Diese Veröffentlichung beschreibt das Design von Labor-Photobioreaktoren (PBRs) mit anpassbaren Lichtregimen. Das Wachstum von Cyanobakterien oder Mikroalgen, die Bicarbonat als Kohlenstoffquelle verwenden, wird kontinuierlich überwacht, indem die volumetrische Sauerstoffproduktion gemessen wird. Diese PBRs ermöglichen schnelle, replizierte Laborwachstumsvergleiche mit wenig Benutzereingriffen während der Experimente.
Die Laboruntersuchung von Mikroalgen kann experimentell herausfordernd sein. Neben den Kultivierungsanforderungen von nicht-photosynthetischen Mikroorganismen benötigen Phototrophe auch eine Beleuchtung. Routinemäßig versuchen Forscher, maßgeschneiderte Lichtlieferungen bereitzustellen, d.h. die Lichtintensität und die Zeit, über die es geliefert wird, zu variieren. Eine solche Flexibilität ist bei Standard-Tischleuchten schwierig. In der Regel erfordern Kultivierungsstudien auch Wachstumsvergleiche zwischen experimentellen Behandlungen. Häufig wird das Wachstum über einen längeren Zeitraum bewertet, z. B. mehrmals täglich über eine einwöchige Studie. Manuelle Messungen können zeitaufwändig sein und es fehlt an Datenauflösung. Daher sind Photobioreaktoren (PBRs) mit automatischer Wachstumsüberwachung und anpassbarer Lichtversorgung nützlich für replizierte Experimente mit mehreren Behandlungen. Die aktuelle Arbeit stellt die Planung, den Bau und den Betrieb von Labor-PBRs vor. Die Materialien sind leicht zu beschaffen und relativ kostengünstig. Das Design konnte mit mäßigem Geschick dupliziert werden. Jede Struktur hat eine Grundfläche von ~ 40 cm2 und beherbergt drei 1-L-Glasflaschen für die dreifache Replikation. Die Flaschen ruhen auf Plattformen mit Magnetrührern und sind vertikal in einem 1 m hohen Polyvinylchlorid (PVC)-Rohr mit einem Durchmesser von 15 cm angeordnet. Der Rohrinnenraum ist mit Leuchtdioden (LEDs) ausgekleidet. Diese LEDs erzeugen kontinuierliche Lichtintensitäten von 0–2400 μmol Photonen m-2 s-1 photosynthetisch aktiver Strahlung (PAR). Benutzer entwerfen ein benutzerdefiniertes Beleuchtungsprogramm. Die Lichtintensität kann sekundengenau eingestellt oder über längere Zeit konstant gehalten werden. Der bei der Photosynthese erzeugte Sauerstoff verlässt jede Flasche über einen Einweg-Volumengassensor. Software wird verwendet, um Gassensordaten aufzuzeichnen. Die Menge an produziertem Sauerstoff kann mit dem Wachstum der Biomasse korreliert werden. Wenn Biomasseproben benötigt werden, kann eine Spritze zur Extraktion der Kultur verwendet werden. Die Methode eignet sich für Mikroalgen, die mit Bicarbonat als Kohlenstoffquelle gezüchtet werden. Diese PBRs sind wertvoll für ein Labor, das replizierte Experimente, Flexibilität des Lichtregimes und kontinuierliche hochauflösende Wachstumsdaten benötigt.
Mikroalgen und Cyanobakterien, der Einfachheit halber zusammenfassend als Mikroalgen bezeichnet, werden für ihr Potenzial in der nachhaltigen Biotechnologie eingesetzt. Sie sind attraktive Kandidaten aufgrund ihres schnellen Wachstums, ihrer Fähigkeit, auf Nicht-Ackerland angebaut zu werden, und ihrer Nutzung von Sonnenlicht, um die Umwandlung von Kohlendioxid in Biomasse voranzutreiben 1,2,3. Mikroalgenbiomasse kann in Produkte wie Bioenergie in Form von Öl oder Gas, Lebensmittelfarbstoffen und Nahrungsergänzungsmitteln sowie Materialien wie Biopolymere 1,4,5,6,7 umgewandelt werden. Darüber hinaus können sie zur Behandlung von Abwasser oder zur Sanierung von Gewässern verwendet werden, indem überschüssige Nährstoffe verbrauchtwerden 8,9. Vor diesem Hintergrund ist die Mikroalgenforschung weit verbreitet und etabliert. Das Feld wächst, da die Gesellschaft die Kohlenstoffintensität und die ökologische Nachhaltigkeit der derzeitigen Produktions- und Energieerzeugungsansätze überdenkt.
