JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Recherche en cancérologie

Inyección en la vena porta de organoides de cáncer colorrectal para estudiar la metástasis hepática del estroma

Published: September 03, 2021
doi:
10.3791/62630
, , , , , , , , , , , , , , , ,
1Adelaide Medical School,University of Adelaide, 2South Australian Health and Medical Research Institute (SAHMRI), 3Department of Pathology,Nagoya University Graduate School of Medicine, 4Division of Molecular Pathology, Center for Neurological Disease and Cancer,Nagoya University Graduate School of Medicine, 5Department of Gastroenterology, Graduate School of Medicine,The University of Tokyo, 6Translational and Clinical Research Institute,Newcastle University, 7International Center for Cell and Gene Therapy,Fujita Health University

Summary

La inyección de organoides de cáncer colorrectal (CCR) en la vena porta genera metástasis hepáticas ricas en estroma. Este modelo de ratón de metástasis hepática del CCR representa una herramienta útil para estudiar las interacciones tumor-estroma y desarrollar nuevas terapias dirigidas al estroma, como las terapias génicas mediadas por virus adenoasociadas.

Abstract

La metástasis hepática del cáncer colorrectal (CCR) es una de las principales causas de muerte relacionada con el cáncer. Los fibroblastos asociados al cáncer (CAF), un componente importante del microambiente tumoral, desempeñan un papel crucial en la progresión metastásica del CCR y predicen el mal pronóstico del paciente. Sin embargo, hay una falta de modelos de ratón satisfactorios para estudiar la diafonía entre las células cancerosas metastásicas y los CAF. Aquí, presentamos un método para investigar cómo la progresión de la metástasis hepática está regulada por el nicho metastásico y posiblemente podría ser restringida por la terapia dirigida por el estroma. La inyección en la vena porta de organoides del CCR generó una reacción desmoplástica, que recapituló fielmente la histología rica en fibroblastos de las metástasis hepáticas del CCR humano. Este modelo fue específico del tejido con una mayor carga tumoral en el hígado en comparación con un modelo de inyección intraesplénica, lo que simplificó los análisis de supervivencia del ratón. Al inyectar organoides tumorales que expresan luciferasa, la cinética de crecimiento tumoral podría ser monitoreada por imágenes in vivo . Además, este modelo preclínico proporciona una plataforma útil para evaluar la eficacia de las terapias dirigidas al mesénquima tumoral. Se describen métodos para examinar si la administración mediada por virus adenoasociado de un gen estromal inhibidor del tumor a los hepatocitos podría remodelar el microambiente tumoral y mejorar la supervivencia del ratón. Este enfoque permite el desarrollo y la evaluación de nuevas estrategias terapéuticas para inhibir la metástasis hepática del CCR.

Introduction

El cáncer colorrectal (CCR) es una de las principales causas de mortalidad por cáncer en todo el mundo1. Más de la mitad de los pacientes con CCR desarrollan metástasis hepática que se produce a través de la diseminación de la venaporta 1. Actualmente, no existen terapias efectivas que puedan curar la metástasis hepática avanzada, y la mayoría de los pacientes sucumben a la enfermedad metastásica.

El nicho metastásico o microambiente tumoral desempeña un papel clave en el injerto y crecimiento de células ccroscópicas diseminadas2. Los fibroblastos asociados al cáncer (CAF), un componente prominente del microambiente tumoral, promueven o restringen la progresión del cáncer a través de la secreción de factores de crecimiento, la remodelación de la matriz extracelular (ECM) y la modulación de los paisajes inmunes y la angiogénesis 3,4,5. Los CAF también confieren resistencia a las quimioterapias e inmunoterapias3. Además, los CAF regulan el inicio y la progresión de la metástasis hepática del CCR y predicen el pronóstico en pacientes con CCR 3,6,7,8. Por lo tanto, los factores relacionados con CAF podrían ser explotados para el desarrollo de estrategias terapéuticas para inhibir la metástasis hepática del CCR. Sin embargo, la falta de modelos de ratón satisfactorios para estudiar el estroma tumoral metastásico ha sido un obstáculo importante para el desarrollo de terapias dirigidas al estroma.

