JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bio-ingénierie

Построение модельных липидных мембран, включающих рецепторы, связанные с G-белком (GPCR)

Published: February 05, 2022
doi:
10.3791/62830
, ,
1Mork Family Department of Chemical Engineering and Materials Science,University of Southern California

Summary

Этот протокол использует набухание агарозы в качестве мощного и обобщаемого метода включения интегральных мембранных белков (ИМП) в гигантские одноламеллярные липидные везикулы (ГУВ), как описано здесь для восстановления человеческого белка рецептора серотонина 1А (5-HT1AR), одного из классов фармакологически важных рецепторов, связанных с G-белком.

Abstract

Надежные исследования in vitro структуры и функции интегральных мембранных белков были проблемой из-за сложности плазматической мембраны и многочисленных факторов, которые влияют на поведение белка в живых клетках. Гигантские одноламеллярные везикулы (ГУВ) представляют собой биомиметическую и высоко перестраиваемую модельную систему in vitro для исследования белково-мембранных взаимодействий и зондирования поведения белка точным, зависимым от стимула способом. В этом протоколе мы представляем недорогой и эффективный метод изготовления ГУВ с рецептором серотонина 1А человека (5-HT1AR), стабильно интегрированным в мембрану. Мы производим ГУВ с использованием модифицированного метода набухания гидрогеля; путем осаждения липидной пленки поверх смеси агарозы и 5-HT1AR, а затем гидратации всей системы, везикулы могут быть сформированы с правильно ориентированным и функциональным 5-HT1AR, включенным в мембрану. Эти ГУВ затем могут быть использованы для изучения белково-мембранных взаимодействий и поведения локализации с помощью микроскопии. В конечном счете, этот протокол может продвинуть наше понимание функциональности интегральных мембранных белков, обеспечивая глубокое физиологическое понимание.

Introduction

Синтетические модельные мембраны являются мощным инструментом в исследовании фундаментальных свойств и функций биомембран. Гигантские одногламеллярные везикулы (ГУВ) являются одной из наиболее заметных платформ для изучения различных свойств плазматической мембраны и могут быть спроектированы для имитации различных физиологических условий1,2,3,4,5,6,7,8. Хорошо известно, что плазматическая мембрана и ее организация играют ключевую роль во множестве клеточных процессов, таких как сигнальная трансдукция, адгезия, эндоцитоз и транспорт9,10,11,12,13,14,15.

ГУВ были изготовлены с использованием различных методов, включая щадящую гидратацию16, набухание гидрогеля17, электроформацию18, микрофлюидные методы19,20,21,22, струйную обработку23 и обмен растворителями24,25,26. Из-за проблем в обращении с интегральными мембранными белками (IMP) платформы in vitro для их изучения были ограничены. GUV представляют собой упрощенную платформу для изучения IMP в среде, имитирующей их родную среду. Хотя существует несколько подходов к восстановлению белка в ГУВ, проблемы возникают из-за включения белков с правильной ориентацией и поддержания функциональности белка27.

Наиболее успешное восстановление белка в ГУВ требует метода обмена моющих средств; которая включает в себя солюбилизацию белков из их родной среды моющими средствами с последующей очисткой белка, а затем замену молекул моющего средства липидами с помощью различных методов28. В то время как моющие средства служат для стабилизации третичной структуры ИМП во время очистки, моющие мицеллы являются относительно неестественной средой для этих белков, которые лучше стабилизируются, особенно для функциональных исследований, в липидных бислоях28,29,30. Кроме того, включение функциональных трансмембранных белков в липидный бислой с использованием традиционных методов изготовления GUV было затруднено из-за размера, деликатности этих белков и дополнительных этапов обмена моющих средств, которые потребовались бы27,31,32,33. Использование органического растворителя для удаления моющих средств вызывает агрегацию и денатурацию белка34. Улучшенный метод, опосредованный моющим средством, был многообещающим, однако для этапа удаления моющего средства необходима осторожность, и оптимизация может потребоваться для конкретных белков31,35. Кроме того, способы, использующие электроформацию, могут ограничивать выбор белка и могут не подходить для всех липидных композиций, особенно заряженных липидов31,36,37. Другим методом, который был использован, является пептид-индуцированное слияние больших одноцветных везикул (LUV), содержащих желаемый белок, с ГУВ, хотя было обнаружено, что оно трудоемко и может привести к вставке чужеродных молекул – фузогенных пептидов33,38,39. Гигантские везикулы плазматической мембраны (GPMV), которые получены из живых клеток, могут быть использованы для преодоления некоторых из этих проблем, однако они позволяют минимально контролировать полученный липидный и белковый состав14,40,41. Таким образом, интеграция ИМП в билипидный слой ГУВ с использованием нашего модифицированного метода набухания агарозы представляет собой надежный метод дальнейшего изучения этих белков в мембранной среде42,43,44,45.