Drei grundlegende Anforderungen an laborbasierte Mikroalgenstudien sind ein Kulturgefäß, eine Lichtquelle und eine Methode zur Quantifizierung des Wachstums. Der Begriff Photobioreaktor (PBR) beschreibt einen Aufbau, bei dem Kulturgefäße10 beleuchtet werden. Üblicherweise zielen Studien an Mikroalgen darauf ab, das Wachstum zwischen zwei oder mehr Behandlungen zu vergleichen, z. B. verschiedenen Wachstumsmedien, Lichtregimen oder Spezies11,12,13. Für die statistische Relevanz sollte jede Erkrankung, z. B. Behandlung und Kontrolle, repliziert werden. Wenn Kontrolle und Behandlung gleichzeitig durchgeführt werden, bedeutet dies, dass viele PBRs für die Dauer eines Experiments überwacht und beprobt werden müssen. Die Herausforderung beim Betrieb mehrerer PBRs ist zweifach. Erstens ist die Bereitstellung einer gleichmäßigen Lichtintensität für jeden Züchterhaushalt für die Reproduzierbarkeit unerlässlich, kann aber schwierig sein. Die auf die Schiffsoberfläche einfallende Lichtmenge wird durch den Abstand von der Lichtquelle, die Beschattung benachbarter Gefäße und die Schwankungen des Hintergrundlichts beeinflusst14. Zweitens muss eine Methode zur genauen Quantifizierung des Wachstums gewählt werden.
Das Wachstum wird üblicherweise durch Zellzahl, optische Dichte (OD), Chlorophyll-A-Gehalt, Trockengewichtsdichte (DW) und aschefreie Trockengewichtsdichte (AFDW)gemessen 15. Zellzählungen, Chlorophyll-A-Gehalt und gravimetrische Methoden sind manuelle Prozesse, die diskrete Datenpunkte erzeugen. OD kann kontinuierlich und nicht-invasiv mit einem Spektralphotometer gemessen werden, vorausgesetzt, es ist gut kalibriert gegen eine andere Methode wie AFDW density15. OD-Messungen und der Chlorophyll-A-Gehalt können jedoch unzuverlässig sein, da die Ergebnisse unter verschiedenen Kulturbedingungen variieren, z. B. zwischen Arten und während des gesamten Wachstumszyklus15,16. Für Chlorophyll A kann die Extraktionsmethode auch die Pigmentausbeute beeinflussen17. Der Gehalt an Chlorophyll A ist besonders nützlich, um das Wachstum von Mikroalgen in mikrobiellen Gemeinschaften zu verfolgen, die auch nicht-photosynthetische Organismen enthalten17,18. Bei der Auswahl einer Methode zur Bestimmung des Wachstums ist es wichtig, die Morphologie der Suspension zu berücksichtigen. Wenn Organismen verklumpen und nicht gut vermischt sind, sind OD- und Zellzahlen nicht möglich15. Eine einzige Methode ist nicht für alle experimentellen Anwendungen geeignet – Forscher müssen entscheiden, welche Methoden für ihre experimentellen Ziele praktikabel und relevant sind.
