Esta publicación describe el diseño de fotobiorreactores de laboratorio (PBR) con regímenes de luz personalizables. El crecimiento de cianobacterias o microalgas, utilizando bicarbonato como fuente de carbono, se monitorea continuamente midiendo la producción volumétrica de oxígeno. Estos PBR facilitan comparaciones de crecimiento de laboratorio rápidas y replicadas con poca intervención del usuario durante los experimentos.
El estudio de laboratorio de microalgas puede ser un desafío experimental. Además de los requisitos de cultivo de microorganismos no fotosintéticos, los fotótrofos también requieren iluminación. Rutinariamente, los investigadores buscan proporcionar suministros de luz personalizados, es decir, variar la intensidad de la luz y el tiempo durante el cual se entrega. Tal flexibilidad es difícil con las luces de sobremesa estándar. Por lo general, los estudios de cultivo también requieren comparaciones de crecimiento entre tratamientos experimentales. Con frecuencia, el crecimiento se evalúa durante una duración prolongada, por ejemplo, varias veces al día durante un ensayo de una semana de duración. Las mediciones manuales pueden llevar mucho tiempo y carecer de resolución de datos. Por lo tanto, los fotobiorreactores (PBR) con monitoreo automático del crecimiento y suministro de luz personalizable son útiles para experimentos replicados con múltiples tratamientos. El trabajo actual presenta el diseño, construcción y operación de PBR de laboratorio. Los materiales son de fácil obtención y relativamente baratos. El diseño podría duplicarse con una habilidad moderada. Cada estructura tiene una huella de ~ 40 cm2 y alberga tres botellas de vidrio de 1 L para la replicación por triplicado. Las botellas descansan sobre plataformas que contienen agitadores magnéticos y están dispuestas verticalmente dentro de una tubería de cloruro de polivinilo (PVC) de 1 m de alto y 15 cm de diámetro. El interior de la tubería está revestido con diodos emisores de luz (LED). Estos LED producen intensidades de luz continuas de 0 a 2400 fotones μmol m-2 s-1 de radiación fotosintéticamente activa (PAR). Los usuarios diseñan un programa de iluminación personalizado. La intensidad de la luz se puede ajustar cada segundo o mantenerse constante durante más tiempo. El oxígeno producido a partir de la fotosíntesis sale de cada botella a través de un sensor de gas volumétrico unidireccional. El software se utiliza para registrar los datos del sensor de gas. La cantidad de oxígeno producido se puede correlacionar con el crecimiento de la biomasa. Si se requieren muestras de biomasa, se puede utilizar una jeringa para extraer el cultivo. El método es adecuado para microalgas cultivadas con bicarbonato como fuente de carbono. Estos PBR son valiosos para un laboratorio que requiere experimentos replicados, flexibilidad de régimen de luz y datos de crecimiento continuo de alta resolución.
Las microalgas y las cianobacterias, llamadas colectivamente microalgas por simplicidad, se defienden por su potencial en la biotecnología sostenible. Son candidatos atractivos debido a su rápido crecimiento, capacidad para ser cultivados en tierras no cultivables y por su uso de la luz solar para impulsar la conversión de dióxido de carbono en biomasa 1,2,3. La biomasa de microalgas se puede convertir en productos como la bioenergía en forma de petróleo o gas, colorantes alimentarios y suplementos nutricionales, y materiales como biopolímeros 1,4,5,6,7. Además, se pueden utilizar para tratar aguas residuales o remediar cuerpos de agua consumiendo exceso de nutrientes 8,9. Dado esto, la investigación de microalgas está muy extendida y establecida. El campo crece a medida que la sociedad reconsidera la intensidad de carbono y la sostenibilidad ambiental de los enfoques actuales de fabricación y generación de energía.
