات الدهون المستوحاة من المشيمة متعددة الدهون المستوحاة من الدهون لاستخدامها في فهم التفاعلات الجزيئية. هنا، سيتم تقديم طرق لتحقيق كلا النوعين من نماذج ثنائية الطبقات. بالنسبة للخلايا التي تحاكي الطبقات الثنائية متعددة الدهون ، يتم تحديد تكوين الدهون المطلوب أولا عن طريق استخراج الدهون من الخلايا الأولية أو خطوط الخلايا تليها قياس الطيف الكتلي الكروماتوغرافي السائل (LC-MS). باستخدام هذا التكوين ، يتم تصنيع الحويصلات الدهنية باستخدام طريقة ترطيب وبث رقيقة وتتميز قطرها الهيدروديناميكي وإمكانات زيتا. ويمكن بعد ذلك تشكيل طبقات ثنائية الدهون المدعومة والموقوفة باستخدام ميكروبالانس الكريستال الكوارتز مع رصد التبدد (QCM-D) وعلى غشاء مسامي للاستخدام في مقايسة نفاذية الغشاء الاصطناعي الموازي (PAMPA) على التوالي. النتائج التمثيلية تسليط الضوء على استنساخ وبراعة في غشاء الخلية المختبرية نماذج ثنائي الطبقة الدهون. يمكن أن تساعد الأساليب المقدمة في التقييم السريع والسهل لآليات التفاعل ، مثل النفاذ ، الامتزاز ، وتضمين جزيئات والجزيئات الكلية المختلفة مع غشاء الخلية ، مما يساعد في فحص المرشحين للأدوية والتنبؤ بالسمية الخلوية المحتملة.
Introduction
غشاء الخلية، وتتألف أساسا من الفوسفوليبيدات والكوليسترول والبروتينات، هو عنصر حاسم في جميع الخلايا الحية1. مع تنظيم مدفوعة amphiphilicity الدهون، غشاء الخلية يعمل كحاجز وقائي وينظم كيفية تفاعل الخلية مع البيئة المحيطة بها2. تعتمد العديد من العمليات الخلوية على تكوين الدهون والبروتين للغشاء1،2. على سبيل المثال ، تعد تفاعلات غشاء الخلية مهمة لتسليم الدواء الفعال3. يمكن أن تؤثر المستحضرات الصيدلانية والبيولوجية والمواد النانوية والسموم البيولوجية والمواد السامة البيئية على سلامة غشاء الخلية ، مما يؤثر على الوظيفة الخلوية4. بناء الخلايا المختبرية تحاكي نماذج الأغشية على أساس تكوين الدهون من أغشية الخلايا لديه القدرة على توفير أدوات سهلة لتعزيز كبير في دراسة التأثير المحتمل لهذه المواد على الخلايا.
وتشمل طبقة ثنائية الدهون النموذجية الحويصلات الدهنية، والبيدات ثنائية الدهون المدعومة، والبيدات ثنائية الدهون المعلقة. ثنائيات الدهون المدعومة هي نموذج لغشاء الخلية الفوسفولبيد شائع الاستخدام في تطبيقات التكنولوجيا الحيوية حيث تمزق الحويصلات الدهنية على مادة ركيزة معتمدة5،6،7،8،9. تقنية واحدة شائعة تستخدم لرصد تشكيل ثنائي الطبقات هو الكوارتز الكريستال microbalance مع رصد تبديد (QCM-D)، الذي يدرس الامتزاز من الحويصلات بالمقارنة مع الخصائص السائلة السائبة في الموقع8،10،11،12،13،14 . سابقا, وقد استخدمت QCM-D لإثبات أنه في ظل ظروف التدفق, مرة واحدة في الحويصلات الحرجة تغطية فوسفاتيديلكولين (PC) يتحقق الحويصلات الدهنية على السطح, أنها تمزق تلقائيا إلى طبقات الدهون جامدة15. وقد حققت العمل السابق أيضا دعم تشكيل ثنائي الطبقة الدهون مع التراكيب الدهنية متفاوتة16, دمج البروتينات الدهنية17,18,19, واستخدام وسائد البوليمر 20 , تسفر عن ثنائيات الدهون المدعومة قادرة على محاكاة جوانب مختلفة منوظيفة غشاءالخلية.
