Summary

げっ歯類におけるヘテロトピック心臓弁移植のための簡略モデル

Published: September 21, 2021
doi:

Summary

このプロトコルは、心臓弁のアロア活性の研究を可能にするために、腎嚢の下に大動脈弁小葉を移植するための簡単で効率的な方法を記載している。

Abstract

小児で成長することができる心臓弁置換術のための緊急の臨床的必要性があります。心臓弁移植は、抗凝固を必要とせずに体細胞成長が可能な耐久性のある心臓弁を提供する可能性を秘めた新しいタイプの移植として提案されている。しかし、心臓弁移植の免疫生物学は未踏のままであり、この新しいタイプの移植を研究するための動物モデルの必要性を強調している。腹部大動脈への異所性大動脈弁移植のための以前のラットモデルが記載されているが、技術的に困難で費用がかかる。この課題に対処するために、心臓弁移植免疫生物学を研究するための実用的でより直接的な方法として、げっ歯類における腎嚢下移植モデルが開発された。このモデルでは、単一の大動脈弁小葉が収穫され、腎嚢下腔に挿入される。腎臓は容易にアクセスでき、移植された組織は、血管新生され、様々な組織サイズを収容することができる嚢下空間に確実に収容される。さらに、1匹のラットが3つのドナー大動脈小葉を提供することができ、1つの腎臓が移植組織に複数の部位を提供できるため、所与の研究に必要なラットは少なくて済みます。ここで、移植技術が記載されており、心臓弁移植の移植免疫学の研究において重要な一歩を踏み出した。

Introduction

先天性心不全は、ヒトにおいて最も一般的な先天性障害であり、毎年1,000人の生児のうち7人が罹患しています1。様々な機械的および生体補綴弁が日常的に移植される成人患者とは異なり、小児患者は現在、弁置換のための良い選択肢がない。これらの従来のインプラントは、レシピエント小児において成長する可能性を有さない。その結果、心臓弁インプラントを子供が成長するにつれて連続して大きなバージョンと交換するために病的な再手術が必要であり、罹患した子供はしばしば生涯に最大5回以上の開心手術を必要とする2,3。研究によると、介入や死亡からの自由度は、年長の子供よりも乳児にとって著しく貧弱であり、人工心臓弁を有する乳児の60%が最初の手術から3年以内に再手術または死亡に直面していることが示されています4。したがって、小児患者において機能を成長させ維持することができる心臓弁を送達することが緊急に必要とされている。

何十年もの間、成長する心臓弁置換術を提供する試みは、組織工学と幹細胞に集中してきました。しかしながら、これらの弁を診療所に翻訳する試みは、これまでのところ失敗している5678これに対処するために、心臓弁移植は、自己修復および血栓形成を回避する能力を有する成長する心臓弁置換術を提供するためのより創造的な操作として提案されている。心臓全体を移植する代わりに、心臓弁のみが移植され、従来の心臓移植またはロス肺サイン9,10,11と同様に、レシピエント小児と共に成長する。術後、レシピエントの子供は、弁の成長が不要になったときに移植された弁を成人サイズの機械的補綴物と交換できるようになるまで、免疫抑制を受ける。しかしながら、心臓弁移植移植片の移植生物学は未踏のままである。したがって、この新しいタイプの移植を研究するためには、動物モデルが必要である。

腹部大動脈への大動脈弁の異所性移植について、いくつかのラットモデルが以前に記載されている12、13、1415161718しかし、これらのモデルは非常にトリッキーであり、多くの場合、訓練を受けた外科医が正常に手術する必要があります。さらに、彼らは高価で時間がかかります19。心臓弁移植の免疫生物学を研究するためのより単純な動物モデルを作成するために、新しいラットモデルが開発されました。単一の大動脈弁小葉を摘出し、腎嚢下腔に挿入する。腎臓は、循環免疫細胞へのアクセスで高度に血管新生されているため、移植拒絶反応の研究に特に適している20,21。他の何人かは、膵臓、肝臓、腎臓、角膜などの他の同種移植片移植の移植生物学を研究するために腎嚢下モデルを利用しているが、これはこの位置での心臓組織の移植の最初の記述である。ここで、移植技術が記載されており、心臓弁移植の移植免疫学の研究において重要な一歩を踏み出した。