Tres requisitos fundamentales de los estudios de microalgas basados en laboratorio son un recipiente de cultivo, una fuente de luz y un método para cuantificar el crecimiento. El término fotobiorreactor (PBR) describe una configuración en la que se iluminan los vasos de cultivo10. Comúnmente, los estudios de microalgas tienen como objetivo comparar el crecimiento entre dos o más tratamientos, por ejemplo, diferentes medios de crecimiento, regímenes ligeros o especies 11,12,13. Para la relevancia estadística, cada condición, por ejemplo, tratamiento y control, debe ser replicada. Si el control y el tratamiento se ejecutan simultáneamente, esto significa que muchos PBR deben ser monitoreados y muestreados durante la duración de un experimento. El desafío de operar múltiples PBR es doble. En primer lugar, suministrar una intensidad de luz uniforme a cada PBR es esencial para la reproducibilidad, pero puede ser difícil. La cantidad de luz incidente en la superficie del recipiente está influenciada por su distancia de la fuente de luz, el sombreado de los recipientes adyacentes y las fluctuaciones de la luz de fondo14. En segundo lugar, se debe seleccionar un método para cuantificar con precisión el crecimiento.
El crecimiento se mide comúnmente por el recuento de células, la densidad óptica (OD), el contenido de clorofila A, la densidad de peso seco (DW) y la densidad de peso seco libre de cenizas (AFDW)15. Los recuentos celulares, el contenido de clorofila A y los métodos gravimétricos son procesos manuales que producen puntos de datos discretos. La OD se puede medir de forma continua y no invasiva con un espectrofotómetro, siempre que esté bien calibrado con otro método como la densidad AFDW15. Sin embargo, las mediciones de OD y el contenido de clorofila A pueden ser poco confiables, ya que los resultados varían en diferentes condiciones de cultivo, por ejemplo, entre especies y a lo largo del ciclo de crecimiento15,16. Para la clorofila A, el método de extracción también puede afectar el rendimiento del pigmento17. El contenido de clorofila A es particularmente útil para rastrear el crecimiento de microalgas dentro de comunidades microbianas que también contienen organismos no fotosintéticos17,18. Al elegir un método para determinar el crecimiento, es esencial considerar la morfología de la suspensión. Cuando los organismos se agrupan y no están bien mezclados, los recuentos de OD y células no sonposibles 15. Un solo método no es adecuado para todas las aplicaciones experimentales: los investigadores deben decidir qué métodos son prácticos y relevantes para sus objetivos experimentales.
AFDW es un método confiable que permite comparaciones de crecimiento entre diversas condiciones de cultivo, en particular, entre especies y medios de cultivo 15,19,20. Para calcular el AFDW, primero se concentra una muestra de cultivo de microalgas, ya sea por filtración o centrifugación, y se seca. En esta etapa, se puede determinar el DW. Por lo general, la muestra de DW contiene al menos un 8-10% de material inorgánico de cenizas, como sales y partículas15. DW rastrea las tendencias de crecimiento, pero puede estar sesgado si la contribución de los inorgánicos varía. Para determinar la densidad de AFDW, la biomasa seca se quema a alta temperatura; esto vaporiza la porción orgánica o útil mientras deja cenizas (inorgánicas) detrás de19. Para calcular el AFDW, el peso de la fracción de ceniza se resta del de la fracción de DW. Típicamente, en suspensiones de microalgas, AFDW varía de 0.1 a 3 g / L 12,21,22. Pequeños volúmenes de suspensiones diluidas producen poca biomasa seca, <10 mg. Después de la combustión, la ceniza solo puede pesar 1 mg. Por lo tanto, dependiendo de la densidad de cultivo, este método requiere volúmenes entre 5-100 ml y escalas analíticas precisas a 0,1 mg 12,15,19,22. Los PBR de laboratorio suelen ser pequeños, un par de litros como máximo, por lo tanto, cada muestra líquida agota el volumen de cultivo. Además, el método AFDW es manual y tarda de 2 a 3 días. Para experimentos replicados y repetitivos, es preferible un proceso automatizado y continuo.
Para las microalgas que utilizan bicarbonato como fuente de carbono, se pueden medir continuamente dos métricas de crecimiento adicionales. La fotosíntesis consume bicarbonato y produce oxígeno. El consumo de bicarbonato eleva el pH medio23. Una sonda de pH sumergida puede medir este cambio. La producción de oxígeno fotosintético aumenta la concentración de oxígeno disuelto (DO) del medio hasta que el medio se satura. Más allá de la saturación, el oxígeno existe como burbujas. La producción de oxígeno se mide mediante muchas técnicas diferentes: las sondas miden la concentración de OD, los dispositivos manométricos evalúan la presión del espacio de cabeza, la cromatografía de gases mide la composición del espacio de cabeza y los sensores volumétricos registran la salida de gas 24,25,26,27. Cuando se utiliza oxígeno como un proxy de crecimiento, los recipientes de cultivo deben estar completamente sellados o permitir solo la salida de gas. Para las mediciones de pH y oxígeno, el carbono debe suministrarse en forma de bicarbonato, no mediante la absorción de CO2. El ahorro de CO2 disminuye el pH medio23 y, como gas, puede alterar las mediciones de oxígeno. Una ventaja del pH y el oxígeno sobre la densidad óptica es que el método no se ve comprometido si las microalgas forman grupos. Aunque indirectos, tanto el pH como el oxígeno son efectivos para comparar el crecimiento entre los tratamientos.