Actualmente, los modelos animales para estudiar la metástasis hepática del CCR incluyen modelos primarios de CCR que desarrollan espontáneamente metástasis hepáticas y modelos de trasplante de células cancerosas en el hígado. Los modelos primarios de ratón CRC, como los modelos de ratón modificados genéticamente y la inyección colónica de células cancerosas, rara vez muestran metástasis en el hígado 9,10,11,12. Además, incluso si se observa una metástasis hepática, estos modelos muestran una latencia larga desde la inducción del tumor primario hasta la metástasis, y potencialmente mueren de carga tumoral primaria12. Para generar de manera eficiente metástasis hepáticas de CCR, las células de CCR cultivadas se trasplantan al hígado utilizando tres enfoques de inyección: inyección intraesplénica, inyección intraparenquimatosa directa en el hígado e inyección de vena porta. Las células cancerosas inyectadas intraesplenicalmente se diseminan a la vena esplénica, la vena porta y, en última instancia, al hígado13,14. Sin embargo, la inyección intraesplénica arroja una menor proporción de toma tumoral en comparación con otros modelos de trasplante15,16. Con la inyección intraesplénica, se realiza la extirpación quirúrgica del bazo para evitar el crecimiento de cáncer en el bazo, lo que puede comprometer potencialmente la maduración de las células inmunes17. Además, la inyección intraesplénica también puede provocar un crecimiento tumoral no intencionado en el bazo y la cavidad abdominal18, lo que complica los análisis de metástasis hepáticas. La inyección intraparenquimatosa directa en el hígado induce eficientemente la metástasis hepática 16,19,20. Sin embargo, este enfoque no recapitula completamente un paso biológico de la metástasis hepática que ocurre naturalmente a través de la diseminación de la vena porta. Mediante la inyección directa en el hígado, la entrada de células cancerosas en una circulación no portal, pero sistémica también puede dar lugar a múltiples metástasis pulmonares grandes16. Aunque la mayoría de los pacientes con metástasis hepática del CCR muestran múltiples nódulos tumorales en el hígado21, la inyección directa en un lóbulo hepático específico genera una sola masa tumoral19,20. La inyección de vena porta o la inyección de vena mesentérica, aunque técnicamente desafiante, permite la entrega eficiente de células tumorales en el hígado de una manera que recapitula los patrones de crecimiento observados en pacientes17. Esta estrategia puede minimizar la posibilidad de metástasis en el sitio secundario y permite un rápido crecimiento de las células cancerosas en el hígado, simplificando los análisis de supervivencia del ratón.

Históricamente, las líneas celulares de cáncer colorrectal como mc-38 de ratón, HT-29 humana y SW-620 se utilizaron para generar modelos de ratón de metástasis hepática22,23. Sin embargo, estas líneas celulares de cáncer colorrectal no inducen una reacción estromal desmoplástica. El bajo contenido estromal en los tumores dificulta la investigación de las funciones biológicas de los fibroblastos asociados al cáncer. Los avances recientes en los organoides del CCR y su trasplante han ofrecido plataformas útiles para evaluar las funciones vitales del estroma en la progresión del cáncer24. El trasplante hepático de organoides del CCR genera un microambiente tumoral rico en fibroblastos y ha proporcionado nuevos conocimientos sobre la investigación del estroma 6,25. Actualmente, la inyección de organoides en la vena portal o mesentérica se ha convertido en un enfoque estándar de oro para generar metástasis hepáticas de CCR 6,25,26,27,28. Sin embargo, hasta donde sabemos, ningún artículo anterior ha descrito métodos detallados para la inyección de tumores colorrectales en la vena porta. Aquí, presentamos una metodología para usar la inyección en la vena porta de organoides del CCR para desarrollar una nueva terapia dirigida por el estroma mediada por el virus adenoasociado (AAV).

