Cette publication décrit la conception de photobioréacteurs de laboratoire (PBR) avec des régimes lumineux personnalisables. La croissance des cyanobactéries ou des microalgues, utilisant le bicarbonate comme source de carbone, est surveillée en permanence en mesurant la production volumétrique d’oxygène. Ces PBR facilitent des comparaisons rapides et répliquées de la croissance en laboratoire avec peu d’intervention de l’utilisateur pendant les expériences.
L’étude en laboratoire des microalgues peut être expérimentalement difficile. En plus des exigences de culture des micro-organismes non photosynthétiques, les phototrophes nécessitent également un éclairage. Régulièrement, les chercheurs cherchent à fournir des fournitures lumineuses personnalisées, c’est-à-dire à faire varier l’intensité lumineuse et le temps pendant lequel elles sont livrées. Une telle flexibilité est difficile avec les lampes de paillasse standard. Habituellement, les études de culture nécessitent également des comparaisons de croissance entre les traitements expérimentaux. Souvent, la croissance est évaluée sur une durée prolongée, par exemple, plusieurs fois par jour au cours d’un essai d’une semaine. Les mesures manuelles peuvent prendre beaucoup de temps et manquer de résolution des données. Par conséquent, les photobioréacteurs (PBR) avec surveillance automatique de la croissance et alimentation lumineuse personnalisable sont utiles pour les expériences répliquées avec plusieurs traitements. Les travaux actuels présentent la conception, la construction et l’exploitation des PBR de laboratoire. Les matériaux sont faciles à trouver et relativement peu coûteux. La conception pourrait être dupliquée avec une habileté modérée. Chaque structure a une empreinte d’environ 40 cm2 et accueille trois bouteilles en verre de 1 L pour une réplication en triple. Les bouteilles reposent sur des plates-formes contenant des agitateurs magnétiques et sont disposées verticalement dans un tuyau en polychlorure de vinyle (PVC) de 1 m de haut et de 15 cm de diamètre. L’intérieur du tuyau est recouvert de diodes électroluminescentes (LED). Ces LED produisent des intensités lumineuses continues à partir de photons m-2400 μmol m-2 s-1 de rayonnement photosynthétiquement actif (PAR). Les utilisateurs conçoivent un programme d’éclairage personnalisé. L’intensité lumineuse peut être ajustée chaque seconde ou maintenue constante pendant de plus longues durées. L’oxygène produit par la photosynthèse sort de chaque bouteille via un capteur de gaz volumétrique unidirectionnel. Un logiciel est utilisé pour enregistrer les données des capteurs de gaz. La quantité d’oxygène produite peut être corrélée à la croissance de la biomasse. Si des échantillons de biomasse sont nécessaires, une seringue peut être utilisée pour extraire la culture. La méthode est adaptée aux microalgues cultivées avec du bicarbonate comme source de carbone. Ces PBR sont précieux pour un laboratoire qui a besoin d’expériences répliquées, d’une flexibilité du régime de lumière et de données de croissance continues à haute résolution.
Les microalgues et les cyanobactéries, collectivement appelées microalgues pour plus de simplicité, sont défendues pour leur potentiel dans la biotechnologie durable. Ils sont des candidats attrayants en raison de leur croissance rapide, de leur capacité à être cultivés sur des terres non arables et de leur utilisation de la lumière du soleil pour stimuler la conversion du dioxyde de carbone en biomasse 1,2,3. La biomasse de microalgues peut être convertie en produits tels que la bioénergie sous forme de pétrole ou de gaz, de colorants alimentaires et de suppléments nutritionnels, et en matériaux tels que les biopolymères 1,4,5,6,7. De plus, ils peuvent être utilisés pour traiter les eaux usées ou assainir les plans d’eau en consommant l’excès de nutriments 8,9. Compte tenu de cela, la recherche sur les microalgues est répandue et établie. Le domaine se développe à mesure que la société reconsidère l’intensité en carbone et la durabilité environnementale des approches actuelles de fabrication et de production d’énergie.
