Summary

Svansvenens transsektionsblödningsmodell i helt sövda hemofili A-möss

Published: September 30, 2021
doi:

Summary

Den raffinerade svansvenstranssektionstranssektionsmodellen (TVT) hos sövda möss är en känslig in vivo-metod för bedömning av hemofil blödning. Denna optimerade TVT-blödningsmodell använder blodförlust och blödningstid som slutpunkter, förfinar andra modeller och undviker döden som slutpunkt.

Abstract

Svansblödningsmodeller är viktiga verktyg inom hemofiliforskning, speciellt för bedömning av prokoagulerande effekter. Överlevnadsmodellen för svansvenstranssektion (TVT) har föredragits i många miljöer på grund av känslighet för kliniskt relevanta doser av FVIII, medan andra etablerade modeller, såsom svansklämmodellen, kräver högre nivåer av prokoagulerande föreningar. För att undvika att använda överlevnad som slutpunkt utvecklade vi en TVT-modell som fastställde blodförlust och blödningstid som slutpunkter och full anestesi under hela experimentet. I korthet placeras bedövade möss med svansen nedsänkt i tempererad saltlösning (37 ° C) och doseras med testföreningen i den högra laterala svansvenen. Efter 5 minuter transekteras den vänstra laterala svansvenen med hjälp av en mallguide, svansen återförs till saltlösningen och alla blödningsepisoder övervakas och registreras i 40 minuter medan blodet samlas in. Om ingen blödning inträffar vid 10 min, 20 min eller 30 min efter skada, utmanas blodproppen försiktigt genom att torka av snittet två gånger med en våt gasbinda. Efter 40 minuter kvantifieras blodförlusten av mängden hemoglobin som blöder in i saltlösningen. Denna snabba och relativt enkla procedur resulterar i konsekventa och reproducerbara blödningar. Jämfört med TVT-överlevnadsmodellen använder den ett mer humant förfarande utan att kompromissa med känsligheten för farmakologisk intervention. Dessutom är det möjligt att använda båda könen, vilket minskar det totala antalet djur som behöver födas upp, i enlighet med principerna för 3R: er. En potentiell begränsning i blödningsmodeller är hemostasens stokastiska natur, vilket kan minska modellens reproducerbarhet. För att motverka detta säkerställer manuell proppstörning att blodproppen utmanas under övervakningen, vilket förhindrar primär (trombocyt) hemostas från att stoppa blödningen. Detta tillägg till katalogen över blödningsskademodeller ger möjlighet att karakterisera prokoagulerande effekter på ett standardiserat och humant sätt.

Introduction

Djurmodeller är viktiga för att förstå patogenesen av hemofili och utveckla och testa behandlingsregimer och terapier. Faktor VIII knock-out mus (F8-KO) är en allmänt använd modell för studier av hemofili A 1,2. Dessa möss rekapitulerar viktiga egenskaper hos sjukdomen och har använts i stor utsträckning för utveckling av behandlingar, såsom rekombinanta FVIII-produkter 3,4,5 och genterapistrategier 6,7.

Det finns olika blödningsskademodeller för att utvärdera de farmakologiska effekterna av olika hemostatiska föreningar in vivo. En av dessa koagulationsmodeller är överlevnadsmodellen för svansventranssektion hos möss 8,9,10,11,12,13,14, som mäter förmågan hos hemofila möss att överleva exsanguination efter svanstranssektion. Denna metod introducerades för mer än fyra decennier sedan15 och används fortfarande 9,16,17. Modellen använder dock överlevnad som slutpunkt och kräver observation av djuren under en period på upp till 24 timmar, under vilken djuren är medvetna och därmed kan uppleva smärta och nöd.