Клеточная сигнализация и связь включает в себя семейство белков, известных как рецепторы, связанные с G-белком (GPCR); GPCR являются одним из крупнейших семейств белков и связаны с модуляцией настроения, аппетита, артериального давления, сердечно-сосудистой функции, дыхания и сна среди многих других физиологических функций46. В этом исследовании мы использовали рецептор серотонина 1А человека (5-HT1AR), который является прототипом семейства GPCR. 5-HT1AR может быть обнаружен в центральной нервной системе (ЦНС) и кровеносных сосудах; он влияет на многочисленные функции, такие как сердечно-сосудистая, желудочно-кишечная, эндокринная функции, а также участвует в регуляции настроения47. Большой барьер для исследований GPCR возникает из-за их сложной амфифильной структуры, и ГУВ представляют собой многообещающую платформу для исследования различных интересующих свойств, начиная от функциональности белка, липидно-белковых взаимодействий и белково-белковых взаимодействий. Для изучения липидно-белковых взаимодействий были использованы различные подходы, такие как поверхностный плазмонный резонанс (SPR)48,49, спектроскопия ядерного магнитного резонанса (ЯМР)50,51, анализ наложения липидов на белок (PLO) 51,52,53,54, нативная масс-спектрометрия55, изотермическая титрационная калориметрия (ITC)56,57 и липосома осадочный анализ58,59. Наша лаборатория использовала упрощенный подход GUV для исследования влияния липидно-белковых взаимодействий на функциональность белка путем инкапсуляции BODIPY-GTPγS, которая связывается с субъединицей Giα в активном состоянии рецептора. Их связывание разглаживает флуорофор, производя флуоресцентный сигнал, который может быть обнаружен с течением времени45. Кроме того, в различных исследованиях изучались липидно-белковые взаимодействия и роль белков в обнаружении или стабилизации кривизны мембраны60,61, и использование осуществимого подхода GUV может быть ключевым преимуществом.

Этот протокол демонстрирует простой метод включения GPCR в мембрану ГУВ с использованием модифицированной системы гидрогеля агарозы17,42. Кроме того, основываясь на нашей предыдущей работе, наш метод может быть подходящим для IMP, которые могут выдерживать кратковременное воздействие 30-40 ° C. Вкратце, мы распространили тонкую пленку агарозы в сочетании с фрагментами мембраны, содержащими интересующий GPCR. После гелеобразования этого слоя мы наносим раствор липидов поверх агарозы и позволяем растворителю испариться. Затем регидратацию системы выполняли с помощью водного буфера, в результате чего образовывались ГУВ с белком, включенным в липидный бислой.

Protocol

1. Маркировка белка Позволяет NHS-родамину, фрагментам мембраны 5-HT1A и одной спиновой обессоливающей колонне MWCO 7 К уравновешиваться при комнатной температуре. Растворить 1 мг NHS-родамина в 100 мкл диметилсульфоксида (ДМСО). Добавьте 5 мкл 1 М раствора бикарбоната натрия …

Representative Results

Измеряли концентрацию белка, а степень маркировки рассчитывали как молярное соотношение между красителем и белком 1:1. Изучив ГУВ с помощью конфокальной микроскопии, мы смогли подтвердить успешное образование и белковую интеграцию везикул. Липиды были помечены 0,4 моль% ATTO 488-DPPE, а белок ?…

Discussion

Мы определили два шага, которые имеют решающее значение для успеха общего протокола: плазменная обработка и осаждение липидов. Плазменная очистка покровов имеет важное значение для обеспечения адекватного покрытия и адгезии гидрогеля агарозы к стеклянному покрову. Плазменная очистк?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим Мэтью Блоссера за ценную дискуссию и советы. Эта работа была поддержана Управлением военно-морских исследований (N00014-16-1-2382) и Национальным научным фондом (PHY-1915017).