Los PBR en uso hoy en día varían en complejidad. Los laboratorios pueden usar matraces de sobremesa simples, prototipos personalizados o productos disponibles comercialmente. Para los grupos de investigación que buscan actualizar a partir de matraces, el costo de los PBR comerciales o la habilidad técnica y la fabricación de piezas requerida para construir muchos prototipos puede ser una barrera. Este manuscrito tiene como objetivo describir el diseño paso a paso, la construcción y la operación de pbr de laboratorio que cierran esta brecha. Estos PBR tienen un régimen de luz personalizable y monitorean el crecimiento continuamente mediante el registro de la producción volumétrica de oxígeno. Este diseño alberga tres recipientes de cultivo para la replicación triplicada y se puede construir con habilidades moderadas y materiales de fácil acceso. Este PBR es una valiosa adición a un laboratorio que busca expandir su capacidad para la investigación de microalgas sin invertir en productos muy técnicos o costosos. Al elegir adquirir o construir un PBR, los investigadores deben considerar la idoneidad de un diseño para sus condiciones culturales, posición financiera y preguntas de investigación.
Dentro de este protocolo, centrarse en los siguientes pasos aumenta la probabilidad de generar datos reproducibles y de alta calidad. Al construir el soporte del reactor (paso 1), la base debe ser resistente con soportes verticales bien alineados. El acero ranurado tiene bordes afilados, por lo que la adición de tapas de seguridad es esencial. Las superficies de la plataforma de la botella deben ser completamente planas, el agitador magnético y las cabezas de los pernos deben sentarse debajo de la superficie de la capa superior (pasos 3.2-3.6). De acuerdo con las instrucciones del fabricante, el líquido de embalaje del sensor de gas debe llenarse con el “tornillo de rastreo para el nivel de líquido” para mediciones precisas de oxígeno. Este nivel de líquido debe verificarse regularmente, ya que la evaporación del líquido de embalaje puede cortocircuitar la celda de medición. Las tres líneas de gas hechas en el paso 5.2 deben tener la misma longitud; esto asegura que las réplicas tengan volúmenes de espacio de cabeza idénticos. Antes de comenzar un experimento, es aconsejable probar el régimen de luz programado registrando la intensidad de la luz durante un período de 24 h (paso 6.11). Si los aumentos en la temperatura del líquido son motivo de preocupación, esta prueba también debe incluir una botella sellada con una sonda de temperatura interna (paso 6.11). Al iniciar sesión, no salga de la ventana del software de adquisición de datos; esto terminará el registro. Si toma muestras de cultivo, tenga cuidado de no liberar gas de espacio de cabeza abriendo válvulas en la secuencia incorrecta (pasos 8.2-8.8). Al revisar los datos experimentales, tenga en cuenta que el software de adquisición de datos genera automáticamente una media móvil del caudal. Esto infla el valor de una o dos lecturas de caudal generadas durante la noche. Curar los registros del sensor de gas manualmente para rectificar esto.
El contratiempo más común con este método es el potencial de cortocircuitar el sensor de gas si el nivel de empaque de líquido disminuye. Hay dos formas en que esto puede ocurrir. En primer lugar, la evaporación puede reducir lentamente el nivel de líquido. Sin embargo, esto es poco probable durante un experimento a corto plazo (<7 días)29. En segundo lugar, las altas tasas de respiración pueden atraer oxígeno a la solución y generar un espacio de cabeza bajo presión. Cuando la energía de la luz no está disponible, las microalgas utilizan la respiración aeróbica para suministrar la energía requerida para el mantenimiento y la reparación celular28. Por lo tanto, en cultivos densos durante horas no iluminadas, el consumo de oxígeno y la presión resultante pueden ser sustanciales. Esto succiona el líquido de embalaje de los sensores de gas en la línea de gas. La distancia que recorre el líquido de embalaje es proporcional a la cantidad de respiración nocturna. Si el líquido de embalaje entra en las botellas, esto genera una mancha de aceite en la superficie del líquido.