Blödningsmodeller med kortare varaktighet och under full anestesi har beskrivits tidigare, såsom svansklämmodellen (även känd som svansspetsen)8,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28 . För en fullständig normalisering av blodförlust efter blödningsutmaningen kräver dessa modeller dock doser av prokoagulerande föreningar (t.ex. FVIII) mycket högre än de som administreras kliniskt29. En annan skademodell under anestesi, vena saphena-blödningsmetoden, är känslig för lägre doser av prokoagulerande föreningar30 men kräver en hög nivå av experimentintervention eftersom blodpropparna måste störas ofta (i motsats till 3 gånger i den presenterade modellen).

Standardisering mot ett gemensamt protokoll för att testa nya prokoagulerande föreningar skulle i hög grad underlätta datajämförelse mellan laboratorier 31,32,33. I TVT-modeller finns det ännu ingen gemensam överenskommelse om studerade effektmått (blodförlust 7,26, blödningstid 9,34 och överlevnad 35,36), och experimentell längd varierar mellan studier13.

Vårt primära mål är att beskriva och karakterisera en optimerad modell med hög reproducerbarhet, möjligheten att studera on-demand såväl som en profylaktisk behandling, känslighet för farmakologisk intervention motsvarande överlevnadsmodellen, men ändå inte använda död eller nära-död som endpoints. För att minska smärta och ångest bör djuren inte vara vid medvetande vid avblodning och ett mer etiskt effektmått behöver implementeras37.

Svansklämmodeller utförs vanligtvis i en av två varianter, antingen amputerar svansspetsen, t.ex. amputation av 1-5 mm 18,19,20,21,23,24 eller, i en svårare variant, transekterad med en svansdiameter runt 1-3 mm 8,22,25 . Detta orsakar en kombinerad arteriovenös blödning, eftersom laterala och dorsala vener och ventral artär vanligtvis är avskurna, och i allmänhet, ju större amputationen är, desto lägre är känsligheten för en prokoagulerande förening. Dessutom, eftersom svansspetsen amputeras, exponeras den arteriovenösa skadan utan någon motsatt vävnad; således, åtminstone i teorin, är det olikt de vanligaste hemofila blödningarna.

Som namnet antyder skadas endast venen i svansvenens transsektionsmodeller som beskrivs i detta papper, vilket resulterar i en uteslutande venös blödning. Eftersom kärlet inte är helt avskuret förväntas skadan vara mindre än i amputationsmodellerna, och vävnaden runt snittet, som en blodpropp kan fästa vid, behålls. Dessutom finns det lägre blodtryck i venen i motsats till artären. Dessa faktorer bidrar till en ökad känslighet i förhållande till amputationsmodeller, så att normalisering av blödning kan uppnås med kliniskt relevanta doser av substitutionsbehandling, t.ex. med rFVIII vid hemofili A, vilket är användbart för att utvärdera storleken och hållbarheten av effekterna av prokoagulantiabehandling 26,38,39.

Protocol

Alla procedurer som beskrivs i detta protokoll har godkänts av djurskyddsorganet vid Novo Nordisk A/S och den danska djurförsöksinspektionen, det danska ministeriet för livsmedel, jordbruk och fiske. Den optimerade 40-minutersmetoden inkluderar anestesi och doseringstid i designen (figur 1). Hemofila möss av båda könen mellan 10-16 veckors ålder krävs för denna procedur. 1. Förberedelser inför studien Förbered doseringslösningarna i rätt k…

Representative Results

För att bedöma tillämpligheten av den optimerade modellen utfördes en studie på F8-KO (C57BL genetisk bakgrund) möss administrerade med en kommersiellt tillgänglig rekombinant faktor VIII-ersättningsterapi (rFVIII); fyra olika doser testades: 1 IE/kg, 5 IE/kg, 10 IE/kg och 20 IE/kg. Dessutom testade vi motsvarande fordons (negativ) kontroll i F8-KO-möss och vildtyp (WT) -grupp med C57BL-möss som en positiv kontrollgrupp för att bedöma svarsområdet i modellen. Efter det optimerade …

