Summary

Um modelo simplificado para transplante de válvula cardíaca heterotópica em roedores

Published: September 21, 2021
doi:

Summary

Este protocolo descreve um método simples e eficiente para o transplante de folhetos de válvulas aórticas sob a cápsula renal para permitir o estudo da aoreatividade das válvulas cardíacas.

Abstract

Há uma necessidade clínica urgente de substituição de válvulas cardíacas que podem crescer em crianças. O transplante de válvula cardíaca é proposto como um novo tipo de transplante com potencial para fornecer válvulas cardíacas duráveis capazes de crescimento somático sem necessidade de anticoagulação. No entanto, a imunobiologia dos transplantes de válvulas cardíacas permanece inexplorada, destacando a necessidade de modelos animais estudarem esse novo tipo de transplante. Modelos anteriores de ratos para transplante de válvula aórtica heterotópica na aorta abdominal foram descritos, embora sejam tecnicamente desafiadores e caros. Para enfrentar esse desafio, um modelo de transplante subcapsular renal foi desenvolvido em roedores como um método prático e mais simples para estudar a imunobiologia do transplante de válvula cardíaca. Neste modelo, um único folheto de válvula aórtica é colhido e inserido no espaço subcapsular renal. O rim é facilmente acessível, e o tecido transplantado está firmemente contido em um espaço subcapsular que é bem vascularizado e pode acomodar uma variedade de tamanhos de tecido. Além disso, como um único rato pode fornecer três folhetos aórticos doadores e um único rim pode fornecer vários locais para tecido transplantado, menos ratos são necessários para um determinado estudo. Aqui, a técnica de transplante é descrita, proporcionando um avanço significativo no estudo da imunologia do transplante de válvulas cardíacas.

Introduction

Os defeitos cardíacos congênitos são a incapacidade congênita mais comum em humanos, afetando 7 em cada 1.000 crianças nascidas a cadaano 1. Ao contrário de pacientes adultos em que várias válvulas mecânicas e bioprótesas são rotineiramente implantadas, pacientes pediátricos atualmente não têm boas opções para substituição de válvulas. Esses implantes convencionais não têm potencial para crescer em crianças beneficiárias. Como resultado, as re-operações mórbidas são necessárias para trocar os implantes da válvula cardíaca por versões sucessivamente maiores à medida que as crianças crescem, com crianças afetadas muitas vezes exigindo até cinco ou mais cirurgias de coração aberto em sua vida 2,3. Estudos têm demonstrado que a liberdade de intervenção ou morte é significativamente ruim para bebês do que crianças mais velhas, com 60% dos bebês com válvulas cardíacas protéticas enfrentando a re-operação ou morte dentro de 3 anos após sua operação inicial4. Portanto, há uma necessidade urgente de entregar uma válvula cardíaca que possa crescer e manter a função em pacientes pediátricos.

Durante décadas, as tentativas de fornecer substituições crescentes de válvulas cardíacas foram centradas na engenharia de tecidos e células-tronco. No entanto, as tentativas de traduzir essas válvulas para a clínica não foram bem sucedidas até agora 5,6,7,8. Para lidar com isso, um transplante de válvula cardíaca é proposto como uma operação mais criativa para fornecer substituições crescentes de válvulas cardíacas com a capacidade de auto-reparar e evitar trombogênese. Em vez de transplantar todo o coração, apenas a válvula cardíaca é transplantada e crescerá com a criança receptora, semelhante a transplantes convencionais de coração ou um autógrafo pulmonarde Ross 9,10,11. Após o funcionamento, as crianças receptoras receberão imunossupressão até que a válvula transplantada possa ser trocada por uma prótese mecânica de tamanho adulto quando o crescimento da válvula não for mais necessário. No entanto, a biologia do transplante de válvulas cardíacas permanece inexplorada. Portanto, modelos animais são necessários para estudar esse novo tipo de transplante.

Vários modelos de ratos foram descritos anteriormente para transplante heterotópico da válvula aórtica na aorta abdominal 12,13,14,15,16,17,18. No entanto, esses modelos são proibitivamente complicados, muitas vezes exigindo cirurgiões treinados para operar com sucesso. Além disso, são19 caros e demorados. Um novo modelo de rato foi desenvolvido para criar um modelo animal mais simples para estudar a imunobiologia dos transplantes de válvulas cardíacas. Folhetos de válvula aórtica simples são excisados e inseridos no espaço subcapsular renal. O rim é especialmente adequado para estudar a rejeição de transplantes, pois é altamente vascularizado com acesso a células imunes circulantes20,21. Enquanto vários outros utilizaram um modelo subcapsular renal para estudar a biologia do transplante de outros transplantes de aloenxerto, como pâncreas, fígado, rim e córnea 22,23,24,25,26,27, esta é a primeira descrição do transplante de tecido cardíaco nesta posição. Aqui, a técnica de transplante é descrita, proporcionando um avanço significativo no estudo da imunologia do transplante de válvulas cardíacas.

