نموذج مبسط لزرع صمام القلب غير المتجانس في القوارض
Summary
يصف هذا البروتوكول طريقة بسيطة وفعالة لزرع وريقات الصمام الأبهري تحت الكبسولة الكلوية للسماح بدراسة الحساسية لصمامات القلب.
Abstract
هناك حاجة سريرية ملحة لاستبدال صمام القلب التي يمكن أن تنمو عند الأطفال. يقترح زرع صمام القلب كنوع جديد من عمليات الزرع مع إمكانية توفير صمامات قلب متينة قادرة على النمو الجسدي دون الحاجة إلى منع التخثر. ومع ذلك، لا تزال البيولوجيا المناعية لعمليات زرع صمام القلب غير مستكشفة، مما يسلط الضوء على الحاجة إلى نماذج حيوانية لدراسة هذا النوع الجديد من عمليات الزرع. تم وصف نماذج الفئران السابقة لزرع الصمام الأبهري غير المتجانس في الشريان الأورطي البطني ، على الرغم من أنها صعبة تقنيا ومكلفة. لمواجهة هذا التحدي ، تم تطوير نموذج زرع تحت المحفظة الكلوية في القوارض كطريقة عملية وأكثر وضوحا لدراسة البيولوجيا المناعية لزرع صمام القلب. في هذا النموذج ، يتم حصاد وريقة صمام أبهري واحدة وإدخالها في الفضاء تحت المحفظة الكلوية. يمكن الوصول إلى الكلى بسهولة ، ويتم احتواء الأنسجة المزروعة بشكل آمن في مساحة تحت المحفظة التي يتم توعيتها بشكل جيد ويمكن أن تستوعب مجموعة متنوعة من أحجام الأنسجة. علاوة على ذلك ، نظرا لأن الفئران الواحدة يمكن أن توفر ثلاثة منشورات أبهرية من متبرع ويمكن أن توفر كلية واحدة مواقع متعددة للأنسجة المزروعة ، فهناك حاجة إلى عدد أقل من الفئران لدراسة معينة. هنا ، يتم وصف تقنية الزرع ، مما يوفر خطوة مهمة إلى الأمام في دراسة مناعة الزرع لزرع صمام القلب.
Introduction
عيوب القلب الخلقية هي الإعاقة الخلقية الأكثر شيوعا لدى البشر ، حيث تؤثر على 7 من كل 1000 طفل مولود على قيد الحياة كل عام1. على عكس المرضى البالغين الذين يتم زرع العديد من الصمامات الميكانيكية والاصطناعية الحيوية بشكل روتيني ، لا يملك المرضى الأطفال حاليا خيارات جيدة لاستبدال الصمام. هذه الغرسات التقليدية ليس لديها القدرة على النمو في الأطفال المتلقين. ونتيجة لذلك، هناك حاجة إلى إعادة العمليات المرضية لاستبدال غرسات صمام القلب بإصدارات أكبر على التوالي مع نمو الأطفال، وغالبا ما يحتاج الأطفال المصابون إلى ما يصل إلى خمس عمليات جراحية أو أكثر للقلب المفتوح في حياتهم 2,3. أظهرت الدراسات أن التحرر من التدخل أو الوفاة ضعيف بشكل كبير بالنسبة للرضع مقارنة بالأطفال الأكبر سنا ، حيث يواجه 60٪ من الرضع الذين لديهم صمامات قلب اصطناعية إعادة التشغيل أو الوفاة في غضون 3 سنوات من العملية الأولية4. لذلك ، هناك حاجة ملحة لتقديم صمام القلب الذي يمكن أن ينمو ويحافظ على وظيفته في المرضى الأطفال.
على مدى عقود، تركزت محاولات تقديم بدائل صمامات القلب المتنامية على هندسة الأنسجة والخلايا الجذعية. ومع ذلك ، فإن محاولات ترجمة هذه الصمامات إلى العيادة لم تنجح حتى الآن5،6،7،8. لمعالجة هذا الأمر، يقترح إجراء عملية زرع صمام القلب كعملية أكثر إبداعا لتقديم عمليات استبدال صمام القلب المتنامية التي لديها القدرة على الإصلاح الذاتي وتجنب تكوين الجلطات. بدلا من زرع القلب كله ، يتم زرع صمام القلب فقط ثم ينمو مع الطفل المتلقي ، على غرار عمليات زرع القلب التقليدية أو توقيع روس الرئوي9،10،11. بعد العملية الجراحية، سيتلقى الأطفال المتلقين كبت المناعة حتى يمكن استبدال الصمام المزروع بطرف اصطناعي ميكانيكي بحجم البالغين عندما لا يكون نمو الصمام مطلوبا. ومع ذلك ، فإن بيولوجيا زرع الطعوم زرع صمام القلب لا تزال غير مستكشفة. لذلك ، هناك حاجة إلى نماذج حيوانية لدراسة هذا النوع الجديد من عمليات الزرع.