Discussion

Denna optimerade metod för svansvenstranssektion (TVT) har flera fördelar jämfört med TVT-överlevnadsmetoden. Djuren är helt sövda under hela studietiden, vilket underlättar mushanteringen och ökar djurens välbefinnande. Vidare, till skillnad från TVT-överlevnadsmodellen, krävs inte observation över natten, och denna optimerade modell erbjuder möjligheten att mäta blodförlust och observera den exakta blödningstiden över 40 minuter. Längre blödningsperioder hos medvetna djur kan också orsaka dödsfal…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Esther Bloem och Thomas Nygaard är erkända för stöd med mätningar av FVIII i plasma. Bo Alsted är erkänd för att ha ritat och bearbetat mallen och skärblocken.

Materials

#11 Scalpel blade Swann-Morton 503
15 mL centrifuge tubes Greiner Bio-One, Austria 188271
30 G needles connected to 300 µL precision (insulin) syringes for dosing BD Micro-Fine + U-100 insulin syringe 320830
Advate Takeda, Japan Recombinant factor VIII replacement therapy (rFVIII)
Alcohol pads 70% ethanol Hartmann, Soft-Zellin 999 979
Centrifuge Omnifuge 2.0 RS, Heraus Sepatech
Cutting template (Stainless steel) Self produced, you are welcomed to contact the authors for the exact drawings Supplementary Figure 2: Size specifications: 20 mm x 40 mm x 10 mm (L x B x H). Groove: 3 mm depth and 3 mm width; radius 1.5 mm
Erythrocytes (RBC) lysing solution Lysebio, ABX Diagnostics 906012
Gauze
Haematological analyser Sysmex CT-2000iv
Heating lamp on stand Phillips IR250
Heating pad with thermostat CMA model 150
Hemoglobin standards and controls – 8.81 mmol / l batch dependent HemoCue, Denmark HemoCue calibrator, 707037 Standards and controls are made from 2 different glasses of HemoCue calibrator. The value is determined against the International Reference Method for Hemoglobin (ICSH).
Isofluorane anaesthesia system complete with tubes, masks and induction box Sigma Delta Dameca
Isoflurane Baxter 26675-46-7
Magnifier with lights Eschenbach
Measuring template (Aluminum) Self produced, you are welcomed to contact the authors for the exact drawings Supplementary Figure 1: Size specifications: 20 mm x 40 mm x 10 mm (L x B x H). Groove: 2.5 mm depth and 2.5 mm width; radius 1.25 mm
Micropipettes + tips Finnpipette
Photometer Molecular Devices Corporation, CA, USA SpectraMax 340 photometer
Prism Software GraphPad, San Diego, CA, USA Version 9.0.1
Saline 0.9% NaCl Fresenius Kabi, Sweden 883264
Special tail marker block for TVT tail cut
Tail holder
Vacuum liquid suction Vacusafe comfort, IBS
Waterbath and thermostat TYP 3/8 Julabo

