Summary

3D Bioprinting af Murine Kortikale Astrocytter til Engineering Neural-lignende Væv

Published: July 16, 2021
doi:

Summary

Her rapporterer vi en metode til 3D bioprinting murine kortikale astrocytter til biofabricating neural-lignende væv til at studere funktionaliteten af astrocytter i centralnervesystemet og de mekanismer, der involverer gliaceller i neurologiske sygdomme og behandlinger.

Abstract

Astrocytter er gliaceller med en væsentlig rolle i centralnervesystemet (CNS), herunder neuronal støtte og funktionalitet. Disse celler reagerer også på neurale skader og virker for at beskytte vævet mod degenerative hændelser. In vitro-undersøgelser af astrocytters funktionalitet er vigtige for at belyse de mekanismer, der er involveret i sådanne hændelser, og bidrage til at udvikle behandlinger til behandling af neurologiske lidelser. Denne protokol beskriver en metode til biofabricate en neural-lignende væv struktur rig på astrocytter ved 3D bioprinting astrocytter-laden bioink. En ekstruderingsbaseret 3D-bioprinter blev brugt i dette arbejde, og astrocytter blev udvundet fra C57Bl/6 mus hvalpe hjerne cortices. Bioinken blev fremstillet ved at blande kortikale astrocytter fra op til passage 3 til en biomaterialeopløsning bestående af gelatine, gelatine-methacryloyl (GelMA) og fibrinogen, suppleret med laminin, som præsenterede optimale bioprinting betingelser. 3D-bioprintforholdene minimerede cellestress og bidrog til astrocytternes høje levedygtighed under processen, hvor 74,08% ± 1,33% af cellerne var levedygtige lige efter bioprinting. Efter 1 uges inkubation steg astrocytternes levedygtighed betydeligt til 83,54% ± 3,00%, hvilket indikerer, at 3D-konstruktionen repræsenterer et passende mikromiljø til cellevækst. Den biomateriale sammensætning tilladt celle vedhæftet fil og stimuleret astrocytisk adfærd, med celler, der udtrykker de specifikke astrocytter markør glial fibrillary surt protein (GFAP) og besidder typisk astrocytisk morfologi. Denne reproducerbare protokol giver en værdifuld metode til biofabricate 3D neural-lignende væv rig på astrocytter, der ligner cellernes indfødte mikromiljø, nyttigt for forskere, der har til formål at forstå astrocytter funktionalitet og deres forhold til de mekanismer, der er involveret i neurologiske sygdomme.

Introduction

Astrocytter er den mest rigelige celletype i centralnervesystemet (CNS) og spiller en central rolle i hjernen homøostase. Ud over vedvarende neuronal støtte, astrocytter er ansvarlige for modulerende neurotransmittere optagelse, opretholde blod – hjerne barriere integritet, og regulere neuronal synaptogenese1,2. Astrocytter har også en væsentlig rolle i CNS-inflammation, der reagerer på skader på hjernen i en proces, der fører til astrocitær reaktivitet eller reaktiv astrogliose3,4, danner et glimt ar, der forhindrer sund vævsudposition til degenerative stoffer5. Denne hændelse resulterer i ændringer i astrocytters genekspression, morfologi og funktion6,7. Derfor er undersøgelser, der involverer astrocytter funktionalitet, nyttige til udvikling af behandlinger til behandling af neurologiske lidelser.

In vitro-modeller er afgørende for at studere mekanismer relateret til neurologiske skader, og selvom vellykket isolation og todimensionel (2D) kultur af kortikale astrocytter er blevet etableret8, giver denne model ikke et realistisk miljø, der efterligner indfødte celleadfærd og reproducerer kompleksiteten af hjernen9 . I 2D-tilstand påvirker den dårlige mekaniske og biokemiske støtte, lav cellecelle- og cellematrixinteraktioner og celleudfladning, der fører til fravær af basal-apikal polaritet, cellesignaldynamik og eksperimentelle resultater, der fører til ændret cellemorfologi og genekspression, hvilket kompromitterer reaktionen på behandlinger10. Derfor er det afgørende at udvikle alternativer, der giver et mere realistisk neuralt miljø, der sigter mod at oversætte resultaterne til klinikken.

