Questa pubblicazione descrive la progettazione di fotobioreattori da laboratorio (PBR) con regimi di luce personalizzabili. La crescita di cianobatteri o microalghe, utilizzando il bicarbonato come fonte di carbonio, viene monitorata continuamente misurando la produzione volumetrica di ossigeno. Questi PBR facilitano confronti di crescita di laboratorio rapidi e replicati con un piccolo intervento dell’utente durante gli esperimenti.
Lo studio di laboratorio delle microalghe può essere sperimentalmente impegnativo. Oltre ai requisiti di coltivazione di microrganismi non fotosintetici, i fototrofi richiedono anche l’illuminazione. Di routine, i ricercatori cercano di fornire forniture di luce personalizzate, cioè variare l’intensità della luce e il tempo in cui viene consegnata. Tale flessibilità è difficile con le luci da banco standard. Di solito, gli studi di coltivazione richiedono anche confronti di crescita tra trattamenti sperimentali. Spesso, la crescita viene valutata per una durata prolungata, ad esempio, più volte al giorno per una prova di una settimana. Le misurazioni manuali possono richiedere molto tempo e non avere risoluzione dei dati. Pertanto, i fotobioreattori (PBR) con monitoraggio automatico della crescita e alimentazione della luce personalizzabile sono utili per esperimenti replicati con trattamenti multipli. Il lavoro attuale presenta la progettazione, la costruzione e il funzionamento dei PBR di laboratorio. I materiali sono facilmente reperibili e relativamente economici. Il design potrebbe essere duplicato con moderata abilità. Ogni struttura ha un’impronta di ~ 40 cm2 e ospita tre bottiglie di vetro da 1 L per la replica triplicata. Le bottiglie poggiano su piattaforme contenenti agitatori magnetici e sono disposte verticalmente all’interno di un tubo di cloruro di polivinile (PVC) alto 1 m e diametro 15 cm. L’interno del tubo è rivestito con diodi emettitori di luce (LED). Questi LED producono intensità luminose continue da fotoni 0-2400 μmol m-2 s-1 di radiazione fotosinteticamente attiva (PAR). Gli utenti progettano un programma di illuminazione personalizzato. L’intensità della luce può essere regolata ogni secondo o mantenuta costante per periodi più lunghi. L’ossigeno prodotto dalla fotosintesi esce da ogni bottiglia tramite un sensore di gas volumetrico unidirezionale. Il software viene utilizzato per registrare i dati del sensore di gas. La quantità di ossigeno prodotta può essere correlata alla crescita della biomassa. Se sono necessari campioni di biomassa, è possibile utilizzare una siringa per estrarre la coltura. Il metodo è adatto per le microalghe coltivate con bicarbonato come fonte di carbonio. Questi PBR sono preziosi per un laboratorio che richiede esperimenti replicati, flessibilità del regime di luce e dati di crescita continui ad alta risoluzione.
Microalghe e cianobatteri, collettivamente chiamati microalghe per semplicità, sono sostenuti per il loro potenziale nella biotecnologia sostenibile. Sono candidati interessanti per la loro rapida crescita, la capacità di essere coltivati su terreni non coltivabili e per il loro uso della luce solare per guidare la conversione dell’anidride carbonica in biomassa 1,2,3. La biomassa microalgale può essere convertita in prodotti come la bioenergia sotto forma di petrolio o gas, coloranti alimentari e integratori alimentari e materiali come i biopolimeri 1,4,5,6,7. Inoltre, possono essere utilizzati per trattare le acque reflue o bonificare i corpi idrici consumando nutrienti in eccesso 8,9. Detto questo, la ricerca microalgale è diffusa e consolidata. Il campo cresce man mano che la società riconsidera l’intensità di carbonio e la sostenibilità ambientale degli attuali approcci di produzione e generazione di energia.