Trois exigences fondamentales des études de microalgues en laboratoire sont un récipient de culture, une source de lumière et une méthode pour quantifier la croissance. Le terme photobioréacteur (PBR) décrit une configuration dans laquelle les récipients de culture sont éclairés10. Généralement, les études sur les microalgues visent à comparer la croissance entre deux traitements ou plus, par exemple différents milieux de croissance, régimes de lumière ou espèces 11,12,13. Pour des raisons statistiques, chaque condition, par exemple le traitement et le contrôle, doit être reproduite. Si le contrôle et le traitement sont exécutés simultanément, cela signifie que de nombreux PBR doivent être surveillés et échantillonnés pendant toute la durée d’une expérience. Le défi lié à l’utilisation de plusieurs PBR est double. Tout d’abord, fournir une intensité lumineuse uniforme à chaque PBR est essentiel pour la reproductibilité, mais peut être difficile. La quantité de lumière incidente à la surface du navire est influencée par sa distance par rapport à la source lumineuse, l’ombrage des navires adjacents et les fluctuations de la lumière de fond14. Deuxièmement, il faut choisir une méthode pour quantifier avec précision la croissance.
La croissance est généralement mesurée par le nombre de cellules, la densité optique (OD), la teneur en chlorophylle A, la densité du poids sec (DW) et la densité du poids sec sans cendres (AFDW)15. Le nombre de cellules, la teneur en chlorophylle A et les méthodes gravimétriques sont des processus manuels qui produisent des points de données discrets. La DO peut être mesurée en continu et de manière non invasive avec un spectrophotomètre, à condition qu’elle soit bien calibrée par rapport à une autre méthode telle que la densité AFDW15. Cependant, les mesures de LA OD et la teneur en chlorophylle A peuvent ne pas être fiables, car les résultats varient selon les conditions de culture, par exemple entre les espèces et tout au long du cyclede croissance 15,16. Pour la chlorophylle A, la méthode d’extraction peut également avoir un impact sur le rendement enpigments 17. La teneur en chlorophylle A est particulièrement utile pour suivre la croissance des microalgues au sein des communautés microbiennes qui contiennent également des organismes non photosynthétiques17,18. Lors du choix d’une méthode pour déterminer la croissance, il est essentiel de prendre en compte la morphologie de la suspension. Lorsque les organismes s’agglutinent et ne sont pas bien mélangés, le NOMBRE de DO et de cellules n’est pas possible15. Une seule méthode n’est pas adaptée à toutes les applications expérimentales – les chercheurs doivent décider quelles méthodes sont pratiques et pertinentes pour leurs objectifs expérimentaux.
L’AFDW est une méthode fiable qui permet de comparer la croissance entre diverses conditions de culture, notamment entre les espèces et les milieux de culture 15,19,20. Pour calculer l’AFDW, un échantillon de culture de microalgues est d’abord concentré, soit par filtration, soit par centrifugation, puis séché. À ce stade, le DW peut être déterminé. Habituellement, l’échantillon de DW contient au moins 8 à 10% de cendres et de matières inorganiques telles que des sels et des particules15. DW suit les tendances de croissance, mais peut être faussé si la contribution des inorganiques varie. Pour déterminer la densité AFDW, la biomasse sèche est brûlée à haute température; cela vaporise la partie organique ou utile tout en laissant des cendres (inorganiques) derrière19. Pour calculer l’AFDW, le poids de la fraction de cendres est soustrait de celui de la fraction DW. En règle générale, dans les suspensions de microalgues, l’AFDW varie de 0,1 à 3 g/L 12,21,22. De petits volumes de suspensions diluées produisent peu de biomasse sèche, <10 mg. Après combustion, les cendres ne peuvent peser que 1 mg. Par conséquent, selon la densité de culture, cette méthode nécessite des volumes compris entre 5 et 100 mL et des échelles analytiques précises à 0,1 mg 12,15,19,22. Les PBR de laboratoire sont généralement petits, quelques litres au maximum, donc chaque échantillon liquide épuise le volume de culture. De plus, la méthode AFDW est manuelle et prend 2 à 3 jours. Pour les expériences répliquées et répétitives, un processus automatisé et continu est préférable.