Protocol

O estudo foi aprovado pelo Comitê de Pesquisa Animal, seguindo o Guia Nacional de Atenção e Uso de Animais de Laboratório. 1. Informações sobre o modelo animal (Ratos) Use um microscópio operacional (ver Tabela de Materiais) com ampliação de até 20x para todos os procedimentos cirúrgicos. Use cepas síngênicas (como Lewis-Lewis) ou aogenéricas (como Lewis-Brown Noruega) para os transplantes, conforme necessário para o experimento. Us…

Representative Results

Uma representação gráfica do design experimental é fornecida para o modelo de rato (Figura 1). Além disso, uma raiz aórtica dissecada do coração do doador e um folheto de válvula aórtica individual preparado para implantação também é mostrado na Figura 2. Em seguida, uma imagem representativa da posição do folheto da válvula aórtica sob a cápsula renal para implantação é mostrada na Figura 3A e após 3, 7 e 28 …

Discussion

Importância e aplicações potenciais
Embora as válvulas cardíacas mecânicas e bioprotéticas sejam rotineiramente usadas em pacientes adultos que necessitam de substituição de válvulas, essas válvulas não têm potencial para crescer e, portanto, são subótimas para pacientes pediátricos. O transplante de válvula cardíaca é uma operação experimental projetada para fornecer substituições crescentes de válvulas cardíacas para recém-nascidos e bebês com doença cardíaca congênita….

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

A Figura 1 foi criada com biorender.com. Este trabalho foi apoiado em parte pelo Programa de Investigação Cirúrgica da Fundação AATS para a TKR, o Fundo de Excelência infantil realizado pelo Departamento de Pediatria da Universidade Médica da Carolina do Sul para a TKR, uma bolsa da Emerson Rose Heart Foundation à TKR, Filantropia pelo Senador Paul Campbell à TKR, NIH-NHLBI Bolsas de Pós-Doutorado Institucional (T32 HL-007260) à JHK e à BG, e a Faculdade de Medicina da Universidade de Medicina da Carolina do Sul Pré-escriturária flex Research Fund para MAH.

Materials

0.9% Sodium Chlordie, USP Baxter NDC 0338-0048-04
4-0 Polyglactin 910 Ethicon J415H
7.5% Povidone-Iodine CareFusion 29904-004
70% ETOH Fisher Scientific BP82031GAL
Anesthesia induction chamber Harvard Apparatus 75-2030 Air-tight inducton chamber for rats
Anesthesia machine Harvard Apparatus 75-0238 Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging
Anesthesia Mask Harvard Apparatus 59-8255 Rat anesthesia mask
Brown Norway Rats (BN/Crl) Charles River Strain Code 091 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL PAR Pharmaceutical NDC 42023-179-05 0.03 mg/kg, administered subcutaneously
Electric hair clippers WAHL 79434
Electric Heating Pad Harvard Apparatus 72-0492 Maintained at 36-38 °C
Heparin Sagent Pharmaceuticals NDC 25021-400-10 100U/100g injection into the left atrium
Insulin Syringe, 1 mL Fisher Scientific 14-841-33
Iris forceps curved World Precision Instruments 15917
Iris forceps straight World Precision Instruments 15916
Isoflurane, USP Piramal Critical Care NDC 66794-017-25 Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen
Lewis Rats (LEW/ Crl) Charles River Strain Code 004 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Micro forceps World Precision Instruments 500233 Dumont #5
Micro scissors World Precision Instruments 501930 Spring-loaded Vannas Scissors
Needle Driver World Precision Instruments 500226 Ryder Needle Driver
Operating microscope AmScope SM-3BZ-80S 3.5x – 90x Stereo Microscope
Petri Dish Fisher Scientific FB0875714
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra NDC 17033-211-38
Skin staples Ethicon PXR35 Proximate 35
Sterile cotton swabs Puritan 25-806 1WC
Sterile gauze sponges Fisher Scientific 22-037-902
Surgical Scissors World Precision Instruments 1962C Metzenbaum Scissors
University of Wisconsin Buffer (Servator B) S.A.L.F S.p.A. 6484A1 Stored at 4 °C

References

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, (1995).
  30. O’Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).
check_url/fr/62948?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Hill, M. A., Kwon, J. H., Gerry, B., Kavarana, M., Nadig, S. N., Rajab, T. K. A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents. J. Vis. Exp. (175), e62948, doi:10.3791/62948 (2021).

View Video