Los hepatocitos son un componente importante del microambiente tumoral metastásico en el hígado y desempeñan un papel crítico en la progresión del cáncer metastásico29. Inspirados por el éxito de los enfoques de terapia génica AAV para inducir la expresión de proteínas en hepatocitos en pacientes no neoplásicos 30,31, investigamos un enfoque similar pero dirigido a modificar el microambiente tumoral hepático en CRC25. Como tal, también describimos aquí la inyección de la vena de la cola de AAV8 para inducir la expresión de proteínas antitumorales para modificar el microambiente tumoral hepático. El serotipo AAV8, designado por la elección de la proteína de la cápside viral durante la producción del virus, conduce a una alta eficiencia de transducción específicamente de los hepatocitos (es decir, la expresión génica dirigida en el microambiente tumoral hepático)32. Anteriormente hemos demostrado que Islr (superfamilia de inmunoglobulinas que contiene repetición rica en leucina) es un gen específico de CAF que induce la señalización de la proteína morfogenética ósea (BMP), reduce el crecimiento tumoroide del CCR y promueve la diferenciación de células madre intestinales Lgr5+ 25. Probamos si la sobreexpresión mediada por AAV8 del gen del estroma que restringe el cáncer, Islr, en hepatocitos podría atenuar la progresión de la metástasis hepática mediante la inyección en la vena porta de tumoroides del CCR en ratones tratados con AAV8-Islr.

En este artículo, primero describimos el procedimiento de inyección de la vena de la cola del AAV trópico hepático. Luego, describimos un método para la preparación de células tumoroides y la inyección de vena porta en los ratones tratados con AAV. Finalmente, presentamos enfoques para monitorear la progresión del tumor metastásico para evaluar la eficacia de la terapéutica dirigida por el estroma.

Protocol

Todos los procedimientos con animales en este artículo fueron revisados y aprobados por el Comité de Ética Animal del Instituto de Salud e Investigación Médica de Australia del Sur (número de aprobación, SAM322). 1. Inyección en la vena de la cola del virus adenoasociado NOTA: El virus adenoasociado (AAV) debe manejarse como un riesgo biológico bajo las pautas de Nivel 1 de Bioseguridad. Consulte el protocolo publicado para la preparación, purificación y ti…

Representative Results

Para inducir la sobreexpresión mediada por AAV de un gen del estroma que restringe el tumor, Islr 4,25,43,44, en hepatocitos, inyectamos por vía intravenosa AAV8 que codifica Islr. 1.0 x 1011 genomas virales (vg) de AAV8-Islr, o como control, AAV8-mRuby2, se inyectaron en la vena de la cola del ratón adulto (Figura 1A</stron…

Discussion

En este estudio, hemos demostrado que la inyección en la vena porta de organoides del CCR de ratón genera de forma reproducible metástasis hepáticas ricas en fibroblastos que imitan las características histológicas de las metástasis hepáticas del CCR humano. Además, cuando se combina con terapias dirigidas por el estroma, como la terapia génica mediada por AAV8, este modelo preclínico sirve como una herramienta útil para evaluar los efectos terapéuticos sobre la supervivencia del ratón y el crecimiento tumo…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este estudio fue apoyado por subvenciones del Consejo Nacional de Salud e Investigación Médica (APP1156391 a D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 a D.L.W., APP1140236 a S.L.W., APP1099283 a D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project en nombre de sus donantes y el Gobierno del Estado de Australia del Sur a través del Departamento de Salud (MCF0418 a S.L.W., D.L.W.); una subvención para la investigación científica (B) (20H03467 a M.T.) encargada por el Ministerio de Educación, Cultura, Deportes, Ciencia y Tecnología del Japón; AMED-CREST (Agencia Japonesa de Investigación y Desarrollo Médico, Core Research for Evolutional Science and Technology (19gm0810007h0104 y 19gm1210008s0101 a A.E.); el Proyecto para la Investigación del Cáncer y la Evolución Terapéutica (P-CREATE) de AMED (19cm0106332h0002 a A.E.); Japan Society for the Promotion of Science Overseas Challenge Program for Young Researchers (a H.K.), Takeda Science Foundation Fellowship (a H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (a H.K.), Lions Medical Research Foundation Scholarship (a K.G.).

Agradecemos al Dr. Leszek Lisowski en Vector and Genome Engineering Facility (VGEF), Children’s Medical Research Institute (CMRI) (NSW, AUSTRALIA) por producir vectores AAV recombinantes.