Pour les microalgues qui utilisent le bicarbonate comme source de carbone, deux mesures de croissance supplémentaires peuvent être mesurées en continu. La photosynthèse consomme du bicarbonate et produit de l’oxygène. La consommation de bicarbonate fait augmenter le pH moyende 23. Une sonde de pH immergée peut mesurer ce changement. La production d’oxygène photosynthétique augmente la concentration d’oxygène dissous (OD) du milieu jusqu’à ce que le milieu soit saturé. Au-delà de la saturation, l’oxygène existe sous forme de bulles. La production d’oxygène est mesurée par de nombreuses techniques différentes: les sondes mesurent la concentration en OD, les dispositifs manométriques évaluent la pression de l’espace de tête, la chromatographie en phase gazeuse mesure la composition de l’espace de tête et les capteurs volumétriques enregistrent le débit de gaz 24,25,26,27. Lorsque l’oxygène est utilisé comme indicateur de croissance, les récipients de culture doivent être entièrement scellés ou ne permettre que l’écoulement de gaz. Pour les mesures de pH et d’oxygène, le carbone doit être fourni sous forme de bicarbonate, et non par épandage de CO2. Le dosage du CO2 diminue le pH du milieude 23 et, en tant que gaz, peut perturber les mesures d’oxygène. L’un des avantages du pH et de l’oxygène par rapport à la densité optique est que la méthode n’est pas compromise si les microalgues forment des amas. Bien qu’indirects, le pH et l’oxygène sont efficaces pour comparer la croissance entre les traitements.
Les PBR utilisés aujourd’hui sont plus complexes. Les laboratoires peuvent utiliser de simples flacons de paillasse, des prototypes personnalisés ou des produits disponibles dans le commerce. Pour les groupes de recherche qui cherchent à mettre à niveau à partir de flacons, le coût des PBR commerciaux ou les compétences techniques et la fabrication de pièces nécessaires à la construction de nombreux prototypes peuvent constituer un obstacle. Ce manuscrit vise à décrire la conception, la construction et l’exploitation étape par étape des PBR de laboratoire qui comblent cette lacune. Ces PBR ont un régime lumineux personnalisable et surveillent la croissance en continu en enregistrant la production volumétrique d’oxygène. Cette conception abrite trois récipients de culture pour une réplication en trois exemplaires et peut être construite avec une habileté modérée et des matériaux facilement accessibles. Ce PBR est un ajout précieux à un laboratoire qui cherche à étendre sa capacité de recherche sur les microalgues sans investir dans des produits très techniques ou coûteux. Lorsqu’ils choisissent d’acquérir ou de construire un PBR, les chercheurs doivent tenir compte de l’adéquation d’une conception à leurs conditions de culture, à leur situation financière et à leurs questions de recherche.
Dans ce protocole, se concentrer sur les étapes suivantes augmente la probabilité de générer des données reproductibles et de haute qualité. Lors de la construction du support du réacteur (étape 1), la base doit être robuste avec des supports verticaux bien alignés. L’acier fendu a des arêtes vives, de sorte que l’ajout de bouchons de sécurité est essentiel. Les surfaces de la plate-forme de la bouteille doivent être complètement plates, l’agitateur magnétique et les têtes de boulon doivent tous deux se trouver sous la surface de la couche supérieure (étapes 3.2 à 3.6). Selon les instructions du fabricant, le liquide d’emballage du capteur de gaz doit être rempli sur la « vis de traçage du niveau de liquide » pour des mesures précises de l’oxygène. Ce niveau de liquide doit être vérifié régulièrement car l’évaporation du liquide d’emballage peut court-circuiter la cellule de mesure. Les trois conduites de gaz fabriquées à l’étape 5.2 doivent avoir la même longueur; cela signifie que les répliques ont des volumes d’espace de tête identiques. Avant de commencer une expérience, il est conseillé de tester le régime lumineux programmé en enregistrant l’intensité lumineuse sur une période de 24 heures (étape 6.11). Si l’augmentation de la température du liquide est préoccupante, cet essai devrait également inclure une bouteille scellée avec une sonde de température interne (étape 6.11). Lors de la journalisation, ne quittez pas la fenêtre du logiciel d’acquisition de données; cela mettra fin à la journalisation. Si vous prélevez des échantillons de culture, veillez à ne pas libérer de gaz d’espace de tête en ouvrant les vannes dans le mauvais ordre (étapes 8.2 à 8.8). Lors de l’examen des données expérimentales, sachez que le logiciel d’acquisition de données génère automatiquement une moyenne mobile du débit. Cela gonfle la valeur d’une ou deux lectures de débit générées pendant la nuit. Organisez manuellement les journaux des capteurs de gaz pour y remédier.