AFDW ist eine zuverlässige Methode, die Wachstumsvergleiche zwischen verschiedenen Kulturbedingungen, insbesondere zwischen Arten und Kulturmedien15,19,20, ermöglicht. Zur Berechnung der AFDW wird zunächst eine Probe der Mikroalgenkultur konzentriert, entweder durch Filtration oder Zentrifugation, und getrocknet. In diesem Stadium kann die DW bestimmt werden. Normalerweise enthält die DW-Probe mindestens 8–10% ascheanorganisches Material wie Salze und Feinstaub15. DW verfolgt Wachstumstrends, kann aber verzerrt sein, wenn der Beitrag von anorganischen Stoffen variiert. Um die AFDW-Dichte zu bestimmen, wird trockene Biomasse bei hoher Temperatur verbrannt; Dadurch wird der organische oder nützliche Teil verdampft, während Asche (anorganische Stoffe) hinter19 zurückbleibt. Zur Berechnung der AFDW wird das Gewicht der Aschefraktion von dem der DW-Fraktion abgezogen. Typischerweise reicht AFDW in Mikroalgensuspensionen von 0,1–3 g/L12,21,22. Kleine Mengen verdünnter Suspensionen ergeben wenig trockene Biomasse <10 mg. Nach der Verbrennung darf Asche nur 1 mg wiegen. Daher erfordert diese Methode, abhängig von der Kulturdichte, Volumina zwischen 5-100 ml und analytische Skalen mit einer Genauigkeit von 0,1 mg 12,15,19,22. Labor-PBRs sind in der Regel klein, höchstens ein paar Liter, daher erschöpft jede flüssige Probe das Kulturvolumen. Darüber hinaus ist die AFDW-Methode manuell und dauert 2-3 Tage. Für replizierte und sich wiederholende Experimente ist ein automatisierter und kontinuierlicher Prozess vorzuziehen.
Für Mikroalgen, die Bicarbonat als Kohlenstoffquelle verwenden, können zwei zusätzliche Wachstumsmetriken kontinuierlich gemessen werden. Die Photosynthese verbraucht Bicarbonat und produziert Sauerstoff. Der Bicarbonatverbrauch treibt den mittleren pH-Wertauf 23 in die Höhe. Eine eingetauchte pH-Sonde kann diese Veränderung messen. Die photosynthetische Sauerstoffproduktion erhöht die Konzentration des Mediums an gelöstem Sauerstoff (DO), bis das Medium gesättigt ist. Jenseits der Sättigung existiert Sauerstoff als Blasen. Die Sauerstoffproduktion wird durch viele verschiedene Techniken gemessen: Sonden messen die DO-Konzentration, manometrische Geräte messen den Kopfraumdruck, die Gaschromatographie misst die Zusammensetzung des Kopfraums und volumetrische Sensoren erfassen den Gasabfluss24,25,26,27. Wenn Sauerstoff als Wachstumsproxy verwendet wird, müssen Kulturgefäße vollständig verschlossen sein oder nur Gasaustritt zulassen. Für pH- und Sauerstoffmessungen muss Kohlenstoff in Form von Bicarbonat zugeführt werden, nicht durch CO2 Sparging. CO2 Sparging senkt das Medium pH23 und kann als Gas Sauerstoffmessungen stören. Ein Vorteil von pH-Wert und Sauerstoff gegenüber der optischen Dichte besteht darin, dass die Methode nicht beeinträchtigt wird, wenn Mikroalgen Klumpen bilden. Obwohl indirekt, sind sowohl der pH-Wert als auch der Sauerstoff beim Vergleich des Wachstums zwischen den Behandlungen wirksam.
PBRs, die heute verwendet werden, variieren in ihrer Komplexität. Labore können einfache Tischkolben, kundenspezifische Prototypen oder kommerziell erhältliche Produkte verwenden. Für Forschungsgruppen, die ein Upgrade von Kolben anstreben, können die Kosten für kommerzielle PBRs oder technische Fähigkeiten und die Herstellung von Teilen, die für den Bau vieler Prototypen erforderlich sind, ein Hindernis darstellen. Dieses Manuskript zielt darauf ab, das Schritt-für-Schritt-Design, den Aufbau und den Betrieb von Labor-PBRs zu beschreiben, die diese Lücke schließen. Diese PBRs verfügen über ein anpassbares Lichtregime und überwachen das Wachstum kontinuierlich, indem sie die volumetrische Sauerstoffproduktion aufzeichnen. Dieses Design beherbergt drei Kulturgefäße für die dreifache Replikation und kann mit mäßigem Geschick und leicht zugänglichen Materialien gebaut werden. Dieser PBR ist eine wertvolle Ergänzung für ein Labor, das seine Kapazität für die Mikroalgenforschung erweitern möchte, ohne in sehr technische oder teure Produkte zu investieren. Bei der Entscheidung, ein PBR zu erwerben oder zu erstellen, müssen Forscher die Eignung eines Designs für ihre kulturellen Bedingungen, ihre finanzielle Lage und ihre Forschungsfragen berücksichtigen.