Si se esperan altas tasas de respiración nocturna, se pueden realizar modificaciones al protocolo. La forma más sencilla de evitar la presión es dejar los espacios de la cabeza de la botella abiertos durante la noche. Esto también tiene la ventaja de aliviar los niveles de OD al disminuir la presión parcial del espacio de cabeza de O2. Se cree que las altas concentraciones de OD son perjudiciales para el crecimiento, ya que el O2 puede impedir la actividad de Rubisco y puede desencadenar el estrés oxidativo30,31. No es raro que las suspensiones de cultivo alcancen 4 veces la sobresaturación incluso cuando están en contacto con la atmósfera25,32. Para abrir el espacio de cabeza, desconecte la línea de gas de la aguja que atraviesa el tapón de goma. Las horas nocturnas pueden servir como una ventana para recargar el líquido que contiene el sensor de gas o manipular experimentos continuos con poco impacto en la recopilación de datos. Por ejemplo, uno puede alterar la densidad del cultivo, refrescar nutrientes, agregar una enmienda o introducir un patógeno. Las botellas deben volver a sellarse y la línea del sensor de gas debe volver a conectarse antes de que las luces vuelvan a encenderse. Las mediciones de oxígeno recogidas de los experimentos con espacios nocturnos cerrados versus abiertos diferirán.
Cuando las botellas permanecen selladas, el consumo nocturno de oxígeno reduce el número de moles de O2 en el espacio de cabeza. Esto hace que el líquido de embalaje se arrastre por la línea del sensor de gas para mantener la presión del espacio de cabeza. Cuando las luces se encienden, se reanuda la producción de oxígeno. El líquido de embalaje debe ser empujado de nuevo en el sensor de gas antes de que comiencen las lecturas de caudal. Por lo tanto, este retraso es proporcional al grado de respiración nocturna. De esta manera, cuando el espacio de cabeza permanece cerrado, las lecturas de O2 representan la producción neta de O2 (producción fotosintética – consumo respiratorio). Por el contrario, cuando el espacio de cabeza está abierto por la noche, el gas atmosférico reemplaza el espacio de cabeza O2 que se consume, y ningún líquido de embalaje ingresa a la línea de gas. El resultado es que el consumo de O2 respiratorio no se tiene en cuenta en los datos de producción de O2 . Esto puede reducir la precisión de las estimaciones de crecimiento de biomasa afDW. Sin embargo, no debe afectar la utilidad de usar la producción diurna de O2 como métrica para comparar el crecimiento entre tratamientos.
Todos los PBR de laboratorio se ven afectados por la misma limitación; las luces artificiales no pueden replicar el espectro solar. Las microalgas utilizan longitudes de onda de luz entre 400-700 nm para la fotosíntesis. Esta región se conoce como radiación fotosintéticamente activa (PAR)33. La luz solar y la luz artificial varían en su contribución relativa de longitudes de onda dentro de este rango. Esto, junto con temperaturas favorables y un suministro de luz constante, significa que los datos de crecimiento del laboratorio a menudo no se pueden extrapolar de manera confiable a las condiciones exteriores. Sin embargo, estos PBR pueden abordar una de las limitaciones del suministro de luz PBR de laboratorio. La intensidad de la luz solar es muy variable a lo largo del día, con una capa de nubes que genera fluctuaciones transitorias en el PAR incidente. El software de control de iluminación y el controlador de iluminación DMX pueden proporcionar intensidades de luz de 0 a 2400fotones μmol m-2 s-1 y más. Los regímenes de luz se pueden dividir en incrementos individuales tan cortos como 1 s. La intensidad de la luz ajustable permite al usuario imitar los patrones de luz exterior más de cerca que las configuraciones PBR estándar. Aquí, los intervalos simulados de 30 minutos al amanecer y al atardecer desvanecen los ciclos diurnos y nocturnos juntos (Tabla suplementaria 1).