Le recul le plus courant avec cette méthode est la possibilité de court-circuiter le capteur de gaz si le niveau d’emballage du liquide diminue. Cela peut se produire de deux façons. Tout d’abord, l’évaporation peut réduire lentement le niveau de liquide. Cependant, cela est peu probable sur une expérience à court terme (<7 jours)29. Deuxièmement, des taux de respiration élevés peuvent attirer l’oxygène dans la solution et générer un espace de tête sous pression. Lorsque l’énergie lumineuse n’est pas disponible, les microalgues utilisent la respiration aérobie pour fournir l’énergie nécessaire à l’entretien et à la réparationcellulaires 28. Par conséquent, dans les cultures denses pendant les heures non éclairées, la consommation d’oxygène et la sous-pression qui en résulte peuvent être importantes. Cela aspire le liquide d’emballage des capteurs de gaz dans la conduite de gaz. La distance parcourue par le liquide d’emballage est proportionnelle à la quantité de respiration nocturne. Si le liquide d’emballage pénètre dans les bouteilles, cela génère une nappe d’huile sur la surface du liquide.
Si des taux de respiration nocturne élevés sont attendus, des modifications peuvent être apportées au protocole. Le moyen le plus simple d’éviter la sous-pression est de laisser les espaces de tête de bouteille ouverts pendant la nuit. Cela a également l’avantage d’atténuer les niveaux d’OD en diminuant la pression partielle de l’espace de tête de O2. On pense que des concentrations élevées d’OD nuisent à la croissance, car l’O2 peut entraver l’activité de Rubisco et déclencher un stress oxydatif30,31. Il n’est pas rare que les suspensions de culture atteignent 4x la sursaturation même en contact avec l’atmosphère25,32. Pour ouvrir l’espace de tête, débranchez la conduite de gaz de l’aiguille enjambant le bouchon en caoutchouc. Les heures nocturnes peuvent servir de fenêtre pour recharger le liquide d’emballage du capteur de gaz ou manipuler des expériences continues ayant peu d’impact sur la collecte de données. Par exemple, on peut modifier la densité de culture, rafraîchir les nutriments, ajouter un amendement ou introduire un agent pathogène. Les bouteilles doivent être refermées et la ligne du capteur de gaz reconnectée avant que les lumières ne se rallument. Les mesures d’oxygène recueillies à partir d’expériences avec des espaces de tête fermés ou ouverts seront différentes.
Lorsque les bouteilles restent scellées, la consommation nocturne d’oxygène réduit le nombre de moles d’O2 dans l’espace de tête. Cela provoque le glissement du liquide d’emballage vers le haut de la conduite du capteur de gaz pour maintenir la pression de l’espace de tête. Lorsque les lumières s’allument, la production d’oxygène reprend. Le liquide d’emballage doit être repoussé dans le capteur de gaz avant que les lectures de débit ne commencent. Ce décalage est donc proportionnel au degré de respiration nocturne. De cette façon, lorsque l’espace de tête reste fermé, les lectures d’O2 représentent la production nette d’O2 (production photosynthétique – consommation respiratoire). Inversement, lorsque l’espace de tête est ouvert la nuit, le gaz atmosphérique remplace l’espace de têteO2 consommé, et aucun liquide d’emballage ne pénètre dans la conduite de gaz. Le résultat est que la consommation d’O2 respiratoire n’est pas prise en compte dans les données de production d’O2. Cela peut réduire la précision des estimations de la croissance de la biomasse de l’AFDW. Cependant, cela ne devrait pas avoir d’incidence sur l’utilité d’utiliser la production diurne d’O2 comme mesure pour comparer la croissance entre les traitements.