Innerhalb dieses Protokolls erhöht der Fokus auf die folgenden Schritte die Wahrscheinlichkeit, reproduzierbare und qualitativ hochwertige Daten zu generieren. Beim Bau des Reaktorständers (Schritt 1) muss die Basis mit gut abgestimmten vertikalen Stützen stabil sein. Schlitzstahl hat scharfe Kanten, daher ist das Hinzufügen von Sicherheitskappen unerlässlich. Flaschenplattformoberflächen müssen vollständig flach sein, der Magnetrührer und die Bolzenköpfe sollten beide unter der Oberfläche der obersten Schicht sitzen (Schritte 3.2–3.6). Gemäß der Anweisung des Herstellers sollte die Gassensor-Packflüssigkeit für genaue Sauerstoffmessungen auf die “Tracing-Schraube für den Flüssigkeitsstand” aufgefüllt werden. Dieser Flüssigkeitsstand sollte regelmäßig überprüft werden, da eine Verdunstung der Packungsflüssigkeit die Messzelle kurzschließen kann. Alle drei in Schritt 5.2 hergestellten Gasleitungen sollten gleich lang sein; Dies führt dazu, dass Replikate identische Headspace-Volumes haben. Vor Beginn eines Experiments ist es ratsam, das programmierte Lichtregime zu testen, indem die Lichtintensität über einen Zeitraum von 24 Stunden aufgezeichnet wird (Schritt 6.11). Wenn Erhöhungen der Flüssigkeitstemperatur von Belang sind, sollte dieser Test auch eine versiegelte Flasche mit einem internen Temperaturfühler umfassen (Schritt 6.11). Beenden Sie bei der Protokollierung nicht das Fenster der Datenerfassungssoftware. Dadurch wird die Protokollierung beendet. Wenn Sie Kulturproben entnehmen, achten Sie darauf, dass Sie kein Headspace-Gas freisetzen, indem Sie die Ventile in der falschen Reihenfolge öffnen (Schritte 8.2-8.8). Bei der Überprüfung experimenteller Daten ist darauf hinzuweisen, dass die Datenerfassungssoftware automatisch einen gleitenden Durchschnitt der Durchflussrate generiert. Dadurch wird der Wert der ein oder zwei über Nacht erzeugten Durchflusswerte aufgebläht. Kuratieren Sie Gassensorprotokolle manuell, um dies zu beheben.
Der häufigste Rückschlag bei dieser Methode ist die Möglichkeit, den Gassensor kurzzuschließen, wenn der Flüssigkeitspackungsgrad abnimmt. Es gibt zwei Möglichkeiten, wie dies geschehen kann. Erstens kann die Verdunstung den Flüssigkeitsstand langsam reduzieren. Dies ist jedoch bei einem kurzfristigen (<7-tägigen) Experimentunwahrscheinlich 29. Zweitens können hohe Atemfrequenzen Sauerstoff in die Lösung ziehen und einen Kopfraum unter Druck erzeugen. Wenn Lichtenergie nicht verfügbar ist, nutzen Mikroalgen die aerobe Atmung, um die Energie zu liefern, die für die Wartung und Reparatur von Zellen benötigt wird28. Daher kann in dichten Kulturen während nicht beleuchteter Stunden der Sauerstoffverbrauch und der daraus resultierende Unterdruck erheblich sein. Dadurch wird Packungsflüssigkeit von den Gassensoren in die Gasleitung gesaugt. Die Strecke, die die Packflüssigkeit zurücklegt, ist proportional zur Menge der nächtlichen Atmung. Wenn die Verpackungsflüssigkeit in die Flaschen gelangt, erzeugt dies einen Ölteppich auf der Flüssigkeitsoberfläche.