Tredimensionel (3D) cellekultur repræsenterer en mere avanceret model, der opsummerer med øgede troskabsfunktioner i organer og væv, herunder CNS11. Med hensyn til glialkultur bidrager 3D-modeller til vedligeholdelse af astrocyttermorfologi, celle basal-apikal polaritet og cellesignalering12,13. 3D bioprinting-teknologien opstod som et kraftfuldt værktøj til at biofabricate 3D levende væv på en kontrolleret måde ved at bruge celler og biomaterialer til at genskabe strukturen og egenskaberne af indfødte væv. Brugen af denne teknologi har ført til en betydelig forbedring af resultaterne forudsigelse og har bidraget til regenerativ medicin anvendes til CNS14,15,16.

Protokollen beskrevet her beskriver isolation og kultur kortikale astrocytter. Protokollen beskriver også en reproducerbar metode til bioprint astrocytter indlejret i gelatine / gelatine methacryloyl (GelMA) / fibrinogen, suppleret med laminin. I dette værk blev en ekstruderingsbaseret bioprinter brugt til at udskrive biomaterialesammensætningen, der indeholder kortikale astrocytter med en massefylde på 1 x 106 celler/mL. Bioprinting forskydningsstress blev minimeret ved at kontrollere udskrivningshastigheden, og astrocytter viste høj levedygtighed efter processen. Bioprintede konstruktioner blev kultiveret i 1 uge, og astrocytter var i stand til at sprede, vedhæfte og overleve inden for hydrogelen, opretholde den astrocytiske morfologi og udtrykke en bestemt markør glial fibrillary surt protein (GFAP)4.

Denne procedure er kompatibel med stempeldrevne ekstruderingsbaserede bioprintere og kan bruges til bioprint astrocytter afledt af forskellige kilder. Den 3D bioprintede model, der foreslås her, er velegnet til en bred vifte af neurale tekniske applikationer, såsom undersøgelser af de mekanismer, der er involveret i astrocytterfunktionalitet i sundt væv og forståelse af udviklingen af neurologiske patologier og behandlingsudvikling.

Protocol

Alle procedurer vedrørende dyr fulgte internationale retningslinjer for dyrebrug i forskning (http://www.iclas.org) og blev godkendt af Udvalget for Etik i Forskning i Universidade Federal de São Paulo (CEUA 2019 / 9292090519). 1. Mus hjerne dissektion Overfør 10 mL kold Hanks Buffered Salt Solution (HBSS) til en 100 mm kulturskål og 1 mL til en 1,5 mL microtube. Forbered en mikrotube pr. Dyr.BEMÆRK: Både kulturskålen og mikrotuben skal opbevares på is. Forbered…

Representative Results

Dette arbejde havde til formål at udvikle en neural-lignende væv ved hjælp af 3D bioprinting teknologi til at deponere lag-for-lag primære astrocytter-laden gelatine / GelMA / fibrinogen bioink. Astrocytter blev ekstraheret og isoleret fra hjernebarken hos mus hvalpe (Figur 1), føjet til en biomateriale sammensætning, så biofabrikation af en levende 3D-konstruktion. Det computerstøttede design (CAD) blev udviklet ved hjælp af G-koden (supplerende …

Discussion

3D bioprinting-teknologien har vist sig som et biofabricationalternativ, der gør det muligt at konstruere raffinerede konstruktioner, der strukturelt og fysiologisk ligner indfødte væv22, herunder hjernen23. Biofabrication af neurale-lignende væv giver mulighed for in vitro native mikromiljø modellering, er et vigtigt redskab til at forstå de cellulære og molekylære mekanismer forbundet med udvikling og behandling af mange sygdomme, der påvirker CNS<sup cl…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev støttet af The São Paulo Research Foundation (FAPESP), bevillingsnumrene 2018/23039-3 og 2018/12605-8; Det Nationale Råd for Videnskabelig og Teknologisk Udvikling (CNPq), tilskudsnumre 465656/2014-5 og 309679/2018-4; koordinering til forbedring af personale på de videregående uddannelser (CAPES), finansiel kode 001.