Tous les PBR de laboratoire sont affectés par la même limitation; les lumières artificielles ne peuvent pas reproduire le spectre solaire. Les microalgues utilisent des longueurs d’onde de lumière comprises entre 400 et 700 nm pour la photosynthèse. Cette région est appelée rayonnement photosynthétiquement actif (PAR)33. La lumière du soleil et la lumière artificielle varient dans leur contribution relative des longueurs d’onde dans cette gamme. Ceci, associé à des températures favorables et à un apport constant en lumière, signifie que les données de croissance en laboratoire ne peuvent souvent pas être extrapolées de manière fiable aux conditions extérieures. Ces PBR peuvent toutefois répondre à l’une des limites de l’alimentation en lumière PBR de laboratoire. L’intensité de la lumière du soleil est très variable tout au long de la journée, la couverture nuageuse générant des fluctuations transitoires du PAR incident. Le logiciel de contrôle de l’éclairage et le contrôleur d’éclairage DMX peuvent fournir des intensités lumineuses de 0 à 2400photons μmol m-2 s-1 et au-delà . Les régimes de lumière peuvent être décomposés en incréments individuels aussi courts que 1 s. L’intensité lumineuse réglable permet à l’utilisateur d’imiter les modèles de lumière extérieure plus étroitement que les configurations PBR standard. Ici, les intervalles simulés de 30 minutes à l’aube et au crépuscule estompent les cycles du jour et de la nuit ensemble (tableau supplémentaire 1).
Bien que la densité AFDW soit devenue la mesure standard de la croissance, cette méthode peut nécessiter des volumes de culture importants, une période de traitement de 2 à 3 jours et génère un point de données à la fois. De plus, si les conditions deviennent défavorables et que les cellules meurent, la densité AFDW ne fait pas de distinction entre les cellules photosynthétisantes actives et celles qui se décomposent. La quantification du taux de production d’oxygène photosynthétique sert de substitut de croissance alternatif. Cette conception PBR peut enregistrer la production d’oxygène en continu avec peu d’intervention de l’utilisateur tout en conservant le volume de culture. La résolution des données pourrait être améliorée en sélectionnant un capteur de gaz avec un volume de cellule de mesure inférieur, par exemple 1 mL. De plus, si les cultures sont bien mélangées, les utilisateurs peuvent décider d’installer un spectrophotomètre pour des lectures continues de densité optique. Si le contrôle de la température du milieu est souhaité, un refroidisseur à recirculation pourrait être ajouté. Ces PBR sont un ajout précieux à un laboratoire qui cherche à étendre sa capacité de recherche sur les microalgues sans investissement financier lourd. Ils sont particulièrement adaptés à ceux qui travaillent avec une alcalinité élevée, des espèces à pH élevé comme la spiruline. Ces PBR offrent une flexibilité de régime léger et sont valables pour des comparaisons rapides et répliquées de croissance en laboratoire.
The authors have nothing to disclose.
Cette étude a été soutenue par le Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie (CRSNG), la Fondation du Canada pour l’innovation (FCI), le Fonds d’excellence en recherche Canada First (CFREF), Alberta Innovates, la General Sir John Monash Foundation, le gouvernement de l’Alberta et l’Université de Calgary. Nous remercions Mark Toonen pour les travaux électriques et William Richardson pour les calculs de solubilité.
Aluminum channels Imperial: 0.90” x 39.37” Metric: 2.3 cm x 100 cm Quantity: 4 |
LED World | AC-AR1-1M | Required as a heat sink |
Bungee cords, small Quantity: 5 |
– | – | To secure bottles |
Computer – desktop/laptop Quantity: 1 |
– | – | – |
Data Logger, HOBO U30 USB Weather Station Quantity: 1 |
HOBO, Hoskin | U30-NRC-VIA-10-S100-000 | Records light sensor information |
Digital interface module, Rigamo, 4-channel Quantity: 1 |
Ritter | N/A | This is to transmit gas sensor data to the computer |
DMX decoder, 12~24 VDC, DMX-CV-4X5A Quantity: 1 |
LITECH, LED World | LT-840-6A | Transmit messages which alter the light pattern |
DMX lighting controller, SUSHI-RB-RJ Quantity: 1 |
Arcolis, Nicolaudie America Inc. | SUSHI-RB-RJ DMX | Encodes the lighting program |
Gas sensor packing liquid (Silox) Quantity: 1 L |
Ritter | https://www.ritter.de/en/data-sheets/silox | |
Gas sensor, volumetric Quantity: 3 |
Ritter | MGC-1 V3.4 PMMA (https://www.ritter.de/downloads/mgc-milligascounter-en) | Measures oxygen production |
Glass bottles, round 1 L with GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-1L | Culture vessels |