Wenn hohe nächtliche Atemfrequenzen erwartet werden, können Änderungen am Protokoll vorgenommen werden. Der einfachste Weg, Unterdruck zu vermeiden, besteht darin, die Flaschenkopfräume über Nacht offen zu lassen. Dies hat auch den Vorteil, dass die DO-Werte durch Verringerung des partiellen Kopfraumdrucks vonO2 gesenkt werden. Es wird angenommen, dass hohe DO-Konzentrationen schädlich für das Wachstum sind, daO2 die Aktivität von Rubisco behindern und oxidativen Stress auslösenkann 30,31. Es ist nicht ungewöhnlich, dass Kultursuspensionen eine 4-fache Übersättigung erreichen, selbst wenn sie mit der Atmosphäre in Kontakt kommen25,32. Um den Kopfraum zu öffnen, trennen Sie die Gasleitung von der Nadel, die den Gummistopfen überspannt. Die Nachtstunden können als Fenster dienen, um die Flüssigkeit des Gassensors nachzufüllen oder kontinuierliche Experimente mit geringen Auswirkungen auf die Datenerfassung zu manipulieren. Zum Beispiel kann man die Kulturdichte verändern, Nährstoffe auffrischen, eine Änderung hinzufügen oder einen Krankheitserreger einführen. Flaschen müssen wieder verschlossen und die Gassensorleitung wieder angeschlossen werden, bevor die Lichter wieder angehen. Die Sauerstoffmessungen, die aus Experimenten mit geschlossenen und offenen nächtlichen Headspaces gesammelt wurden, werden sich unterscheiden.
Wenn die Flaschen verschlossen bleiben, reduziert der nächtliche Sauerstoffverbrauch die Anzahl der MolO2 im Kopfraum. Dies führt dazu, dass Packungsflüssigkeit die Gassensorleitung hochkriecht, um den Kopfraumdruck aufrechtzuerhalten. Wenn das Licht angeht, wird die Sauerstoffproduktion wieder aufgenommen. Packflüssigkeit muss in den Gassensor zurückgeschoben werden, bevor die Durchflussmessungen beginnen. Diese Verzögerung ist daher proportional zum Grad der nächtlichen Atmung. Auf diese Weise stellen die O2-Messwerte die Netto-O2-Produktion (photosynthetische Produktion– Atemverbrauch) dar, wenn der Headspace geschlossen bleibt. Umgekehrt, wenn der Kopfraum nachts geöffnet ist, ersetzt atmosphärisches Gas den KopfraumO2, der verbraucht wird, und keine Verpackungsflüssigkeit gelangt in die Gasleitung. Das Ergebnis ist, dass der Verbrauch von Atmungs-O2 in denO2-Produktionsdaten nicht berücksichtigt wird. Dies kann die Genauigkeit der AFDW-Biomassewachstumsschätzungen verringern. Es sollte jedoch keinen Einfluss auf den Nutzen der Verwendung derO2-Tagesproduktion als Metrik für den Vergleich des Wachstums zwischen den Behandlungen haben.
Alle Labor-PBRs unterliegen der gleichen Einschränkung; Künstliches Licht kann das Sonnenspektrum nicht replizieren. Mikroalgen nutzen Wellenlängen des Lichts zwischen 400 und 700 nm für die Photosynthese. Dieser Bereich wird als photosynthetisch aktive Strahlung (PAR)33 bezeichnet. Sonnenlicht und künstliches Licht variieren in ihrem relativen Beitrag der Wellenlängen innerhalb dieses Bereichs. Dies, zusammen mit günstigen Temperaturen und einer konstanten Lichtversorgung, bedeutet, dass Laborwachstumsdaten oft nicht zuverlässig auf die Außenbedingungen extrapoliert werden können. Diese PBRs können jedoch eine der Einschränkungen der PBR-Lichtversorgung im Labor beheben. Die Intensität des Sonnenlichts ist den ganzen Tag über sehr variabel, wobei die Wolkendecke vorübergehende Schwankungen der einfallenden PAR erzeugt. Die Lichtsteuerungssoftware und der DMX-Beleuchtungscontroller können Lichtintensitäten von 0 bis 2400 μmolPhotonen m-2 s-1 und darüber hinaus bereitstellen. Lichtregime können in einzelne Inkremente von nur 1 s unterteilt werden. Die abstimmbare Lichtintensität ermöglicht es dem Benutzer, Außenlichtmuster genauer nachzuahmen als Standard-PBR-Setups. Hier verblassen simulierte 30-minütige Dämmerungs- und Abenddämmerungsintervalle Tag- und Nachtzyklen zusammen (Ergänzende Tabelle 1).