Aunque la densidad afDW se ha convertido en la medida estándar de crecimiento, este método puede requerir volúmenes de cultivo sustanciales, un período de procesamiento de 2 a 3 días y genera un punto de datos a la vez. Además, si las condiciones se vuelven desfavorables y las células mueren, la densidad de AFDW no discrimina entre las células fotosintetizadoras activas y las que se están descomponiendo. Cuantificar la tasa de producción de oxígeno fotosintético sirve como un proxy de crecimiento alternativo. Este diseño de PBR puede registrar la producción de oxígeno continuamente con poca intervención del usuario mientras conserva el volumen de cultivo. La resolución de los datos podría mejorarse seleccionando un sensor de gas con un volumen de celda de medición más bajo, por ejemplo, 1 ml. Además, si los cultivos están bien mezclados, los usuarios pueden decidir instalar un espectrofotómetro para lecturas continuas de densidad óptica. Si se desea controlar la temperatura del medio, se podría agregar un enfriador de recirculación. Estos PBR son una valiosa adición a un laboratorio que busca expandir su capacidad de investigación de microalgas sin una gran inversión financiera. Son particularmente adecuados para aquellos que trabajan con especies de alta alcalinidad y alto pH como la espirulina. Estos PBR ofrecen flexibilidad de régimen ligero y son válidos para comparaciones de crecimiento de laboratorio rápidas y replicadas.
The authors have nothing to disclose.
Este estudio fue apoyado por el Consejo de Investigación de Ciencias Naturales e Ingeniería (NSERC), la Fundación Canadiense para la Innovación (CFI), el Fondo de Excelencia en Investigación de Canadá First (CFREF), Alberta Innovates, la Fundación General Sir John Monash, el Gobierno de Alberta y la Universidad de Calgary. Se agradece a Mark Toonen por el trabajo eléctrico y a William Richardson por los cálculos de solubilidad.
Aluminum channels Imperial: 0.90” x 39.37” Metric: 2.3 cm x 100 cm Quantity: 4 |
LED World | AC-AR1-1M | Required as a heat sink |
Bungee cords, small Quantity: 5 |
– | – | To secure bottles |
Computer – desktop/laptop Quantity: 1 |
– | – | – |
Data Logger, HOBO U30 USB Weather Station Quantity: 1 |
HOBO, Hoskin | U30-NRC-VIA-10-S100-000 | Records light sensor information |
Digital interface module, Rigamo, 4-channel Quantity: 1 |
Ritter | N/A | This is to transmit gas sensor data to the computer |
DMX decoder, 12~24 VDC, DMX-CV-4X5A Quantity: 1 |
LITECH, LED World | LT-840-6A | Transmit messages which alter the light pattern |
DMX lighting controller, SUSHI-RB-RJ Quantity: 1 |
Arcolis, Nicolaudie America Inc. | SUSHI-RB-RJ DMX | Encodes the lighting program |
Gas sensor packing liquid (Silox) Quantity: 1 L |
Ritter | https://www.ritter.de/en/data-sheets/silox | |
Gas sensor, volumetric Quantity: 3 |
Ritter | MGC-1 V3.4 PMMA (https://www.ritter.de/downloads/mgc-milligascounter-en) | Measures oxygen production |
Glass bottles, round 1 L with GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-1L | Culture vessels |
Hardware – end caps for slotted steel Quantity: 10 |
Paulin, Home Depot | 142-612 | To cover sharp edges of slotted steel |
Hardware – eye hooks Quantity: 6 |
– | – | To secure bottles |
Hardware – metal corner braces (large) Imperial: 4" x 4" Metric: 10 cm x 10 cm Quantity: 8 |
– | – | Larger brackets to construct metal stand |
Hardware – metal corner braces (small) Imperial: 2 1/2" x 2 1/2" Metric: 6.4 cm x 6.4 cm Quantity: 6 |
– | – | Small brackets to connect bottle platforms to PVC pipe |
Hardware – metal corner gussets Imperial: 3" x 3" Metric: 7.6 cm x 7.6 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-616 | Flat brackets to construct metal stand |
Hardware – piano hinge Imperial: 36" Metric: 91 cm Quantity: 1 |
– | – | Connects two halves of PVC pipe |
Hardware – rivets Quantity: 40 |
– | – | To attach piano hinge to PVC tubing |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 60 |
– | – | Long thin bolts are required to secure bottle platforms around magentic stirrers |