Hardware – end caps for slotted steel Quantity: 10 |
Paulin, Home Depot | 142-612 | To cover sharp edges of slotted steel |
Hardware – eye hooks Quantity: 6 |
– | – | To secure bottles |
Hardware – metal corner braces (large) Imperial: 4" x 4" Metric: 10 cm x 10 cm Quantity: 8 |
– | – | Larger brackets to construct metal stand |
Hardware – metal corner braces (small) Imperial: 2 1/2" x 2 1/2" Metric: 6.4 cm x 6.4 cm Quantity: 6 |
– | – | Small brackets to connect bottle platforms to PVC pipe |
Hardware – metal corner gussets Imperial: 3" x 3" Metric: 7.6 cm x 7.6 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-616 | Flat brackets to construct metal stand |
Hardware – piano hinge Imperial: 36" Metric: 91 cm Quantity: 1 |
– | – | Connects two halves of PVC pipe |
Hardware – rivets Quantity: 40 |
– | – | To attach piano hinge to PVC tubing |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 60 |
– | – | Long thin bolts are required to secure bottle platforms around magentic stirrers |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 30 |
– | – | Larger shorter bolts are required to build the metal stand |
LED driver, constant voltage, 96W 24VDC UL Listed IP65 Driver Class 2 regulated power supply Quantity: 1 |
Magnitude Lighting, LED World | CVN96L24DC | Regulates power to the lights |
LED lights, Cinco Bright LED Flex Strip Quantity: 4 m roll |
EvenBright, LED World | FA128M57-4M-24V-X | Roll is trimmed into 4 x 1 m lengths and secured inside the PVC tube |
Light meter, handheld with submersible sperical probe Quantity: 1 |
LI-COR | LA-250A | Calibrate the reactors light intensity |
Light sensors Photosynthetic Light (PAR) Smart Sensor Quantity: 2 |
HOBO, Hoskin | S-LIA-M003 | Only one is required however two would be good practice in case one malfunctioned |
Magnetic stirrers (MIXdrive 1 XS) with external control units and power supply (MIXcontrol eco) Quantity: 3 |
2Mag, 2MAG USA | MF 40300 | Stirrers sit sandwiched in bottle platforms |
Metal plate Imperial: 24" x 8" Metric: 61 cm x 20.3 cm Quantity: 1 |
– | – | This is a surface on which to secure electronics, it is attached to the back of the reactor |
Pipe, white PVC Imperial: 6" diameter x 42" high Metric: 15.2 cm x 106.7 cm Quantity: 1 |
– | – | Cut lengthwise in two halves, used to house lights and bottles |
Plastic (HDPE) sheets Imperial: 4" x 4" x 1/4" Metric: 10 cm x 10 cm x 1 cm Quantity: 6 |
Inventables | 30291-01 | For bottle platforms which house magentic stirrers |
Rubber stoppers – GL45 size Quantity: 3 |
Duran, VWR | 76289-760 | Seals culture vessels |
Screw caps – with aperture and GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-45HTSC | Generates seal of culture vessels |
Slotted angle steel lengths Imperial: 1-1/2" X 48" x 0.074" Metric: 3.8 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-202 | Makes up the body of the metal stand |
Slotted flat steel lenghts Imperial: 1-3/8" x 48" x 0.074" Metric: 3.5 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 3 |
Paulin, Home Depot | 142-222 | Makes up the body of the metal stand |
Software – Easy Stand Alone (ESA) | https://www.dmxsoft.com/#apps | AKA LED control software | |
Software – Rigamo v3.1 | AKA data acquisition software | ||
Software – Storage Upgrade Tools (SUT) | https://store.dmxsoft.com// | ||
Stir bar Imperial: 1" x 5/16" Metric: 2.5 cm x 0.8 cm Quantity: 3 |
Fisherbrand | 14-513-59 | Stirs culture |
Switch box Quantity: 1 |
– | – | Turns power on/off to reactor |
Syringe, 10 mL Quantity: Multiple |
– | – | Optional if you wish to extract culture |
Tube adaptor fittings, plastic – Stopcock 1-way Quantity: 6 |
Masterflex, Cole Palmer | RK-12023-33 | Close/open culture vessel line |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of male and female luer lock fittings Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-30800-16; RK-30800-18; RK-45518-26; RK-45501-00; RK-45501-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of straight connectors Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-40616-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantity: 4 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-02 | Line from culture vessel to gas sensor |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 2 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-05 | Gas sensor standard tubing size |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantiy: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-27 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-30 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Zip ties, small Quantity: 1 packet |
Secure tube fittings |