تم وصف العديد من نماذج الفئران سابقا لزرع الصمام الأبهري غير المتجانس في الشريان الأبهري البطني12،13،14،15،16،17،18. ومع ذلك ، فإن هذه النماذج صعبة للغاية ، وغالبا ما تتطلب جراحين مدربين للعمل بنجاح. بالإضافة إلى ذلك ، فهي مكلفة وتستغرق وقتا طويلا19. تم تطوير نموذج جديد للفئران لإنشاء نموذج حيواني أبسط لدراسة البيولوجيا المناعية لعمليات زرع صمام القلب. يتم استئصال وريقات الصمام الأبهري المفردة وإدخالها في الفضاء تحت المحفظة الكلوية. الكلى مناسبة بشكل خاص لدراسة رفض الزرع لأنها شديدة الأوعية الدموية مع إمكانية الوصول إلى الخلايا المناعية المتداولة20,21. في حين أن العديد من الآخرين قد استخدموا نموذجا تحت المحفظة الكلوية لدراسة بيولوجيا الزرع لعمليات زرع اللوغراف الأخرى مثل البنكرياس والكبد والكلى والقرنية 22،23،24،25،26،27 ، هذا هو الوصف الأول لزرع أنسجة القلب في هذا الموقف. هنا ، يتم وصف تقنية الزرع ، مما يوفر خطوة مهمة إلى الأمام في دراسة مناعة الزرع لزرع صمام القلب.
Protocol
Representative Results
Discussion
الأهمية والتطبيقات المحتملة
في حين يتم استخدام صمامات القلب الميكانيكية والاصطناعية الحيوية بشكل روتيني في المرضى البالغين الذين يحتاجون إلى استبدال الصمام، فإن هذه الصمامات تفتقر إلى القدرة على النمو، وبالتالي، فهي دون المستوى الأمثل للمرضى الأطفال. زرع صمام القلب هو عملية…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم إنشاء الشكل 1 باستخدام biorender.com. تم دعم هذا العمل جزئيا من قبل برنامج الباحث الجراحي التابع لمؤسسة AATS إلى TKR ، وصندوق التميز للأطفال الذي يعقده قسم طب الأطفال في جامعة ساوث كارولينا الطبية إلى TKR ، ومنحة مؤسسة Emerson Rose Heart Foundation إلى TKR ، والعمل الخيري من قبل السيناتور بول كامبل إلى TKR ، ومنح التدريب المؤسسي لما بعد الدكتوراه NIH-NHLBI (T32 HL-007260) إلى JHK و BG ، وكلية الطب بجامعة ساوث كارولينا الطبية قبل التدريب صندوق أبحاث فليكس إلى MAH.
Materials
| 0.9% Sodium Chlordie, USP | Baxter | NDC 0338-0048-04 | |
| 4-0 Polyglactin 910 | Ethicon | J415H | |
| 7.5% Povidone-Iodine | CareFusion | 29904-004 | |
| 70% ETOH | Fisher Scientific | BP82031GAL | |
| Anesthesia induction chamber | Harvard Apparatus | 75-2030 | Air-tight inducton chamber for rats |
| Anesthesia machine | Harvard Apparatus | 75-0238 | Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging |
| Anesthesia Mask | Harvard Apparatus | 59-8255 | Rat anesthesia mask |
| Brown Norway Rats (BN/Crl) | Charles River | Strain Code 091 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL | PAR Pharmaceutical | NDC 42023-179-05 | 0.03 mg/kg, administered subcutaneously |
| Electric hair clippers | WAHL | 79434 | |
| Electric Heating Pad | Harvard Apparatus | 72-0492 | Maintained at 36-38 °C |
| Heparin | Sagent Pharmaceuticals | NDC 25021-400-10 | 100U/100g injection into the left atrium |
| Insulin Syringe, 1 mL | Fisher Scientific | 14-841-33 | |
| Iris forceps curved | World Precision Instruments | 15917 | |
| Iris forceps straight | World Precision Instruments | 15916 | |
| Isoflurane, USP | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen |
| Lewis Rats (LEW/ Crl) | Charles River | Strain Code 004 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Micro forceps | World Precision Instruments | 500233 | Dumont #5 |
| Micro scissors | World Precision Instruments | 501930 | Spring-loaded Vannas Scissors |
| Needle Driver | World Precision Instruments | 500226 | Ryder Needle Driver |
| Operating microscope | AmScope | SM-3BZ-80S | 3.5x – 90x Stereo Microscope |
| Petri Dish | Fisher Scientific | FB0875714 | |
| Petrolatum ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Skin staples | Ethicon | PXR35 | Proximate 35 |
| Sterile cotton swabs | Puritan | 25-806 1WC | |
| Sterile gauze sponges | Fisher Scientific | 22-037-902 | |
| Surgical Scissors | World Precision Instruments | 1962C | Metzenbaum Scissors |
| University of Wisconsin Buffer (Servator B) | S.A.L.F S.p.A. | 6484A1 | Stored at 4 °C |
References
- Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
- Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
- Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
- Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
- Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
- Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
- Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
- Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
- Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
- Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
- Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
- Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
- Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, (2000).
- El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
- Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
- Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
- Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
- Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, 257-273 (2021).
- Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
- Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
- Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
- Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
- Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
- Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
- Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
- Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
- Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, (1995).
- O’Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
- Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
- Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
- Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
- Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
- Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
- Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).