Materials

1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC) Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL 850375C-25mg
 TI-Eclipse inverted microscope Nikon, Melville, NY Eclipse Ti
1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphatidylcholine (DPPC) Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL 850355C-25mg
13/16″ ID, 1″ OD silicon O-rings Sterling Seal & Supply, Neptune, IN 5-003-8770
16-bit Cascade II 512 electron-multiplied charge coupled device camera Photometrics, Huntington Beach, CA  Cascade II 512
1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine (POPC) Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL 850457C-25mg
50 mW solid-state lasers at 488 nm and emission filter centered at 525 nm, and 561 nm with emission filter centered at 595 nm Coherent, Santa Clara, CA 488/561-50-LS
5-HT1AR membrane fragments Perkin Elmer, Waltham, MA RBHS1AM400UA
ATTO-488-1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DPPE) ATTO-TEC, Siegen, Germany AD 488-155
Bench top plasma cleaner Harrick Plasma, Ithaca, NY PDC-32G
bovine serum albumin (BSA) Sigma Aldrich, St. Louis, MO A9418
chloroform (CHCl3) Millipore Sigma, Burlington, MA CX1055
Cholesterol (Chol) Sigma Aldrich, St. Louis, MO C8667-5G
Corning 96-well Flat Clear Bottom Corning, Corning, NY 3904
Elmasonic E-Series E15H Ultrasonic Elma, Singen, Germany [no longer sold on main website]
glucose Sigma Aldrich, St. Louis, MO G7528
methanol (MeOH) Millipore Sigma, Burlington, MA MX0485
NanoDrop ND-1000 Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA ND-1000
NHS-Rhodamine Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA 46406
phosphate buffered saline (PBS) (10x PBS) Corning, Corning, NY 21-040
spinning-disc CSUX confocal head Yokogawa,Tokyo, Japan CSU-X1
standard 25 mm no. 1 glass coverslips ChemGlass, Vineland, NJ CLS-1760
sucrose Sigma Aldrich, St. Louis, MO S7903
Sykes-Moore chambers Bellco, Vineland, NJ 1943-11111
Ultra-low melting temperature agarose Sigma Aldrich, St. Louis, MO A5030
VWR Analog Heatblock VWR International, Radnor, PA [no longer sold on main website]
VWR Tube Rotator VWR International, Radnor, PA 10136-084
Zeba Spin Desalting Columns, 7K MWCO, 0.5 mL Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA 89882
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Szoka, F., Papahadjopoulos, D. Comparative properties and methods of preparation of lipid vesicles (liposomes). Annual Review of Biophysics and Bioengineering. 9, 467-508 (1980).
  2. Mouritsen, O. G. Model answers to lipid membrane questions. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (9), 004622 (2011).
  3. Chan, Y. -. H. M., Boxer, S. G. Model membrane systems and their applications. Current Opinion in Chemical Biology. 11 (6), 581-587 (2007).
  4. Li, S., Hu, P., Malmstadt, N. Confocal imaging to quantify passive transport across biomimetic lipid membranes. Analytical Chemistry. 82 (18), 7766-7771 (2010).
  5. Lingwood, D., Simons, K. Lipid rafts as a membrane-organizing principle. Science. 327 (5961), 46-50 (2010).
  6. Elbaradei, A., Brown, S. L., Miller, J. B., May, S., Hobbie, E. K. Interaction of polymer-coated silicon nanocrystals with lipid bilayers and surfactant interfaces. Physical Review E. 94 (4), 042804 (2016).
  7. Veatch, S. L., Keller, S. L. Organization in lipid membranes containing cholesterol. Physical Review Letters. 89 (26), 268101 (2002).
  8. Plasencia, I., Norlén, L., Bagatolli, L. A. Direct visualization of lipid domains in human skin stratum corneum’s lipid membranes: Effect of pH and temperature. Biophysical Journal. 93 (9), 3142-3155 (2007).
  9. Dietrich, C., et al. Lipid rafts reconstituted in model membranes. Biophysical Journal. 80 (3), 1417-1428 (2001).