Obwohl die AFDW-Dichte zum Standardmaß für das Wachstum geworden ist, kann diese Methode erhebliche Kulturvolumina, eine Verarbeitungsdauer von 2 bis 3 Tagen und die Generierung eines Datenpunkts nach dem anderen erfordern. Wenn die Bedingungen ungünstig werden und Zellen absterben, unterscheidet die AFDW-Dichte nicht zwischen aktiv photosynthetisierenden Zellen und denen, die sich zersetzen. Die Quantifizierung der Rate der photosynthetischen Sauerstoffproduktion dient als alternativer Wachstumsproxy. Dieses PBR-Design kann die Sauerstoffproduktion kontinuierlich mit wenig Benutzereingriff aufzeichnen und gleichzeitig das Kulturvolumen erhalten. Die Datenauflösung könnte durch die Auswahl eines Gassensors mit einem geringeren Messzellenvolumen, z. B. 1 ml, verbessert werden. Wenn die Kulturen gut gemischt sind, können Benutzer außerdem ein Spektralphotometer für kontinuierliche optische Dichtemessungen installieren. Wenn eine Temperaturregelung des Mediums gewünscht wird, könnte ein Umlaufkühler hinzugefügt werden. Diese PBRs sind eine wertvolle Ergänzung für ein Labor, das seine Mikroalgenforschungskapazität ohne hohe finanzielle Investitionen erweitern möchte. Sie eignen sich besonders für diejenigen, die mit Arten mit hoher Alkalität und hohem pH-Wert wie Spirulina arbeiten. Diese PBRs bieten Flexibilität beim leichten Regime und eignen sich für schnelle, replizierte Laborwachstumsvergleiche.
The authors have nothing to disclose.
Diese Studie wurde vom Natural Sciences and Engineering Research Council (NSERC), der Canada Foundation for Innovation (CFI), dem Canada First Research Excellence Fund (CFREF), Alberta Innovates, der General Sir John Monash Foundation, der Regierung von Alberta und der University of Calgary unterstützt. Unser Dank gilt Mark Toonen für die elektrischen Arbeiten und William Richardson für die Löslichkeitsberechnungen.
Aluminum channels Imperial: 0.90” x 39.37” Metric: 2.3 cm x 100 cm Quantity: 4 |
LED World | AC-AR1-1M | Required as a heat sink |
Bungee cords, small Quantity: 5 |
– | – | To secure bottles |
Computer – desktop/laptop Quantity: 1 |
– | – | – |
Data Logger, HOBO U30 USB Weather Station Quantity: 1 |
HOBO, Hoskin | U30-NRC-VIA-10-S100-000 | Records light sensor information |
Digital interface module, Rigamo, 4-channel Quantity: 1 |
Ritter | N/A | This is to transmit gas sensor data to the computer |
DMX decoder, 12~24 VDC, DMX-CV-4X5A Quantity: 1 |
LITECH, LED World | LT-840-6A | Transmit messages which alter the light pattern |
DMX lighting controller, SUSHI-RB-RJ Quantity: 1 |
Arcolis, Nicolaudie America Inc. | SUSHI-RB-RJ DMX | Encodes the lighting program |
Gas sensor packing liquid (Silox) Quantity: 1 L |
Ritter | https://www.ritter.de/en/data-sheets/silox | |
Gas sensor, volumetric Quantity: 3 |
Ritter | MGC-1 V3.4 PMMA (https://www.ritter.de/downloads/mgc-milligascounter-en) | Measures oxygen production |
Glass bottles, round 1 L with GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-1L | Culture vessels |
Hardware – end caps for slotted steel Quantity: 10 |
Paulin, Home Depot | 142-612 | To cover sharp edges of slotted steel |
Hardware – eye hooks Quantity: 6 |
– | – | To secure bottles |
Hardware – metal corner braces (large) Imperial: 4" x 4" Metric: 10 cm x 10 cm Quantity: 8 |
– | – | Larger brackets to construct metal stand |
Hardware – metal corner braces (small) Imperial: 2 1/2" x 2 1/2" Metric: 6.4 cm x 6.4 cm Quantity: 6 |
– | – | Small brackets to connect bottle platforms to PVC pipe |
Hardware – metal corner gussets Imperial: 3" x 3" Metric: 7.6 cm x 7.6 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-616 | Flat brackets to construct metal stand |
Hardware – piano hinge Imperial: 36" Metric: 91 cm Quantity: 1 |
– | – | Connects two halves of PVC pipe |
Hardware – rivets Quantity: 40 |