Materials

3D Bioprinter 3D Biotechnology Solutions Extrusion-based bioprinter
Blunt-tip forceps Integra Miltex 6–30 Forceps for brain dissection previously sterilized
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich 9048-46-8 Protease free, fatty acid free, essentially globulin free
CaCl2 Sigma-Aldrich 10043-52-4
Cell culture flask Fisher Scientific 156340 Culture flask T25
Cell strainer Corning Incorporated 352340 Cell strainer 40 µm
Confocal microscope Leica Confocal TCS SP8 microscopy coupled with an Olympus FluoView 300 confocal system
Conical tubes Thermo Scientific 339651, 339652 Sterile tubes of 15 mL and 50 mL
DAPI Abcam ab224589 DAPI staining solution
DMEM/F12 Gibco; Life Technologies Corporation 12500062 DMEM/F-12 50/50, 1X (Dulbecco's Mod. Of Eagle's Medium/Ham's F12 50/50 Mix) with L-glutamine
Dyalisis tubing Sigma-Aldrich D9527 Molecular weight cut-off = 14 kDa
Ethanol Fisher Scientific 64-15-5 Reagent grade
Fetal Bovine Serum Gibco; Life Technologies Corporation 12657011 Research Grade
Fibrinogen Sigma-Aldrich 9001-32-5 Fibrinogen cristalline powder from bovine plasma
Gelatin Sigma-Aldrich 9000-70-8 Gelatin powder from porcine skin
Glycine Sigma-Aldrich 56-40-6 Glycine powder
Hanks Buffered Salt Solution (HBSS) Gibco; Life Technologies Corporation 14175095 No calcium, no magnesium, no phenol red
L-Glutamine Sigma-Aldrich 56-85-9 L-Glutamine crystalline powder
Laminin Sigma-Aldrich 114956-81-9 Laminin 1-2 mg/mL L in 50 mM Tris-HCl
Live dead kit cell imaging kit Thermo Scientific R37601 Green fluorescence in live cells (ex/em 488 nm/515 nm). Red fluorescence in dead cells (ex/em 570 nm/602 nm)
Methacrylic anhydride Sigma-Aldrich 760-93-0 For GelMA preparation
Microtubes Corning Incorporated MCT-150-C Microtubes of 1,5 mL
NaCl Sigma-Aldrich 7647-14-5
Needle 22G Fisher Scientific NC1362045 Sterile blunt needle
Operating scissor Integra Miltex 05–02 Sharp scissor for brain dissection previously sterilized
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich 30525-89-4 Paraformaldehyde powder
Penicillin/Streptomycin Gibco; Life Technologies Corporation 15070063 Pen Strep (5,000 Units/ mL Penicillin; 5,000 ug/mL Streptomycin)
Petri dish Corning Incorporated 430591, 430588 Sterile petri dishes of 35 and 100 mm
Phalloidin Abcam ab176753 iFluor 488 reagent
Photoinitiator Sigma-Aldrich 106797-53-9 2-Hydroxy-4′-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone
Phosphate buffer saline (PBS) Gibco; Life Technologies Corporation 10010023 PBS 1 x, culture grade, no calcium, no magnesium
Poly-L-lysine Sigma-Aldrich 25988-63-0 Poly-L-lysine hydrobromide mol wt 30,000-70,000
Primary antobody Abcam ab4674 Chicken polyclonal to GFAP
Secondary antibody Abcam ab150176 Alexa fluor 594 anti-chicken
Spatula Miltex V973-70 Number 24 cement spatula previously sterilized
Stereomicroscope Fisherbrand 3000038 Microscope for brain dissection
Syringe 5 mL BD 1222C84 Sterile syringe
Syringe filter 2 µm Fisher Scientific 09-740-105 Polypropylene filter for sterilization
Thrombin Sigma-Aldrich 9002–04-4 Thrombin cristalline powder from bovine plasma
Triton X-100 Sigma-Aldrich 9002-93-1 Laboratory grade
Trypsin-EDTA Gibco; Life Technologies Corporation 15400054 Trypsin no phenol red 1 x diluted in PBS
Versene solution Gibco; Life Technologies Corporation 15040066 Versene Solution (0.48 mM) formulated as 0.2 g EDTA(Na4) per liter of PBS
Well plate Thermo Scientific 144530 Sterile 24-well plate