  10. Deans, J. P., Li, H., Polyak, M. J. CD20-mediated apoptosis: signalling through lipid rafts. Immunology. 107 (2), 176-182 (2002).
  11. Edidin, M. The state of lipid rafts: from model membranes to cells. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 32, 257-283 (2003).
  12. Pike, L. J. Lipid rafts: bringing order to chaos. Journal of Lipid Research. 44 (4), 655-667 (2003).
  13. Tsui-Pierchala, B. A., Encinas, M., Milbrandt, J., Johnson, E. M. Lipid rafts in neuronal signaling and function. Trends in Neurosciences. 25 (8), 412-417 (2002).
  14. Sezgin, E., Levental, I., Mayor, S., Eggeling, C. The mystery of membrane organization: composition, regulation and roles of lipid rafts. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 18 (6), 361-374 (2017).
  15. Scheve, C. S., Gonzales, P. A., Momin, N., Stachowiak, J. C. Steric pressure between membrane-bound proteins opposes lipid phase separation. Journal of the American Chemical Society. 135 (4), 1185-1188 (2013).
  16. Reeves, J. P., Dowben, R. M. Formation and properties of thin-walled phospholipid vesicles. Journal of Cellular Physiology. 73 (1), 49-60 (1969).
  17. Horger, K. S., Estes, D. J., Capone, R., Mayer, M. Films of agarose enable rapid formation of giant liposomes in solutions of physiologic ionic strength. Journal of the American Chemical Society. 131 (5), 1810-1819 (2009).
  18. Angelova, M. I., Dimitrov, D. S. Liposome electroformation. Faraday Discussions of the Chemical Society. 81, 303-311 (1986).
  19. Teh, S. -. Y., Khnouf, R., Fan, H., Lee, A. P. Stable, biocompatible lipid vesicle generation by solvent extraction-based droplet microfluidics. Biomicrofluidics. 5 (4), (2011).
  20. Hu, P. C., Li, S., Malmstadt, N. Microfluidic fabrication of asymmetric giant lipid vesicles. ACS Applied Materials & Interfaces. 3 (5), 1434-1440 (2011).
  21. Lu, L., Schertzer, J. W., Chiarot, P. R. Continuous microfluidic fabrication of synthetic asymmetric vesicles. Lab on a Chip. 15 (17), 3591-3599 (2015).
  22. Maktabi, S., Schertzer, J. W., Chiarot, P. R. Dewetting-induced formation and mechanical properties of synthetic bacterial outer membrane models (GUVs) with controlled inner-leaflet lipid composition. Soft Matter. 15 (19), 3938-3948 (2019).
  23. Stachowiak, J. C., et al. Unilamellar vesicle formation and encapsulation by microfluidic jetting. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (12), 4697-4702 (2008).
  24. Kim, S., Martin, G. M. Preparation of cell-size unilamellar liposomes with high captured volume and defined size distribution. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 646 (1), 1-9 (1981).
  25. Moscho, A., Orwar, O., Chiu, D. T., Modi, B. P., Zare, R. N. Rapid preparation of giant unilamellar vesicles. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (21), 11443-11447 (1996).
  26. Walde, P., Cosentino, K., Engel, H., Stano, P. Giant vesicles: Preparations and applications. ChemBioChem. 11 (7), 848-865 (2010).
  27. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1666 (1), 105-117 (2004).
  28. le Maire, M., Champeil, P., Møller, J. V. Interaction of membrane proteins and lipids with solubilizing detergents. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1508 (1), 86-111 (2000).
  29. Rigaud, J. -. L., Lévy, D. Reconstitution of membrane proteins into liposomes. Methods in Enzymology. 372, 65-86 (2003).
  30. Renthal, R. An unfolding story of helical transmembrane proteins. Biochimie. 45 (49), 14559-14566 (2006).
  31. Jørgensen, I. L., Kemmer, G. C., Pomorski, T. G. Membrane protein reconstitution into giant unilamellar vesicles: a review on current techniques. European Biophysics Journal. 46 (2), 103-119 (2017).