Hardware – set of bolts, nuts, washers Quantity: 30 |
– | – | Larger shorter bolts are required to build the metal stand |
LED driver, constant voltage, 96W 24VDC UL Listed IP65 Driver Class 2 regulated power supply Quantity: 1 |
Magnitude Lighting, LED World | CVN96L24DC | Regulates power to the lights |
LED lights, Cinco Bright LED Flex Strip Quantity: 4 m roll |
EvenBright, LED World | FA128M57-4M-24V-X | Roll is trimmed into 4 x 1 m lengths and secured inside the PVC tube |
Light meter, handheld with submersible sperical probe Quantity: 1 |
LI-COR | LA-250A | Calibrate the reactors light intensity |
Light sensors Photosynthetic Light (PAR) Smart Sensor Quantity: 2 |
HOBO, Hoskin | S-LIA-M003 | Only one is required however two would be good practice in case one malfunctioned |
Magnetic stirrers (MIXdrive 1 XS) with external control units and power supply (MIXcontrol eco) Quantity: 3 |
2Mag, 2MAG USA | MF 40300 | Stirrers sit sandwiched in bottle platforms |
Metal plate Imperial: 24" x 8" Metric: 61 cm x 20.3 cm Quantity: 1 |
– | – | This is a surface on which to secure electronics, it is attached to the back of the reactor |
Pipe, white PVC Imperial: 6" diameter x 42" high Metric: 15.2 cm x 106.7 cm Quantity: 1 |
– | – | Cut lengthwise in two halves, used to house lights and bottles |
Plastic (HDPE) sheets Imperial: 4" x 4" x 1/4" Metric: 10 cm x 10 cm x 1 cm Quantity: 6 |
Inventables | 30291-01 | For bottle platforms which house magentic stirrers |
Rubber stoppers – GL45 size Quantity: 3 |
Duran, VWR | 76289-760 | Seals culture vessels |
Screw caps – with aperture and GL45 neck Quantity: 3 |
Corning, Capitol Scientific | 1395-45HTSC | Generates seal of culture vessels |
Slotted angle steel lengths Imperial: 1-1/2" X 48" x 0.074" Metric: 3.8 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 6 |
Paulin, Home Depot | 142-202 | Makes up the body of the metal stand |
Slotted flat steel lenghts Imperial: 1-3/8" x 48" x 0.074" Metric: 3.5 cm x 122 cm x 0.19 cm Quantity: 3 |
Paulin, Home Depot | 142-222 | Makes up the body of the metal stand |
Software – Easy Stand Alone (ESA) | https://www.dmxsoft.com/#apps | AKA LED control software | |
Software – Rigamo v3.1 | AKA data acquisition software | ||
Software – Storage Upgrade Tools (SUT) | https://store.dmxsoft.com// | ||
Stir bar Imperial: 1" x 5/16" Metric: 2.5 cm x 0.8 cm Quantity: 3 |
Fisherbrand | 14-513-59 | Stirs culture |
Switch box Quantity: 1 |
– | – | Turns power on/off to reactor |
Syringe, 10 mL Quantity: Multiple |
– | – | Optional if you wish to extract culture |
Tube adaptor fittings, plastic – Stopcock 1-way Quantity: 6 |
Masterflex, Cole Palmer | RK-12023-33 | Close/open culture vessel line |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of male and female luer lock fittings Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-30800-16; RK-30800-18; RK-45518-26; RK-45501-00; RK-45501-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tube adaptor fittings, plastic – variety of straight connectors Imperial: to fit 1/16" and 1/8" ID tubing Metric: to fit 1.59 mm and 3.18 mm tubing Quantity: Multiple packets |
Masterflex, Cole Palmer | RK-40616-04 | Many different combinations can achieve the same end result, best to order a variety of fittings |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantity: 4 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-02 | Line from culture vessel to gas sensor |
Tubing, flexible, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 2 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06422-05 | Gas sensor standard tubing size |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1.59 mm, 0D = 3.18 mm Quantiy: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-27 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Tubing, rigid, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3.18 mm, 0D = 6.35 mm Quantity: 1 m |
Masterflex, Cole Palmer | RK-06605-30 | Spans rubber stopper allowing gas to exit |
Zip ties, small Quantity: 1 packet |
Secure tube fittings |