Materials

10% Formalin Sigma HT501128
15 mL centrifuge tube Corning 430791
33-gauge needle TSK LDS-33013 For portal vein injection
4-0 vicryl suture ETHICON J494G
40-µm cell strainer Corning 431750
5 mL Syringe BD 302130 Used to apply saline to the intestine after portal vein injection
50 mL centrifuge tube Corning 430829
50 mL syringe TERUMO SS*50LE Luer lock syringe for perfusion fixation
70% Isopropyl alcohol wipe Briemar 5730
Anaesthesia machine Darvall 9356
αSMA antibody DAKO M0851 Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry
Buprenorphine TROY N/A ilium Temvet Injection, 300 µg/ml Buprenorphine
Cotton buds Johnson & Johnson N/A Johnson's pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.
D-luciferin Biosynth L-8220
Electric shaver Sold by multiple suppliers
Forceps Sold by multiple suppliers
Hamilton syringe HAMILTON 81020 For portal vein injection
Heat box (animal warming chamber) Datesand MK3
Heat lamp Sold by multiple suppliers
Hemostatic sponge Pfizer 09-0891-04-015 Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm
India ink Talens 44727000
Injection syringe and needle BD 326769 For tail vein injection
Islr probe (RNAscope) ACD 450041
Isoflurane Henry Schein 988-3244
IVIS Spectrum In Vivo Imaging System Perkin Elmer 124262
Living Image Software Perkin Elmer 128113
Matrigel Corning 356231
MRI fibrosis tool N/A N/A https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool
Phosphate-buffered saline (PBS) Sigma D8537
RNAscope kit ACD 322300
Rodent restrainer Sold by multiple suppliers
Rosa26-Cas9 mouse The Jackson Laboratory 024858
Saline Pfizer PHA19042010
Scissors Sold by multiple suppliers
Skin staplers Able Scientific AS59028 9 mm wound clips
Stapler applicator Able Scientific AS59026 9 mm wound clip applicator
Stapler remover Able Scientific AS59037 Wound clip remover
Surgical drape Multigate 29-220
Surgical gauze Sentry Medical GS001
Topical anesthesia cream EMLA N/A EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine
TrypLE Express Gibco 12605028 Recombinant cell-dissociation enzyme mix
Y-27632 Tocris 1254
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Zarour, L. R., et al. Colorectal cancer liver metastasis: Evolving paradigms and future directions. Cell and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (2), 163-173 (2017).
  2. Peinado, H., et al. Pre-metastatic niches: organ-specific homes for metastases. Nature Reviews. Cancer. 17 (5), 302-317 (2017).
  3. Kobayashi, H., et al. Cancer-associated fibroblasts in gastrointestinal cancer. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (5), 282-295 (2019).
  4. Mizutani, Y., et al. Meflin-positive cancer-associated fibroblasts inhibit pancreatic carcinogenesis. Recherche en cancérologie. 79 (20), 5367-5381 (2019).
  5. Gieniec, K. A., Butler, L. M., Worthley, D. L., Woods, S. L. Cancer-associated fibroblasts-heroes or villains. British Journal of Cancer. 121 (4), 293-302 (2019).
  6. Tauriello, D. V. F., et al. TGFbeta drives immune evasion in genetically reconstituted colon cancer metastasis. Nature. 554 (7693), 538-543 (2018).
  7. Calon, A., et al. Dependency of colorectal cancer on a TGF-beta-driven program in stromal cells for metastasis initiation. Cancer Cell. 22 (5), 571-584 (2012).
  8. Shen, Y., et al. Reduction of liver metastasis stiffness improves response to cevacizumab in metastatic colorectal cancer. Cancer Cell. 37 (6), 800-817 (2020).
  9. Romano, G., Chagani, S., Kwong, L. N. The path to metastatic mouse models of colorectal cancer. Oncogene. 37 (19), 2481-2489 (2018).
  10. Roper, J., et al. In vivo genome editing and organoid transplantation models of colorectal cancer and metastasis. Nature Biotechnology. 35 (6), 569-576 (2017).
  11. Lannagan, T. R. M., et al. Genetic editing of colonic organoids provides a molecularly distinct and orthotopic preclinical model of serrated carcinogenesis. Gut. 68 (4), 684-692 (2019).
  12. Lannagan, T. R., Jackstadt, R., Leedham, S. J., Sansom, O. J. Advances in colon cancer research: in vitro and animal models. Current Opinion in Genetics & Development. 66, 50-56 (2021).