  32. Hansen, J. S., et al. Formation of giant protein vesicles by a lipid cosolvent method. ChemBioChem. 12 (18), 2856-2862 (2011).
  33. Kahya, N., Pécheur, E. -. I., de Boeij, W. P., Wiersma, D. A., Hoekstra, D. Reconstitution of membrane proteins into giant unilamellar vesicles via peptide-induced fusion. Biophysical Journal. 81 (3), 1464-1474 (2001).
  34. Kahya, N., Merkle, D., Schwille, P. Pushing the complexity of model bilayers: Novel prospects for membrane biophysics. Fluorescence of Supermolecules, Polymers, and Nanosystems. , 339-359 (2008).
  35. Dezi, M., Di Cicco, A., Bassereau, P., Lévy, D. Detergent-mediated incorporation of transmembrane proteins in giant unilamellar vesicles with controlled physiological contents. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (18), 7276-7281 (2013).
  36. Shaklee, P. M., et al. Protein incorporation in giant lipid vesicles under physiological conditions. ChemBioChem. 11 (2), 175-179 (2010).
  37. Estes, D. J., Mayer, M. Giant liposomes in physiological buffer using electroformation in a flow chamber. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1712 (2), 152-160 (2005).
  38. Girard, P., et al. A new method for the reconstitution of membrane proteins into giant unilamellar vesicles. Biophysical Journal. 87 (1), 419-429 (2004).
  39. Doeven, M. K., et al. lateral mobility and function of membrane proteins incorporated into giant unilamellar vesicles. Biophysical Journal. 88 (2), 1134-1142 (2005).
  40. Levental, I., et al. Cholesterol-dependent phase separation in cell-derived giant plasma-membrane vesicles. The Biochemical Journal. 424 (2), 163-167 (2009).
  41. López-Montero, I., Rodríguez-García, R., Monroy, F. Artificial spectrin shells reconstituted on giant vesicles. The Journal of Physical Chemistry Letters. 3 (12), 1583-1588 (2012).
  42. Hansen, J. S., Thompson, J. R., Hélix-Nielsen, C., Malmstadt, N. Lipid directed intrinsic membrane protein segregation. Journal of the American Chemical Society. 135 (46), 17294-17297 (2013).
  43. Gutierrez, M. G., Malmstadt, N. Human serotonin receptor 5-HT 1A preferentially segregates to the liquid disordered phase in synthetic lipid bilayers. Journal of the American Chemical Society. 136 (39), 13530-13533 (2014).
  44. Gutierrez, M. G., et al. The lipid phase preference of the adenosine A2A receptor depends on its ligand binding state. Chemical Communications. 55 (40), 5724-5727 (2019).
  45. Gutierrez, M. G., Mansfield, K. S., Malmstadt, N. The functional activity of the human serotonin 5-HT 1A receptor is controlled by lipid bilayer composition. Biophysical Journal. 110, 2486-2495 (2016).
  46. Sriram, K., Insel, P. A. G Protein-coupled receptors as targets for approved drugs: How many targets and how many drugs. Molecular Pharmacology. 93 (4), 251-258 (2018).
  47. Nichols, D. E., Nichols, C. D. Serotonin receptors. Chemical Reviews. 108 (5), 1614-1641 (2008).
  48. Del Vecchio, K., Stahelin, R. V. Using surface plasmon resonance to quantitatively assess lipid-protein interactions. Methods in Molecular Biology. 1376, 141-153 (2016).
  49. Place, J. F., Sutherland, R. M., Dähne, C. Opto-electronic immunosensors: a review of optical immunoassay at continuous surfaces. Biosensors. 1 (4), 321-353 (1985).
  50. Brown, M. F., Miljanich, G. P., Franklin, L. K., Dratz, E. A. H-NMR studies of protein-lipid interactions in retinal rod outer segment disc membranes. FEBS letters. 70 (1), 56-60 (1976).
  51. Sun, F., et al. Structural basis for interactions of the Phytophthora sojae RxLR effector Avh5 with phosphatidylinositol 3-phosphate and for host cell entry. Molecular Plant-Microbe Interactions: MPMI. 26 (3), 330-344 (2013).