Tre requisiti fondamentali degli studi di microalgali basati su laboratorio sono un vaso di coltura, una fonte di luce e un metodo per quantificare la crescita. Il termine fotobioreattore (PBR) descrive un set-up in cui i vasi di coltura sono illuminati10. Comunemente, gli studi sulle microalghe mirano a confrontare la crescita tra due o più trattamenti, ad esempio diversi mezzi di crescita, regimi di luce o specie 11,12,13. Per rilevanza statistica, ogni condizione, ad esempio il trattamento e il controllo, deve essere replicata. Se il controllo e il trattamento vengono eseguiti contemporaneamente, ciò significa che molti PBR devono essere monitorati e campionati per la durata di un esperimento. La sfida con il funzionamento di più PBR è duplice. In primo luogo, fornire un’intensità luminosa uniforme a ciascun PBR è essenziale per la riproducibilità, ma può essere difficile. La quantità di luce incidente sulla superficie del recipiente è influenzata dalla sua distanza dalla sorgente luminosa, dall’ombreggiatura dai vasi adiacenti e dalle fluttuazioni della luce di fondo14. In secondo luogo, è necessario selezionare un metodo per quantificare con precisione la crescita.
La crescita è comunemente misurata dal conteggio cellulare, dalla densità ottica (OD), dal contenuto di clorofilla A, dalla densità di peso secco (DW) e dalla densità di peso secco senza ceneri (AFDW)15. Il conteggio delle cellule, il contenuto di clorofilla A e i metodi gravimetrici sono processi manuali che producono punti dati discreti. L’OD può essere misurato in modo continuo e non invasivo con uno spettrofotometro, a condizione che sia ben calibrato rispetto a un altro metodo come la densità AFDW15. Tuttavia, le misurazioni OD e il contenuto di clorofilla A possono essere inaffidabili in quanto i risultati variano in diverse condizioni di coltura, ad esempio tra le specie e durante tutto il ciclodi crescita 15,16. Per la clorofilla A, il metodo di estrazione può anche influire sulla resa del pigmento17. Il contenuto di clorofilla A è particolarmente utile per tracciare la crescita delle microalghe all’interno di comunità microbiche che contengono anche organismi non fotosintetici17,18. Quando si sceglie un metodo per determinare la crescita, è essenziale considerare la morfologia della sospensione. Quando gli organismi si aggregano e non sono ben miscelati, la conta OD e cellulare non è possibile15. Un singolo metodo non è adatto a tutte le applicazioni sperimentali: i ricercatori devono decidere quali metodi sono pratici e rilevanti per i loro obiettivi sperimentali.
AFDW è un metodo affidabile che consente confronti di crescita tra varie condizioni di coltura, in particolare, tra specie e terreni di coltura 15,19,20. Per calcolare l’AFDW, un campione di coltura microalgale viene prima concentrato, mediante filtrazione o centrifugazione, ed essiccato. In questa fase, è possibile determinare il DW. Di solito, il campione DW contiene almeno l’8-10% di materiale inorganico di cenere come sali e particolato15. DW tiene traccia delle tendenze di crescita, ma può essere distorto se il contributo degli inorganici varia. Per determinare la densità AFDW, la biomassa secca viene bruciata ad alta temperatura; questo vaporizza la porzione organica o utile lasciando cenere (inorganica) dietro19. Per calcolare l’AFDW, il peso della frazione di cenere viene sottratto da quello della frazione DW. Tipicamente, nelle sospensioni microalgali, l’AFDW varia da 0,1 a 3 g / L 12,21,22. Piccoli volumi di sospensioni diluite producono poca biomassa secca, <10 mg. Dopo la combustione, la cenere può pesare solo 1 mg. Pertanto, a seconda della densità di coltura, questo metodo richiede volumi compresi tra 5-100 ml e scale analitiche accurate a 0,1 mg 12,15,19,22. I PBR di laboratorio sono in genere piccoli, un paio di litri al massimo, quindi ogni campione liquido esaurisce il volume di coltura. Inoltre, il metodo AFDW è manuale e richiede 2-3 giorni. Per gli esperimenti replicati e ripetitivi, è preferibile un processo automatizzato e continuo.