وقد استخدمت ثنائيات الدهون لمحاكاة الحواجز البيولوجية المختلفة من مستويات شبه الخلوية إلى الجهاز بما في ذلك الميتوشوندريون، خلايا الدم الحمراء، وأغشية خلايا الكبد عن طريق تغيير الفوسفوليبيد والكوليسترول ومكونات الجليكوليبيد21. قد تتطلب هذه الحويصلات متعددة الدهون الأكثر تعقيدا طرقا إضافية لتحقيق تمزق الحويصلات ، اعتمادا على تكوين الدهون. على سبيل المثال، استخدمت الدراسات السابقة الببتيد α-helical (AH) المستمدة من البروتين غير الهيكلي لفيروس التهاب الكبد C 5A للحث على تشكيل طبقة ثنائية عن طريق زعزعة استقرار الحويصلات الدهنية الممتزة22،23. باستخدام هذا الببتيد AH، وقد شكلت سابقا ثنائيات الدهون المدعومة تحاكي خلايا المشيمة24. وقد أظهرت إمكانات كبيرة من bilayers الدهون المدعومة للتطبيقات الطبية الحيوية مع التحقيقات التي تمتد الجزيئية والجسيمات النانوية النقل25،26، التفاعلات البيئية السامة27، تجميع البروتين وظيفة17،18،19، ترتيب الببتيد وإدراج28،29، فحص المخدرات30، ومنصات microfluidic31.
وقد استخدمت ثنائيات الدهون المعلقة لدراسات الفحص الصيدلاني عن طريق فحص نفاذية الغشاء الاصطناعي الموازي (PAMPA) حيث يتم تعليق طبقة ثنائية الدهون عبر إدراج مسعورمسامية 32،33،34،35. وقد وضعت نماذج الدهون PAMPA لواجهات بيولوجية مختلفة بما في ذلك الدم الدماغ, buccal, الأمعاء, وواجهات عبر الجلد36. من خلال الجمع بين كل من ثنائي الطبقة الدهون المعتمدة وتقنيات PAMPA، يمكن دراسة الامتزاز، نفاذية، وتضمين المركبات داخل مكونات الدهون من الأنسجة المطلوبة أو نوع الخلية بدقة.
يصف هذا البروتوكول تصنيع وتطبيق نماذج ثنائية الطبقة الدهنية في غشاء الخلية المختبرية للتحقيق في العديد من التفاعلات الجزيئية. إعداد كل من أحادي الدهون ومتعددة الدهون أيد وعلقت ثنائيات الدهون مفصلة. لتشكيل طبقة ثنائية الدهون المدعومة ، يتم تطوير الحويصلات الدهنية لأول مرة باستخدام طرق الترطيب والقذف الرقيقة تليها التوصيف الفيزيائي الكيميائي. يتم مناقشة تشكيل ثنائي الدهون معتمد باستخدام مراقبة QCM-D وتصنيع الأغشية الدهنية المعلقة للاستخدام في PAMPA. وأخيرا، يتم فحص الحويصلات متعددة الدهون لتطوير أغشية محاكاة الخلايا الأكثر تعقيدا. باستخدام كلا النوعين من الأغشية الدهنية المصنعة ، يوضح هذا البروتوكول كيف يمكن استخدام هذه الأداة لدراسة التفاعلات الجزيئية. وعموما، فإن هذه التقنية يبني الخلية تحاكي ثنائيات الدهون مع استنساخ عالية وبراعة.