  52. Kavran, J. M., et al. Specificity and promiscuity in phosphoinositide binding by pleckstrin homology domains. The Journal of Biological Chemistry. 273 (46), 30497-30508 (1998).
  53. Stevenson, J. M., Perera, I. Y., Boss, W. F. A phosphatidylinositol 4-Kinase pleckstrin homology domain that binds phosphatidylinositol 4-Monophosphate. Journal of Biological Chemistry. 273 (35), 22761-22767 (1998).
  54. Han, X., Yang, Y., Zhao, F., Zhang, T., Yu, X. An improved protein lipid overlay assay for studying lipid-protein interactions. Plant Methods. 16 (1), 33 (2020).
  55. Yen, H. -. Y., et al. PtdIns(4,5)P 2 stabilizes active states of GPCRs and enhances selectivity of G-protein coupling. Nature. 559 (7714), 423-427 (2018).
  56. Myers, M., Mayorga, O. L., Emtage, J., Freire, E. Thermodynamic characterization of interactions between ornithine transcarbamylase leader peptide and phospholipid bilayer membranes. Biochimie. 26 (14), 4309-4315 (1987).
  57. Swamy, M. J., Sankhala, R. S. Probing the thermodynamics of protein-lipid interactions by isothermal titration calorimetry. Lipid-Protein Interactions: Methods and Protocols. , 37-53 (2013).
  58. Han, X., Shi, Y., Liu, G., Guo, Y., Yang, Y. Activation of ROP6 GTPase by phosphatidylglycerol in arabidopsis. Frontiers in Plant Science. , (2018).
  59. Surolia, A., Bachhawat, B. K. The effect of lipid composition on liposome-lectin interaction. Biochemical and Biophysical Research Communications. 83 (3), 779-785 (1978).
  60. Sarkis, J., Vié, V. Biomimetic models to investigate membrane biophysics affecting lipid-protein interaction. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 270 (2020).
  61. McMahon, H. T., Boucrot, E. Membrane curvature at a glance. Journal of Cell Science. 128 (6), 1065-1070 (2015).
  62. Banerjee, K. K., Kumar, S., Bremmell, K. E., Griesser, H. J. Molecular-level removal of proteinaceous contamination from model surfaces and biomedical device materials by air plasma treatment. Journal of Hospital Infection. 76 (3), 234-242 (2010).
  63. Raiber, K., Terfort, A., Benndorf, C., Krings, N., Strehblow, H. -. H. Removal of self-assembled monolayers of alkanethiolates on gold by plasma cleaning. Surface Science. 595 (1), 56-63 (2005).
  64. Gutierrez, M. G., et al. The lipid phase preference of the adenosine A 2A receptor depends on its ligand binding state. Chemical Communications. 55 (40), 5724-5727 (2019).
  65. Garten, M., Levy, D., Bassereau, P. The giant vesicle book. The giant vesicle book. , 38-51 (2021).
  66. Gutierrez, M. G., et al. G Protein-coupled receptors incorporated into rehydrated diblock copolymer vesicles retain functionality. Small. 12 (38), 5256-5260 (2016).
  67. Peruzzi, J., Gutierrez, M. G., Mansfield, K., Malmstadt, N. Dynamics of hydrogel-assisted giant unilamellar vesicle formation from unsaturated lipid systems. Langmuir. 32 (48), 12702-12709 (2016).
  68. Shchelokovskyy, P., Tristram-Nagle, S., Dimova, R. Effect of the HIV-1 fusion peptide on the mechanical properties and leaflet coupling of lipid bilayers. New Journal of Physics. 13, 025004 (2011).

Tags

GUVsGiant Unilamellar VesiclesMembrane ProteinsGPCRsG Protein-coupled Receptors5-HT1ARSerotonin ReceptorHydrogel ScaffoldLipid MembraneProtein IncorporationBiomimetic ModelIn Vitro Studies
check_url/fr/62830?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Elbaradei, A., Dalle Ore, L. C., Malmstadt, N. Construction of Model Lipid Membranes Incorporating G-protein Coupled Receptors (GPCRs). J. Vis. Exp. (180), e62830, doi:10.3791/62830 (2022).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image