Per le microalghe che utilizzano il bicarbonato come fonte di carbonio, due metriche di crescita aggiuntive possono essere misurate continuamente. La fotosintesi consuma bicarbonato e produce ossigeno. Il consumo di bicarbonato aumenta il pH medio23. Una sonda di pH immersa può misurare questo cambiamento. La produzione di ossigeno fotosintetico aumenta la concentrazione di ossigeno disciolto (DO) del mezzo fino a quando il mezzo non è saturo. Oltre la saturazione, l’ossigeno esiste come bolle. La produzione di ossigeno viene misurata con molte tecniche diverse: le sonde misurano la concentrazione di DO, i dispositivi manometrici valutano la pressione dello spazio di testa, la gascromatografia misura la composizione dello spazio di testa e i sensori volumetrici registrano il deflusso di gas 24,25,26,27. Quando l’ossigeno viene utilizzato come proxy di crescita, i vasi di coltura devono essere completamente sigillati o consentire solo il deflusso di gas. Per le misurazioni del pH e dell’ossigeno, il carbonio deve essere fornito sotto forma di bicarbonato, non mediante sparging di CO2. Lo sparging di CO2 riduce il pHmedio 23 e, come gas, può disturbare le misurazioni dell’ossigeno. Un vantaggio del pH e dell’ossigeno rispetto alla densità ottica è che il metodo non è compromesso se le microalghe formano grumi. Sebbene indiretti, sia il pH che l’ossigeno sono efficaci nel confrontare la crescita tra i trattamenti.
I PBR in uso oggi variano in complessità. I laboratori possono utilizzare semplici palloni da banco, prototipi personalizzati o prodotti disponibili in commercio. Per i gruppi di ricerca che cercano di aggiornare dai palloni, il costo dei PBR commerciali o le competenze tecniche e la fabbricazione di parti necessarie per costruire molti prototipi possono essere una barriera. Questo manoscritto mira a descrivere la progettazione, la costruzione e il funzionamento passo-passo dei PBR di laboratorio che colmano questa lacuna. Questi PBR hanno un regime di luce personalizzabile e monitorano continuamente la crescita registrando la produzione volumetrica di ossigeno. Questo progetto ospita tre vasi di coltura per la replica triplicata e può essere costruito con moderata abilità e materiali facilmente accessibili. Questo PBR è una preziosa aggiunta a un laboratorio che cerca di espandere la sua capacità di ricerca microalgale senza investire in prodotti molto tecnici o costosi. Quando scelgono di acquisire o costruire un PBR, i ricercatori devono considerare l’idoneità di un progetto alle loro condizioni culturali, alla posizione finanziaria e alle domande di ricerca.
All’interno di questo protocollo, concentrarsi sui passaggi seguenti aumenta la probabilità di generare dati riproducibili e di alta qualità. Quando si costruisce il supporto del reattore (fase 1), la base deve essere robusta con supporti verticali ben allineati. L’acciaio a fessura ha spigoli vivi, quindi l’aggiunta di tappi di sicurezza è essenziale. Le superfici della piattaforma della bottiglia devono essere completamente piatte, l’agitatore magnetico e le teste dei bulloni devono entrambi trovarsi sotto la superficie dello strato superiore (passaggi 3.2-3.6). Secondo le istruzioni del produttore, il liquido di imballaggio del sensore di gas deve essere riempito con la “vite di tracciamento per il livello del liquido” per misurazioni accurate dell’ossigeno. Questo livello di liquido deve essere controllato regolarmente poiché l’evaporazione del liquido di imballaggio può cortocircuitare la cella di misurazione. Tutte e tre le tubazioni del gas realizzate nel punto 5.2 dovrebbero avere la stessa lunghezza; questo assicura che le repliche abbiano volumi di spazio di testa identici. Prima di iniziare un esperimento, è consigliabile testare il regime di luce programmata registrando l’intensità della luce su un periodo di 24 ore (passaggio 6.11). Se gli aumenti della temperatura del liquido destano preoccupazione, questo test dovrebbe includere anche una bottiglia sigillata con una sonda di temperatura interna (punto 6.11). Durante la registrazione, non uscire dalla finestra del software di acquisizione dati; questo terminerà la registrazione. Se si prelevano campioni di coltura, fare attenzione a non rilasciare gas dello spazio di testa aprendo le valvole nella sequenza sbagliata (passaggi 8.2-8.8). Durante la revisione dei dati sperimentali, si noti che il software di acquisizione dati genera automaticamente una media mobile della portata. Questo gonfia il valore di una o due letture di portata generate durante la notte. Curare manualmente i registri dei sensori di gas per correggere questo problema.