Protocol
Representative Results
Discussion
يسمح هذا البروتوكول بتشكيل الحويصلات الدهنية ، والبيلايات الدهنية المدعومة ، والبيلايات الدهنية المعلقة. هنا، يتم تقديم خطوات هامة لتشكيل كل من هذه الهياكل. عند تشكيل الحويصلات الدهنية ، من المهم أن تبرز فوق درجة حرارة الانتقال من الدهون39. عندما تحت درجة حرارة الانتقال ، تكو…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تستند هذه المادة إلى العمل الذي تدعمه المؤسسة الوطنية للعلوم بموجب المنحة رقم 1942418 الممنوحة ل A.S. وزمالة أبحاث الدراسات العليا التي تمنحها المؤسسة الوطنية للعلوم إلى C.M.B.H. بموجب المنحة رقم 1644760. أي آراء أو نتائج أو استنتاجات أو توصيات يتم التعبير عنها في هذه المواد هي آراء المؤلفين ولا تعكس بالضرورة وجهات نظر المؤسسة الوطنية للعلوم. يشكر المؤلفون الدكتور نويل فيرا غونزاليس على اكتساب بيانات توصيف الحويكل الدهني. يشكر المؤلفون البروفيسور روبرت هيرت (جامعة براون) على استخدام زيتايزر. يشكر المؤلفون مرفق قياس الطيف الكتلي في جامعة براون، وعلى وجه الخصوص، الدكتور تون لي شين للمساعدة في تحديد تركيبة الدهون كميا.
Materials
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine (POPC, 16:0-18:1 PC) | Avanti Polar Lipids | 850457 | |
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-L-serine (sodium salt) (POPS, 16:0-18:1 PS) | Avanti Polar Lipids | 840034 | |
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (16:0-18:1 PE) | Avanti Polar Lipids | 850757 | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-2-phospho-L-serine (DOPS, 18:1 PS) | Avanti Polar Lipids | 840035 | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC, 18:1 (Δ9-Cis) PC) | Avanti Polar Lipids | 850375 | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE, 18:1 (Δ9-Cis) PE) | Avanti Polar Lipids | 850725 | |
| 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-ethylphosphocholine (chloride salt) (18:0 EPC (Cl Salt)) | Avanti Polar Lipids | 890703 | |
| 3 mL Luer-Loc syringes | BD | 309657 | |
| 40 mL sample vial, amber with polytetrafluoroethylene (PTFE)/rubber liner | Duran Wheaton Kimble | W224605 | |
| Acetonitrile | Sigma-Aldrich | 271004 | |
| Alconox | Fisher Scientific | 50-821-781 | |
| Ammonium formate | Millipore Sigma | LSAC70221 | |
| C18, 3.5 um x 50 mm column, SunFire | Waters | 186002551 | |
| Chloroform | Millipore Sigma | LSAC288306 | |
| Cuvette UV Micro LCH 8.5 mm, 50 um, RPK | Sarstedt | 67.758.001 | |
| Di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP) | Millipore Sigma | 36735 | |
| Dimethyl sulfoxide (DMSO) | Millipore Sigma | LSAC472301 | |
| Ethanol | Pharmco | 111000200 | |
| Filter supports, 10 mm | Avanti Polar Lipids | 610014 | Size for mini extruder |
| Folded capillary zeta cell | Malvern Panalytical | DTS1070 | |
| Isopropanol | Sigma-Aldrich | 190764-4L | |
| Kimwipes | Kimberly Clark | 34256 | |
| L-α-phosphatidylinositol (soy) (Soy PI) | Avanti Polar Lipids | 840044 | |
| L-α-phosphitidylcholine (Egg, Chicken) | Avanti Polar Lipids | 840051 | |
| LiposoFast ® LF-50 | Avestin, Inc. | ||
| Methanol | Sigma-Aldrich | 179337 – 4L | |
| Mini-extruder set with holder/heating block | Avanti Polar Lipids | 610000 | |
| MultiScreen-IP Filter Plate, 0.45 µm, clear, sterile | Millipore Sigma | MAIPS4510 | for PAMPA studies |
| Nitrogen gas, ultrapure | TechAir | NI T5.0 | |
| Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 19 mm, 0.1 um | Whatman | 800309 | Size for mini extruder |
| Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 25 mm, 0.1 um | Whatman | 110605 | Size for large extruder |
| Parafilm | Bemis | PM999 | |