  13. Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (91), e51677 (2014).
  14. Yazdani, H. O., Tohme, S. Murine model of metastatic liver tumors in the setting of ischemia reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59748 (2019).
  15. Frampas, E., et al. The intraportal injection model for liver metastasis: advantages of associated bioluminescence to assess tumor growth and influences on tumor uptake of radiolabeled anti-carcinoembryonic antigen antibody. Nuclear Medicine Communications. 32 (2), 147-154 (2011).
  16. O’Rourke, K. P., et al. Transplantation of engineered organoids enables rapid generation of metastatic mouse models of colorectal cancer. Nature Biotechnology. 35 (6), 577-582 (2017).
  17. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (118), e54903 (2016).
  18. Lee, W. Y., Hong, H. K., Ham, S. K., Kim, C. I., Cho, Y. B. Comparison of colorectal cancer in differentially established liver metastasis models. Anticancer Research. 34 (7), 3321-3328 (2014).
  19. Kollmar, O., Schilling, M. K., Menger, M. D. Experimental liver metastasis: standards for local cell implantation to study isolated tumor growth in mice. Clinical & Experimental Metastasis. 21 (5), 453-460 (2004).
  20. McVeigh, L. E., et al. Development of orthotopic tumour models using ultrasound-guided intrahepatic injection. Scientific Reports. 9 (1), 9904 (2019).
  21. Engstrand, J., Nilsson, H., Stromberg, C., Jonas, E., Freedman, J. Colorectal cancer liver metastases – a population-based study on incidence, management and survival. BMC Cancer. 18 (1), 78 (2018).
  22. Thalheimer, A., et al. The intraportal injection model: a practical animal model for hepatic metastases and tumor cell dissemination in human colon cancer. BMC Cancer. 9, 29 (2009).
  23. Limani, P., et al. Selective portal vein injection for the design of syngeneic models of liver malignancy. American Journal of Physiology Gastrointestinal and Liver Physiology. 310 (9), 682-688 (2016).
  24. Lau, H. C. H., Kranenburg, O., Xiao, H., Yu, J. Organoid models of gastrointestinal cancers in basic and translational research. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 17 (4), 203-222 (2020).
  25. Kobayashi, H., et al. The balance of stromal BMP signaling mediated by GREM1 and ISLR drives colorectal carcinogenesis. Gastroenterology. 160 (4), 1224-1239 (2021).
  26. Fumagalli, A., et al. Genetic dissection of colorectal cancer progression by orthotopic transplantation of engineered cancer organoids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (12), 2357-2364 (2017).
  27. Fumagalli, A., et al. Plasticity of Lgr5-Negative Cancer Cells Drives Metastasis in Colorectal Cancer. Cell Stem Cell. 26 (4), 569-578 (2020).
  28. de Sousa e Melo, F., et al. A distinct role for Lgr5(+) stem cells in primary and metastatic colon cancer. Nature. 543 (7647), 676-680 (2017).
  29. Lee, J. W., et al. Hepatocytes direct the formation of a pro-metastatic niche in the liver. Nature. 567 (7747), 249-252 (2019).
  30. Dunbar, C. E., et al. Gene therapy comes of age. Science. 359 (6372), 4672 (2018).
  31. George, L. A., et al. Hemophilia B gene therapy with a high-specific-activity factor IX variant. The New England Journal of Medicine. 377 (23), 2215-2227 (2017).
  32. Colella, P., Ronzitti, G., Mingozzi, F. Emerging issues in AAV-mediated in vivo gene therapy. Molecular Therapy. Methods & Clinical Development. 8, 87-104 (2018).
  33. Fripont, S., Marneffe, C., Marino, M., Rincon, M. Y., Holt, M. G. Production, purification, and quality control for adeno-associated virus-based vectors. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e58960 (2019).
  34. Sands, M. S. AAV-mediated liver-directed gene therapy. Methods in Molecular Biology. 807, 141-157 (2011).
  35. O’Rourke, K. P., Ackerman, S., Dow, L. E., Lowe, S. W. Isolation, culture, and maintenance of mouse intestinal stem cells. Bio-protocol. 6 (4), 1733 (2016).