Protocol

この研究は、国立衛生研究所の実験動物のケアと使用に関するガイドに従って、動物研究委員会によって承認されました。 1. モデル動物(ラット)に関する情報 すべての外科的処置に最大20倍の倍率を有する手術用顕微鏡( 材料表を参照)を使用してください。 実験の必要に応じて、同系株(ルイス・ルイスなど)または同種異系株(ルイス・ブラウ?…

Representative Results

実験計画のグラフィカルな描写がラットモデルのために提供される(図1)。さらに、ドナーの心臓から解剖された大動脈根および移植用に準備された個々の大動脈弁リーフレットも図2に示す。次に、移植用腎嚢下の大動脈弁小葉の位置の代表的な画像を図3Aに示し、レシピエントラット内の3、7、および28日後(図3B〜</stron…

Discussion

重要性と潜在的なアプリケーション
機械的および生体補綴式心臓弁は、弁置換を必要とする成人患者において日常的に使用されているが、これらの弁は成長する可能性を欠いており、したがって、小児患者にとって最適ではない。心臓弁移植は、先天性心疾患の新生児および乳児に心臓弁置換術を成長させるように設計された実験的手術である。しかし、従来の心臓移植の移?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

図 1 は biorender.com を使用して作成されました。この研究は、AATS財団のTKRへの外科的研究者プログラム、サウスカロライナ医科大学の小児科がTKRに保有する小児エクセレンス基金、TKRへのエマーソンローズハート財団の助成金、ポールキャンベル上院議員によるTKRへの慈善事業、JHKとBGへのNIH-NHLBBI機関ポスドクトレーニング助成金(T32 HL-007260)によって部分的に支援されました。 サウスカロライナ医科大学医学部プレクラークシップFLEX研究基金をMAHに提供。

Materials

0.9% Sodium Chlordie, USP Baxter NDC 0338-0048-04
4-0 Polyglactin 910 Ethicon J415H
7.5% Povidone-Iodine CareFusion 29904-004
70% ETOH Fisher Scientific BP82031GAL
Anesthesia induction chamber Harvard Apparatus 75-2030 Air-tight inducton chamber for rats
Anesthesia machine Harvard Apparatus 75-0238 Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging
Anesthesia Mask Harvard Apparatus 59-8255 Rat anesthesia mask
Brown Norway Rats (BN/Crl) Charles River Strain Code 091 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL PAR Pharmaceutical NDC 42023-179-05 0.03 mg/kg, administered subcutaneously
Electric hair clippers WAHL 79434
Electric Heating Pad Harvard Apparatus 72-0492 Maintained at 36-38 °C
Heparin Sagent Pharmaceuticals NDC 25021-400-10 100U/100g injection into the left atrium
Insulin Syringe, 1 mL Fisher Scientific 14-841-33
Iris forceps curved World Precision Instruments 15917
Iris forceps straight World Precision Instruments 15916
Isoflurane, USP Piramal Critical Care NDC 66794-017-25 Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen
Lewis Rats (LEW/ Crl) Charles River Strain Code 004 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Micro forceps World Precision Instruments 500233 Dumont #5
Micro scissors World Precision Instruments 501930 Spring-loaded Vannas Scissors
Needle Driver World Precision Instruments 500226 Ryder Needle Driver
Operating microscope AmScope SM-3BZ-80S 3.5x – 90x Stereo Microscope
Petri Dish Fisher Scientific FB0875714
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra NDC 17033-211-38
Skin staples Ethicon PXR35 Proximate 35
Sterile cotton swabs Puritan 25-806 1WC
Sterile gauze sponges Fisher Scientific 22-037-902
Surgical Scissors World Precision Instruments 1962C Metzenbaum Scissors
University of Wisconsin Buffer (Servator B) S.A.L.F S.p.A. 6484A1 Stored at 4 °C

References

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, (1995).
  30. O’Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).
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Citer Cet Article
Hill, M. A., Kwon, J. H., Gerry, B., Kavarana, M., Nadig, S. N., Rajab, T. K. A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents. J. Vis. Exp. (175), e62948, doi:10.3791/62948 (2021).

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