| Phosphate buffer saline (PBS), 10x | Genesee Scienfitic | 25-507X | Dilute to 1x |
| Qsoft 401 software | Biolin Scientific | ||
| Quartz Crystal Microbalance with Dissipation Q-Sense Analyzer | Biolin Scientific | ||
| Scintillation vials, borosilicate glass vials, 20 mL | Duran Wheaton Kimble | 986561 | |
| Silicon Dioxide, thin QSensors | Biolin Scientific | QSX 303 | |
| Sodium chloride (NaCl) | Millipore Sigma | LSACS5886 | |
| Sodium dodecyl sulfate (SDS) | Fisher Scientific | BP166-100 | |
| Solvent Safe pipette tips | Sigma-Aldrich | S8064 | |
| Sphingomyelin (Egg, Chicken) | Avanti Polar Lipids | 860061 | |
| Trizma base | Millipore Sigma | LSACT1503 | |
| Trypsin-ethylenediaminetretaacetic acid | Caisson Labs | TRL01-6X100ML | |
| Whatman drain disc, 25 mm | Whatman | 230600 | Size for large extruder |
| Zetasizer ZS90 | Malvern Panalytical | ||
| Zetasizer 7.01 software | Malvern Panalytical |
References
- Lucio, M., Lima, J. L. F. C., Reis, S. Drug-Membrane Interactions: Significance for Medicinal Chemistry. Current Medicinal Chemistry. 17 (17), 1795-1809 (2010).
- Mayne, C. G., et al. The cellular membrane as a mediator for small molecule interaction with membrane proteins. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1858 (10), 2290-2304 (2016).
- Bunea, A. I., Harloff-Helleberg, S., Taboryski, R., Nielsen, H. M. Membrane interactions in drug delivery: Model cell membranes and orthogonal techniques. Advances in Colloid and Interface Science. 281, 102177 (2020).
- Peetla, C., Stine, A., Labhasetwar, V. Biophysical interactions with model lipid membranes: Applications in drug discovery and drug delivery. Molecular Pharmaceutics. 6 (5), 1264-1276 (2009).
- Richter, R., Mukhopadhyay, A., Brisson, A. Pathways of Lipid Vesicle Deposition on Solid Surfaces: A Combined QCM-D and AFM Study. Biophysical Journal. 85 (5), 3035-3047 (2003).
- Lind, T. K., Cárdenas, M., Wacklin, H. P. Formation of supported lipid bilayers by vesicle fusion: Effect of deposition temperature. Langmuir. 30 (25), 7259-7263 (2014).
- Mingeot-Leclercq, M. -. P., Deleu, M., Brasseur, R., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy of supported lipid bilayers. Nature protocols. 3 (10), 1654-1659 (2008).
- Richter, R. P., Bérat, R., Brisson, A. R. Formation of solid-supported lipid bilayers: an integrated view. Langmuir the ACS journal of surfaces and colloids. 22 (8), 3497-3505 (2006).
- Chan, Y. -. H. M., Boxer, S. G. Model membrane systems and their applications. Current Opinion in Chemical Biology. 11 (6), 581-587 (2007).
- Edvardsson, M., Svedhem, S., Wang, G., Richter, R., Rodahl, M., Kasemo, B. QCM-D and reflectometry instrument: applications to supported lipid structures and their biomolecular interactions. Analytical chemistry. 81 (1), 349-361 (2009).
- Rodahl, M., et al. Simultaneous frequency and dissipation factor QCM measurements of biomolecular adsorption and cell adhesion. Faraday Discussions. 107, 229-246 (1997).
- Keller, C. A., Glasmästar, K., Zhdanov, V. P., Kasemo, B. Formation of Supported Membranes from Vesicles. Physical Review Letters. 84 (23), 5443-5446 (2000).
- Keller, C. A., Kasemo, B. Surface specific kinetics of lipid vesicle adsorption measured with a quartz crystal microbalance. Biophysical journal. 75 (3), 1397-1402 (1998).
- Cho, N. -. J., Frank, C. W., Kasemo, B., Höök, F. Quartz crystal microbalance with dissipation monitoring of supported lipid bilayers on various substrates. Nature protocols. 5 (6), 1096-1106 (2010).