  36. Ellerstrom, C., Strehl, R., Noaksson, K., Hyllner, J., Semb, H. Facilitated expansion of human embryonic stem cells by single-cell enzymatic dissociation. Stem Cells. 25 (7), 1690-1696 (2007).
  37. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  38. Oshima, G., et al. Advanced animal model of colorectal metastasis in liver: Imaging techniques and properties of metastatic clones. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54657 (2016).
  39. Anker, J. F., Mok, H., Naseem, A. F., Thumbikat, P., Abdulkadir, S. A. A bioluminescent and fluorescent orthotopic syngeneic murine model of androgen-dependent and castration-resistant prostate cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (133), e57301 (2018).
  40. Baklaushev, V. P., et al. Luciferase expression allows bioluminescence imaging but imposes limitations on the orthotopic mouse (4T1) model of breast cancer. Scientific Reports. 7 (1), 7715 (2017).
  41. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3564 (2012).
  42. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  43. Hara, A., et al. Roles of the mesenchymal stromal/stem cell marker meflin in cardiac tissue repair and the development of diastolic dysfunction. Circulation Research. 125 (4), 414-430 (2019).
  44. Hara, A., et al. Meflin defines mesenchymal stem cells and/or their early progenitors with multilineage differentiation capacity. Genes to Cells. 26 (7), 495-512 (2021).
  45. Wang, H., et al. RNAscope for in situ detection of transcriptionally active human papillomavirus in head and neck squamous cell carcinoma. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (85), e51426 (2014).
  46. Lattouf, R., et al. Picrosirius red staining: a useful tool to appraise collagen networks in normal and pathological tissues. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 62 (10), 751-758 (2014).
  47. Lugli, A., et al. Recommendations for reporting tumor budding in colorectal cancer based on the International Tumor Budding Consensus Conference (ITBCC) 2016. Modern Pathology. 30 (9), 1299-1311 (2017).
  48. Sangisetty, S. L., Miner, T. J. Malignant ascites: A review of prognostic factors, pathophysiology and therapeutic measures. World Journal of Gastrointest Surgery. 4 (4), 87-95 (2012).
  49. Jung, B., Staudacher, J. J., Beauchamp, D. Transforming growth factor beta superfamily signaling in development of colorectal cancer. Gastroenterology. 152 (1), 36-52 (2017).
  50. Hapach, L. A., Mosier, J. A., Wang, W., Reinhart-King, C. A. Engineered models to parse apart the metastatic cascade. NPJ Precision Oncology. 3, 20 (2019).
  51. Jackstadt, R., et al. Epithelial NOTCH signaling rewires the tumor microenvironment of colorectal cancer to drive poor-prognosis subtypes and metastasis. Cancer Cell. 36 (3), 319-336 (2019).
  52. Lo, Y. -. H., Karlsson, K., Kuo, C. J. Applications of organoids for cancer biology and precision medicine. Nature Cancer. 1 (8), 761-773 (2020).
  53. van de Wetering, M., et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell. 161 (4), 933-945 (2015).
  54. Ben-David, U., et al. Genetic and transcriptional evolution alters cancer cell line drug response. Nature. 560 (7718), 325-330 (2018).
  55. Kattenhorn, L. M., et al. Adeno-associated virus gene therapy for liver disease. Human Gene Therapy. 27 (12), 947-961 (2016).

Tags

Portal VeinColorectal CancerLiver MetastasisTumor StromaOrganoidsTumoroidsCASTumor MicroenvironmentMouse ModelSurgical ProcedureBuprenorphineAnesthesiaIncisionPeritoneum
check_url/fr/62630?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Kobayashi, H., Gieniec, K. A., Ng, J. Q., Goyne, J., Lannagan, T. R. M., Thomas, E. M., Radford, G., Wang, T., Suzuki, N., Ichinose, M., Wright, J. A., Vrbanac, L., Burt, A. D., Takahashi, M., Enomoto, A., Worthley, D. L., Woods, S. L. Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma. J. Vis. Exp. (175), e62630, doi:10.3791/62630 (2021).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image