La battuta d’arresto più comune con questo metodo è il potenziale di cortocircuito del sensore di gas se il livello di imballaggio del liquido diminuisce. Ci sono due modi in cui questo può accadere. In primo luogo, l’evaporazione può ridurre lentamente il livello del liquido. Tuttavia, questo è improbabile in un esperimento a breve termine (<7 giorni)29. In secondo luogo, alti tassi di respirazione possono attirare ossigeno nella soluzione e generare uno spazio di testa sotto pressione. Quando l’energia luminosa non è disponibile, le microalghe utilizzano la respirazione aerobica per fornire l’energia necessaria per la manutenzione e la riparazione cellulare28. Quindi, nelle colture dense durante le ore non illuminate, il consumo di ossigeno e la conseguente sottopressione possono essere sostanziali. Questo aspira il liquido di imballaggio dai sensori di gas nella linea del gas. La distanza percorsa dal liquido di imballaggio è proporzionale alla quantità di respirazione notturna. Se il liquido di imballaggio entra nelle bottiglie, questo genera una chiazza d’olio sulla superficie del liquido.
Se sono previsti alti tassi di respirazione notturna, è possibile apportare modifiche al protocollo. Il modo più semplice per evitare la sottopressione è lasciare aperti gli spazi di testata della bottiglia durante la notte. Ciò ha anche il vantaggio di allentare i livelli di DO diminuendo la pressione parziale dello spazio di testa di O2. Si ritiene che alte concentrazioni di DO siano dannose per la crescita in quanto l’O2 può impedire l’attività di Rubisco e può innescare lo stress ossidativo30,31. Non è raro che le sospensioni di coltura raggiungano una sovrasaturazione 4x anche a contatto con l’atmosfera25,32. Per aprire lo spazio di testa, scollegare la linea del gas dall’ago che attraversa il tappo di gomma. Le ore notturne possono servire come finestra per rabboccare il liquido di imballaggio del sensore di gas o manipolare esperimenti continui con un impatto minimo sulla raccolta dei dati. Ad esempio, si può alterare la densità della coltura, aggiornare i nutrienti, aggiungere un emendamento o introdurre un agente patogeno. Le bombole devono essere richiuse e la linea del sensore di gas ricollegata prima che le luci si riaccendano. Le misurazioni dell’ossigeno raccolte da esperimenti con spazi di testa notturni chiusi rispetto a quelli aperti saranno diverse.
Quando le bottiglie rimangono sigillate, il consumo notturno di ossigeno riduce il numero di moli di O2 nello spazio di testa. Ciò fa sì che il liquido di imballaggio si insinui lungo la linea del sensore di gas per mantenere la pressione dello spazio di testa. Quando le luci si accendono, la produzione di ossigeno riprende. Il liquido di imballaggio deve essere reinserito nel sensore di gas prima che inizino le letture della portata. Questo ritardo è quindi proporzionale al grado di respirazione notturna. In questo modo, quando lo spazio di testa rimane chiuso, le letture O2 rappresentano la produzione netta di O2 (produzione fotosintetica – consumo respiratorio). Al contrario, quando lo spazio di testa è aperto di notte, il gas atmosferico sostituisce lo spazio di testa O2 consumato e nessun liquido di imballaggio entra nella linea del gas. Il risultato è che il consumo respiratorio di O2 non è contabilizzato nei dati di produzione di O2 . Ciò potrebbe ridurre l’accuratezza delle stime di crescita della biomassa AFDW. Tuttavia, non dovrebbe influire sull’utilità di utilizzare la produzione diurna di O2 come metrica per confrontare la crescita tra i trattamenti.
Tutti i PBR di laboratorio sono afflitti dalla stessa limitazione; le luci artificiali non possono replicare lo spettro solare. Le microalghe utilizzano lunghezze d’onda della luce tra 400-700 nm per la fotosintesi. Questa regione è indicata come radiazione fotosinteticamente attiva (PAR)33. La luce solare e la luce artificiale variano nel loro contributo relativo di lunghezze d’onda all’interno di questo intervallo. Questo, insieme a temperature favorevoli e una fornitura di luce costante, significa che i dati di crescita di laboratorio spesso non possono essere estrapolati in modo affidabile alle condizioni esterne. Questi PBR possono, tuttavia, affrontare uno dei limiti dell’alimentazione della luce PBR di laboratorio. L’intensità della luce solare è molto variabile durante il giorno, con la copertura nuvolosa che genera fluttuazioni transitorie nel PAR incidente. Il software di controllo dell’illuminazione e il controller di illuminazione DMX possono fornire intensità luminose da 0 a 2400 μmolfotoni m-2 s-1 e oltre. I regimi di luce possono essere suddivisi in incrementi individuali fino a 1 s. L’intensità della luce sintonizzabile consente all’utente di imitare i modelli di luce esterna più da vicino rispetto alle configurazioni PBR standard. Qui, gli intervalli simulati di 30 minuti all’alba e al tramonto svaniscono insieme i cicli giorno e notte (Tabella supplementare 1).