- Bailey, C. M., Tripathi, A., Shukla, A. Effects of Flow and Bulk Vesicle Concentration on Supported Lipid Bilayer Formation. Langmuir. 33 (43), 11986-11997 (2017).
- van Meer, G., Voelker, D. R., Feigenson, G. W. Membrane lipids: where they are and how they behave. Nature reviews. Molecular cell biology. 9 (2), 112-124 (2008).
- Rossi, C., Chopineau, J. Biomimetic tethered lipid membranes designed for membrane-protein interaction studies. European Biophysics Journal. 36 (8), 955-965 (2007).
- Hatty, C. R., et al. Investigating the interactions of the 18 kDa translocator protein and its ligand PK11195 in planar lipid bilayers. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1838 (3), 1019-1030 (2014).
- Min, Y., Kristiansen, K., Boggs, J. M., Husted, C., Zasadzinski, J. a., Israelachvili, J. Interaction forces and adhesion of supported myelin lipid bilayers modulated by myelin basic protein. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (9), 3154-3159 (2009).
- Heath, G. R., et al. Layer-by-layer assembly of supported lipid bilayer poly-l-lysine multilayers. Biomacromolecules. 17 (1), 324-335 (2016).
- Alberts, B., Lewis, J. The Lipid Bilayer. Molecular Biology of the Cell. , 6-11 (2013).
- Cho, N. J., Wang, G., Edvardsson, M., Glenn, J. S., Hook, F., Frank, C. W. Alpha-helical peptide-induced vesicle rupture revealing new insight into the vesicle fusion process as monitored in situ by quartz crystal microbalance-dissipation and reflectometry. Analytical Chemistry. 81 (12), 4752-4761 (2009).
- Hardy, G. J., Nayak, R., Munir Alam, S., Shapter, J. G., Heinrich, F., Zauscher, S. Biomimetic supported lipid bilayers with high cholesterol content formed by α-helical peptide-induced vesicle fusion. Journal of Materials Chemistry. 22 (37), 19506-19513 (2012).
- Bailey-Hytholt, C. M., Shen, T. L., Nie, B., Tripathi, A., Shukla, A. Placental Trophoblast-Inspired Lipid Bilayers for Cell-Free Investigation of Molecular Interactions. ACS Applied Materials and Interfaces. 12 (28), 31099-31111 (2020).
- Domenech, O., Francius, G., Tulkens, P. M., Van Bambeke, F., Dufrêne, Y., Mingeot-Leclercq, M. -. P. Interactions of oritavancin, a new lipoglycopeptide derived from vancomycin, with phospholipid bilayers: Effect on membrane permeability and nanoscale lipid membrane organization. Biochimica et biophysica acta. 1788 (9), 1832-1840 (2009).
- Bailey, C. M., Kamaloo, E., Waterman, K. L., Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. a. Size dependence of gold nanoparticle interactions with a supported lipid bilayer: A QCM-D study. Biophysical Chemistry. 203-204, 51-61 (2015).
- Bailey-Hytholt, C. M., Puranik, T., Tripathi, A., Shukla, A. Investigating interactions of phthalate environmental toxicants with lipid structures. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 190, 110923 (2020).
- Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. A. Antimicrobial peptide alamethicin insertion into lipid bilayer: a QCM-D exploration. Colloids and surfaces. B, Biointerfaces. 116, 472-481 (2014).
- Lozeau, L. D., Rolle, M. W., Camesano, T. A. A QCM-D study of the concentration- and time-dependent interactions of human LL37 with model mammalian lipid bilayers. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 167 (1), 229-238 (2018).
- Kongsuphol, P., Fang, K. B., Ding, Z. Lipid bilayer technologies in ion channel recordings and their potential in drug screening assay. Sensors and Actuators B: Chemical. 185, 530-542 (2013).
- Ren, X., et al. Design, fabrication, and characterization of archaeal tetraether free-standing planar membranes in a PDMS-and PCB-based fluidic platform. ACS Applied Materials & Interfaces. 6 (15), 12618-12628 (2014).