– | – | To attach piano hinge to PVC tubing |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 60 |
– | – | Long thin bolts are required to secure bottle platforms around magentic stirrers |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 30 |
– | – | Larger shorter bolts are required to build the metal stand |
LED driver, constant voltage, 96W 24VDC UL Listed IP65 Driver Class 2 regulated power supply Quantity: 1 |
Magnitude Lighting, LED World | CVN96L24DC | Regulates power to the lights |
LED lights, Cinco Bright LED Flex Strip Quantity: 4 m roll |
EvenBright, LED World | FA128M57-4M-24V-X | Roll is trimmed into 4 x 1 m lengths and secured inside the PVC tube |
Light meter, handheld with submersible sperical probe Quantity: 1 |
LI-COR | LA-250A | Calibrate the reactors light intensity |
Light sensors Photosynthetic Light (PAR) Smart Sensor Quantity: 2 |
HOBO, Hoskin | S-LIA-M003 | Only one is required however two would be good practice in case one malfunctioned |
Magnetic stirrers (MIXdrive 1 XS) with external control units and power supply (MIXcontrol eco) Quantity: 3 |
2Mag, 2MAG USA | MF 40300 | Stirrers sit sandwiched in bottle platforms |
Metal plate Imperial: 24" x 8" Metric: 61 cm x 20.3 cm Quantity: 1 |
– | – | This is a surface on which to secure electronics, it is attached to the back of the reactor |
Pipe, white PVC Imperial: 6" diameter x 42" high Metric: 15.2 cm x 106.7 cm Quantity: 1 |
– | – | Cut lengthwise in two halves, used to house lights and bottles |
Plastic (HDPE) sheets Imperial: 4" x 4" x 1/4" Metric: 10 cm x 10 cm x 1 cm Quantity: 6 |
Inventables | 30291-01 | For bottle platforms which house magentic stirrers |
Rubber stoppers – GL45 size Quantity: 3 |
Duran, VWR | 76289-760 | Seals culture vessels |
Screw caps – with aperture and GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-45HTSC | Generates seal of culture vessels |
Slotted angle steel lengths Imperial: 1-1/2" X 48" x 0.074" Metric: 3.8 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-202 | Makes up the body of the metal stand |
Slotted flat steel lenghts Imperial: 1-3/8" x 48" x 0.074" Metric: 3.5 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 3 |
Paulin, Home Depot | 142-222 | Makes up the body of the metal stand |
Software – Easy Stand Alone (ESA) | https://www.dmxsoft.com/#apps | AKA LED control software | |
Software – Rigamo v3.1 | AKA data acquisition software | ||
Software – Storage Upgrade Tools (SUT) | https://store.dmxsoft.com// | ||
Stir bar Imperial: 1" x 5/16" Metric: 2.5 cm x 0.8 cm Quantity: 3 |
Fisherbrand | 14-513-59 | Stirs culture |
Switch box Quantity: 1 |
– | – | Turns power on/off to reactor |
Syringe, 10 mL Quantity: Multiple |
– | – | Optional if you wish to extract culture |
Tube adaptor fittings, plastic – Stopcock 1-way Quantity: 6 |
Masterflex, Cole Palmer | RK-12023-33 | Close/open culture vessel line |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of male and female luer lock fittings Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-30800-16; RK-30800-18; RK-45518-26; RK-45501-00; RK-45501-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of straight connectors Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-40616-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantity: 4 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-02 | Line from culture vessel to gas sensor |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 2 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-05 | Gas sensor standard tubing size |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantiy: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-27 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-30 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Zip ties, small Quantity: 1 packet |
Secure tube fittings |