Sebbene la densità AFDW sia diventata la misura standard della crescita, questo metodo può richiedere volumi di coltura sostanziali, un periodo di elaborazione di 2-3 giorni e genera un punto dati alla volta. Inoltre, se le condizioni diventano sfavorevoli e le cellule muoiono, la densità AFDW non discrimina tra le cellule attivamente fotosintetizzanti e quelle che si stanno decomponendo. Quantificare il tasso di produzione di ossigeno fotosintetico serve come proxy di crescita alternativo. Questo design PBR può registrare continuamente la produzione di ossigeno con un piccolo intervento da parte dell’utente, preservando al contempo il volume della coltura. La risoluzione dei dati potrebbe essere migliorata selezionando un sensore di gas con un volume di cella di misura inferiore, ad esempio 1 mL. Inoltre, se le colture sono ben miscelate, gli utenti possono decidere di installare uno spettrofotometro per letture continue della densità ottica. Se si desidera il controllo della temperatura del mezzo, è possibile aggiungere un refrigeratore a ricircolo. Questi PBR sono una preziosa aggiunta a un laboratorio che cerca di espandere la sua capacità di ricerca microalgale senza ingenti investimenti finanziari. Sono particolarmente adatti a chi lavora con specie ad alta alcalinità e ad alto pH come la Spirulina. Questi PBR offrono flessibilità del regime di luce e sono validi per confronti di crescita rapidi, replicati e di laboratorio.
The authors have nothing to disclose.
Questo studio è stato sostenuto dal Natural Sciences and Engineering Research Council (NSERC), dalla Canada Foundation for Innovation (CFI), dal Canada First Research Excellence Fund (CFREF), dall’Alberta Innovates, dalla General Sir John Monash Foundation, dal governo dell’Alberta e dall’Università di Calgary. I ringraziamenti sono estesi a Mark Toonen per il lavoro elettrico e William Richardson per i calcoli di solubilità.
Aluminum channels Imperial: 0.90” x 39.37” Metric: 2.3 cm x 100 cm Quantity: 4 |
LED World | AC-AR1-1M | Required as a heat sink |
Bungee cords, small Quantity: 5 |
– | – | To secure bottles |
Computer – desktop/laptop Quantity: 1 |
– | – | – |
Data Logger, HOBO U30 USB Weather Station Quantity: 1 |
HOBO, Hoskin | U30-NRC-VIA-10-S100-000 | Records light sensor information |
Digital interface module, Rigamo, 4-channel Quantity: 1 |
Ritter | N/A | This is to transmit gas sensor data to the computer |
DMX decoder, 12~24 VDC, DMX-CV-4X5A Quantity: 1 |
LITECH, LED World | LT-840-6A | Transmit messages which alter the light pattern |
DMX lighting controller, SUSHI-RB-RJ Quantity: 1 |
Arcolis, Nicolaudie America Inc. | SUSHI-RB-RJ DMX | Encodes the lighting program |
Gas sensor packing liquid (Silox) Quantity: 1 L |
Ritter | https://www.ritter.de/en/data-sheets/silox | |
Gas sensor, volumetric Quantity: 3 |
Ritter | MGC-1 V3.4 PMMA (https://www.ritter.de/downloads/mgc-milligascounter-en) | Measures oxygen production |
Glass bottles, round 1 L with GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-1L | Culture vessels |
Hardware – end caps for slotted steel Quantity: 10 |
Paulin, Home Depot | 142-612 | To cover sharp edges of slotted steel |
Hardware – eye hooks Quantity: 6 |
– | – | To secure bottles |
Hardware – metal corner braces (large) Imperial: 4" x 4" Metric: 10 cm x 10 cm Quantity: 8 |
– | – | Larger brackets to construct metal stand |
Hardware – metal corner braces (small) Imperial: 2 1/2" x 2 1/2" Metric: 6.4 cm x 6.4 cm Quantity: 6 |
– | – | Small brackets to connect bottle platforms to PVC pipe |
Hardware – metal corner gussets Imperial: 3" x 3" Metric: 7.6 cm x 7.6 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-616 | Flat brackets to construct metal stand |
Hardware – piano hinge Imperial: 36" Metric: 91 cm Quantity: 1 |
– | – | Connects two halves of PVC pipe |