References

  1. Di, L., Mannelli, C., Cuzzocrea, S. Astrocytes: Role and functions in brain pathologies. Frontiers in Pharmacology. 10, 1114 (2019).
  2. Kimelberg, H. K., Nedergaard, M. Functions of astrocytes and their potential as therapeutic targets. Neurotherapeutics. 7 (4), 338-353 (2010).
  3. Giovannoni, F., Quintana, F. J. The role of astrocytes in CNS inflammation. Trends in Immunology. 41 (9), 805-819 (2020).
  4. Escartin, C., et al. Reactive astrocyte nomenclature, definitions, and future directions. Nature Neuroscience. 24 (3), 312-325 (2021).
  5. Carson, M. J., Thrash, J. C., Walter, B. The cellular response in neuroinflammation: The role of leukocytes, microglia and astrocytes in neuronal death and survival. Clinical Neuroscience Research. 6 (5), 237-245 (2006).
  6. Liddelow, S. A., Barres, B. A. Reactive astrocytes: Production, function, and therapeutic potential. Immunity. 46 (6), 957-967 (2017).
  7. Clarke, L. E., et al. Normal aging induces A1-like astrocyte reactivity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the Unied States of America. 115 (8), 1896-1905 (2018).
  8. Schildge, S., Bohrer, C., Beck, K., Schachtrup, C. Isolation and culture of mouse cortical astrocytes isolation and culture of mouse cortical astrocytes. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (71), e50079 (2013).
  9. Duval, K., et al. Modeling physiological events in 2D vs. 3D cell culture. Physiology. 32 (4), 266-277 (2017).
  10. Knight, E., Przyborski, S. Advances in 3D cell culture technologies enabling tissue-like structures to be created in vitro. Journal of Anatomy. 227 (6), 746-756 (2015).
  11. Zhuang, P., Sun, A. X., An, J., Chua, C. K., Chew, S. Y. 3D neural tissue models: From spheroids to bioprinting. Biomaterials. 154, 113-133 (2018).
  12. Balasubramanian, S., Packard, J. A., Leach, J. B., Powell, E. M. Three-dimensional environment sustains morphological heterogeneity and promotes phenotypic progression. Tissue Engineering. Part A. 22 (11-12), 885-898 (2016).
  13. Watson, P. M. D., Kavanagh, E., Allenby, G., Vassey, M. Bioengineered 3D glial cell culture systems and applications for neurodegeneration and neuroinflammation. SLAS Discovery. 22 (5), 583-601 (2017).
  14. Li, Y. E., Jodat, Y. A., Samanipour, R., Zorzi, G., Zhu, K. Toward a neurospheroid niche model: optimizing embedded 3D bioprinting for fabrication of neurospheroid brain-like co-culture constructs. Biofabrication. , (2020).
  15. Zhou, X., et al. Three-dimensional-bioprinted dopamine-based matrix for promoting neural regeneration. ACS Applied Materials & Interfaces. 10 (10), 8993-9001 (2018).
  16. de la Vega, L., et al. 3D bioprinting human induced pluripotent stem cell-derived neural tissues using a novel lab-on-a-printer technology. Applied Sciences. 8 (12), 2414 (2018).
  17. Scheraga, H. A. The thrombin-fibrinogen interaction. Biophysical Chemistry. 112 (2-3), 117-130 (2004).
  18. Ariens, R. A. S., Lai, T., Weisel, J. W., Greenberg, C. S., Grant, P. J. Role of factor XIII in fibrin clot formation and effects of genetic polymorphisms. Blood. 100 (3), 743-754 (2002).
  19. Yue, K., et al. Synthesis, properties, and biomedical applications of Gelatin Methacryloyl (GelMA) hydrogels. Biomaterials. 73, 254-271 (2015).
  20. de Melo, B. A. G., et al. Strategies to use fibrinogen as bioink for 3D bioprinting fibrin-based soft and hard tissues. Acta Biomaterialia. 117, 60-76 (2020).
  21. Wang, X., et al. Gelatin-based hydrogels for organ 3D bioprinting. Polymers (Basel). 9 (9), 401 (2017).
  22. Murphy, S. V., Atala, A. 3D bioprinting of tissues and organs. Naure. Biotechnology. 32 (8), 773-785 (2014).
  23. de la Vega, L., Lee, C., Sharma, R., Amereh, M., Willerth, S. M. 3D bioprinting models of neural tissues: The current state of the field and future directions. Brain Research Bulletin. 150, 240-249 (2019).
  24. Clavreul, S., et al. Cortical astrocytes develop in a plastic manner at both clonal and cellular levels. Nature Communications. 10 (1), 4884 (2019).
  25. Hanu, R., et al. Monocarboxylic acid transporters, MCT1 and MCT2, in cortical astrocytes in vitro and in vivo. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 278 (5), 921-930 (2000).