- Seo, P. R., Teksin, Z. S., Kao, J. P. Y., Polli, J. E. Lipid composition effect on permeability across PAMPA. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 29 (3-4), 259-268 (2006).
- Avdeef, A. The rise of PAMPA. Expert Opinion on Drug Metabolism & Toxicology. 1 (2), 325-342 (2005).
- Avdeef, A., Artursson, P., Neuhoff, S., Lazorova, L., Gråsjö, J., Tavelin, S. Caco-2 permeability of weakly basic drugs predicted with the Double-Sink PAMPA method. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 24 (4), 333-349 (2005).
- Campbell, S. D., Regina, K. J., Kharasch, E. D. Significance of Lipid Composition in a Blood-Brain Barrier-Mimetic PAMPA Assay. Journal of Biomolecular Screening. 19 (3), 437-444 (2014).
- Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
- Schmidt, D., Lynch, J. Evaluation of the reproducibility of Parallel Artificial Membrane Permation Assays (PAMPA). EMD Millipore Corporation. , (2020).
- Bligh, E. G., Dyer, W. J. A Rapid Method of Total Lipid Extraction and Purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 37 (8), 911-917 (1959).
- Nayar, R., Hope, M. J., Cullis, P. R. Generation of large unilamellar vesicles from long-chain saturated phosphatidylcholines by extrusion technique. BBA – Biomembranes. 986 (2), 200-206 (1989).
- Lind, T. K., Skida, M. W. A., Cárdenas, M. Formation and Characterization of Supported Lipid Bilayers Composed of Phosphatidylethanolamine and Phosphatidylglycerol by Vesicle Fusion, a Simple but Relevant Model for Bacterial Membranes. ACS Omega. 4 (6), 10687-10694 (2019).
- Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
- Bermejo, M., et al. PAMPA-a drug absorption in vitro model: 7. Comparing rat in situ, Caco-2, and PAMPA permeability of fluoroquinolones. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 21 (4), 429-441 (2004).
- Kerns, E. H., Di, L., Petusky, S., Farris, M., Ley, R., Jupp, P. Application of parallel artificial membrane permeability assay and Caco-2 permeability. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (6), 1440-1453 (2004).
- Masungi, C., et al. Parallel artificial membrane permeability assay (PAMPA) combined with a 10-day multiscreen Caco-2 cell culture as a tool for assessing new drug candidates. Pharmazie. 63 (3), 194-199 (2008).
- Vera-González, N., et al. Anidulafungin liposome nanoparticles exhibit antifungal activity against planktonic and biofilm Candida albicans. Journal of Biomedical Materials Research – Part A. 108 (11), 2263-2276 (2020).
- Barenholz, Y., Gibbes, D., Litman, B. J., Goll, J., Thompson, T. E., Carlson, F. D. A simple method for the preparation of homogeneous phospholipid vesicles. Biochimie. 16 (1), 2806-2810 (1977).
- El Kirat, K., Morandat, S., Dufrêne, Y. F. Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1798 (4), 750-765 (2010).
- Tawa, K., Morigaki, K. Substrate-supported phospholipid membranes studied by surface plasmon resonance and surface plasmon fluorescence spectroscopy. Biophysical Journal. 89 (4), 2750-2758 (2005).
- Koenig, B. W., et al. Neutron Reflectivity and Atomic Force Microscopy Studies of a Lipid Bilayer in Water Adsorbed to the Surface of a Silicon Single Crystal. Langmuir. 12 (5), 1343-1350 (1996).
- Lind, T. K., Cárdenas, M. Understanding the formation of supported lipid bilayers via vesicle fusion-A case that exemplifies the need for the complementary method approach (Review). Biointerphases. 11 (2), 020801 (2016).
- Castellana, E. T., Cremer, P. S. Solid supported lipid bilayers: From biophysical studies to sensor design. Surface Science Reports. 61 (10), 429-444 (2006).
- Isaksson, S., et al. Protein-Containing Lipid Bilayers Intercalated with Size-Matched Mesoporous Silica Thin Films. Nano Letters. 17 (1), 476-485 (2017).