Hardware – rivets Quantity: 40 |
– | – | To attach piano hinge to PVC tubing |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 60 |
– | – | Long thin bolts are required to secure bottle platforms around magentic stirrers |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 30 |
– | – | Larger shorter bolts are required to build the metal stand |
LED driver, constant voltage, 96W 24VDC UL Listed IP65 Driver Class 2 regulated power supply Quantity: 1 |
Magnitude Lighting, LED World | CVN96L24DC | Regulates power to the lights |
LED lights, Cinco Bright LED Flex Strip Quantity: 4 m roll |
EvenBright, LED World | FA128M57-4M-24V-X | Roll is trimmed into 4 x 1 m lengths and secured inside the PVC tube |
Light meter, handheld with submersible sperical probe Quantity: 1 |
LI-COR | LA-250A | Calibrate the reactors light intensity |
Light sensors Photosynthetic Light (PAR) Smart Sensor Quantity: 2 |
HOBO, Hoskin | S-LIA-M003 | Only one is required however two would be good practice in case one malfunctioned |
Magnetic stirrers (MIXdrive 1 XS) with external control units and power supply (MIXcontrol eco) Quantity: 3 |
2Mag, 2MAG USA | MF 40300 | Stirrers sit sandwiched in bottle platforms |
Metal plate Imperial: 24" x 8" Metric: 61 cm x 20.3 cm Quantity: 1 |
– | – | This is a surface on which to secure electronics, it is attached to the back of the reactor |
Pipe, white PVC Imperial: 6" diameter x 42" high Metric: 15.2 cm x 106.7 cm Quantity: 1 |
– | – | Cut lengthwise in two halves, used to house lights and bottles |
Plastic (HDPE) sheets Imperial: 4" x 4" x 1/4" Metric: 10 cm x 10 cm x 1 cm Quantity: 6 |
Inventables | 30291-01 | For bottle platforms which house magentic stirrers |
Rubber stoppers – GL45 size Quantity: 3 |
Duran, VWR | 76289-760 | Seals culture vessels |
Screw caps – with aperture and GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-45HTSC | Generates seal of culture vessels |
Slotted angle steel lengths Imperial: 1-1/2" X 48" x 0.074" Metric: 3.8 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-202 | Makes up the body of the metal stand |
Slotted flat steel lenghts Imperial: 1-3/8" x 48" x 0.074" Metric: 3.5 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 3 |
Paulin, Home Depot | 142-222 | Makes up the body of the metal stand |
Software – Easy Stand Alone (ESA) | https://www.dmxsoft.com/#apps | AKA LED control software | |
Software – Rigamo v3.1 | AKA data acquisition software | ||
Software – Storage Upgrade Tools (SUT) | https://store.dmxsoft.com// | ||
Stir bar Imperial: 1" x 5/16" Metric: 2.5 cm x 0.8 cm Quantity: 3 |
Fisherbrand | 14-513-59 | Stirs culture |
Switch box Quantity: 1 |
– | – | Turns power on/off to reactor |
Syringe, 10 mL Quantity: Multiple |
– | – | Optional if you wish to extract culture |
Tube adaptor fittings, plastic – Stopcock 1-way Quantity: 6 |
Masterflex, Cole Palmer | RK-12023-33 | Close/open culture vessel line |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of male and female luer lock fittings Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-30800-16; RK-30800-18; RK-45518-26; RK-45501-00; RK-45501-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of straight connectors Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-40616-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantity: 4 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-02 | Line from culture vessel to gas sensor |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 2 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-05 | Gas sensor standard tubing size |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantiy: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-27 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-30 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Zip ties, small Quantity: 1 packet |
Secure tube fittings |