  26. Liu, R., Wang, Z. h., Gou, L., Xu, H. A cortical astrocyte subpopulation inhibits axon growth in vitro and in vivo. Molecular Medicine Reports. 12 (2), 2598-2606 (2015).
  27. Winter, C. C., Cullen, D. K., Donnell, J. C. O., Song, Y. J., Hernandez, N. S. Three-dimensional tissue engineered aligned astrocyte networks to recapitulate developmental mechanisms and facilitate nervous system regeneration. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (131), e55848 (2018).
  28. East, E., Golding, J. P., Phillips, J. B. A versatile 3D culture model facilitates monitoring of astrocytes undergoing reactive gliosis. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 3 (8), 634-646 (2009).
  29. Hawkinsn, B. T., Grego, S., Sellgren, K. L. Three-dimensional culture conditions differentially affect astrocyte modulation of brain endothelial barrier function in response to transforming growth factor B1. Brain Research. 1608, 167-176 (2015).
  30. Abelseth, E., et al. 3D printing of neural tissues derived from human induced pluripotent stem cells using a fibrin-based bioink. ACS Biomaterials Science and Engineering. 5 (1), 234-243 (2019).
  31. Filippo, T. R. M., et al. CXCL12 N-terminal end is sufficient to induce chemotaxis and proliferation of neural stem/progenitor cells. Stem Cell Research. 11 (2), 913-925 (2013).
  32. Galindo, L. T., et al. Chondroitin sulfate impairs neural stem cell migration through ROCK activation. Molecular Neurobiology. 55 (4), 3185-3195 (2018).
  33. Groll, J., et al. A definition of bioinks and their distinction from biomaterial inks. Biofabrication. 11 (1), 03001 (2018).
  34. Kyle, S., Jessop, Z. M., Al-sabah, A., Whitaker, I. S. Printability of candidate biomaterials for extrusion-based 3D printing: state-of-the-art. Advanced Healthcare Materials. 6 (16), (2017).
  35. Blaeser, A., et al. Controlling shear stress in 3D bioprinting is a key factor to balance printing resolution and stem cell integrity. Advanced Healthcare Materials. 5 (3), 326-333 (2016).
  36. Miyawaki, O., Omote, C., Matsuhira, K. Thermodynamic analysis of sol-gel transition of gelatin in terms of water activity in various solutions. Biopolymers. 103 (12), 685-691 (2015).
  37. Shirahama, H., Lee, B. H., Tan, L. P., Cho, N. Precise tuning of facile one-pot Gelatin Methacryloyl (GelMA) synthesis. Science Reports. 6, 31036 (2016).
  38. Antonovaite, N., Beekmans, S. V., Hol, E. M., Wadman, W. J., Iannuzzi, D. Regional variations in stiffness in live mouse brain tissue determined by depth-controlled indentation mapping. Science Reports. 8 (1), 12517 (2018).
  39. Iwashita, M., et al. Comparative analysis of brain stiffness among amniotes using glyoxal fixation and atomic force microscopy. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 574619 (2020).
  40. Guimarães, C. F., Gasperini, L., Marques, A. P., Reis, R. L. The stiffness of living tissues and its implications for tissue engineering. Nature Reviews. 5, 351-370 (2010).
  41. Ye, W., et al. 3D printing of gelatin methacrylate-based nerve guidance conduits with multiple channels. Materials and Design. 192, 108757 (2020).
  42. Wu, Y., et al. The influence of the stiffness of GelMA substrate on the outgrowth of PC12 cells. Bioscience Reports. 39 (1), 1-9 (2019).
  43. Edgar, J. M., Robinson, M., Willerth, S. M. Fibrin hydrogels induce mixed dorsal/ventral spinal neuron identities during differentiation of human induced pluripotent stem cells. Acta Biomaterialia. 51, 237-245 (2017).
  44. Arulmoli, J., et al. Combination scaffolds of salmon fibrin, hyaluronic acid, and laminin for human neural stem cell and vascular tissue engineering. Acta Biomaterialia. 43, 122-138 (2016).
  45. Brenner, M. Role of GFAP in CNS Injuries. Neuroscience. Letters. 565, 7-13 (2014).

Play Video

Citer Cet Article
de Melo, B. A. G., Cruz, E. M., Ribeiro, T. N., Mundim, M. V., Porcionatto, M. A. 3D Bioprinting of Murine Cortical Astrocytes for Engineering Neural-Like Tissue. J. Vis. Exp. (173), e62691, doi:10.3791/62691 (2021).

View Video