References

  1. Bi, L., et al. Targeted disruption of the mouse factor VIII gene produces a model of haemophilia A. Nature Genetics. 10 (1), 119-121 (1995).
  2. Bi, L., et al. Further characterization of factor VIII-deficient mice created by gene targeting: RNA and protein studies. Blood. 88 (9), 3446-3450 (1996).
  3. Stennicke, H. R., et al. A novel B-domain O-glycoPEGylated FVIII (N8-GP) demonstrates full efficacy and prolonged effect in hemophilic mice models. Blood. 121 (11), 2108-2116 (2013).
  4. Shapiro, A. D. Anti-hemophilic factor (recombinant), plasma/albumin-free method (octocog-alpha; ADVATE) in the management of hemophilia A. Vascular Health and Risk Management. 3 (5), 555-565 (2007).
  5. Recht, M., et al. Clinical evaluation of moroctocog alfa (AF-CC), a new generation of B-domain deleted recombinant factor VIII (BDDrFVIII) for treatment of haemophilia A: demonstration of safety, efficacy, and pharmacokinetic equivalence to full-length recombinant factor VIII. Haemophilia. 15 (4), 869-880 (2009).
  6. Miao, C. H., et al. CD4+FOXP3+ regulatory T cells confer long-term regulation of factor VIII-specific immune responses in plasmid-mediated gene therapy-treated hemophilia mice. Blood. 114 (19), 4034-4044 (2009).
  7. Milanov, P., et al. Engineered factor IX variants bypass FVIII and correct hemophilia A phenotype in mice. Blood. 119 (2), 602-611 (2012).
  8. Dumont, J. A., et al. Prolonged activity of a recombinant factor VIII-Fc fusion protein in hemophilia A mice and dogs. Blood. 119 (13), 3024-3030 (2012).
  9. Pan, J., et al. Enhanced efficacy of recombinant FVIII in noncovalent complex with PEGylated liposome in hemophilia A mice. Blood. 114 (13), 2802-2811 (2009).
  10. Liu, T., et al. Improved coagulation in bleeding disorders by Non-Anticoagulant Sulfated Polysaccharides (NASP). Journal of Thrombosis and Haemostasis. 95 (1), 68-76 (2006).
  11. Brooks, A. R., et al. Glycoengineered factor IX variants with improved pharmacokinetics and subcutaneous efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 11 (9), 1699-1706 (2013).
  12. Baru, M., et al. Factor VIII efficient and specific non-covalent binding to PEGylated liposomes enables prolongation of its circulation time and haemostatic efficacy. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 93 (6), 1061-1068 (2005).
  13. Molina, E. S., Fujita, A., Sogayar, M. C., Demasi, M. A. A quantitative and humane tail bleeding assay for efficacy evaluation of antihaemophilic factors in haemophilia A mice. Haemophilia. 20 (6), 392-398 (2014).
  14. Broze, G. J., Yin, Z. F., Lasky, N. A tail vein bleeding time model and delayed bleeding in hemophiliac mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 85 (4), 747-748 (2001).
  15. Dejana, E., Callioni, A., Quintana, A., de Gaetano, G. Bleeding time in laboratory animals. II – A comparison of different assay conditions in rats. Thrombosis Research. 15 (1-2), 191-197 (1979).
  16. Girard, T. J., Lasky, N. M., Grunz, K., Broze, G. J. Suppressing protein Z-dependent inhibition of factor Xa improves coagulation in hemophilia A. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 17 (1), 149-156 (2019).
  17. Zhang, J. P., et al. Curing hemophilia A by NHEJ-mediated ectopic F8 insertion in the mouse. Genome Biology. 20 (1), 276 (2019).
  18. Sambrano, G. R., Weiss, E. J., Zheng, Y. W., Huang, W., Coughlin, S. R. Role of thrombin signalling in platelets in haemostasis and thrombosis. Nature. 413 (6851), 74-78 (2001).
  19. Tranholm, M., et al. Improved hemostasis with superactive analogs of factor VIIa in a mouse model of hemophilia A. Blood. 102 (10), 3615-3620 (2003).
  20. Mei, B., et al. Rational design of a fully active, long-acting PEGylated factor VIII for hemophilia A treatment. Blood. 116 (2), 270-279 (2010).
  21. Karpf, D. M., et al. Prolonged half-life of glycoPEGylated rFVIIa variants compared to native rFVIIa. Thrombosis Research. 128 (2), 191-195 (2011).
  22. Ivanciu, L., et al. A zymogen-like factor Xa variant corrects the coagulation defect in hemophilia. Nature Biotechnology. 29 (11), 1028-1033 (2011).
  23. Ostergaard, H., et al. Prolonged half-life and preserved enzymatic properties of factor IX selectively PEGylated on native N-glycans in the activation peptide. Blood. 118 (8), 2333-2341 (2011).
  24. Maroney, S. A., et al. Absence of hematopoietic tissue factor pathway inhibitor mitigates bleeding in mice with hemophilia. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (10), 3927-3931 (2012).
  25. Holmberg, H. L., Lauritzen, B., Tranholm, M., Ezban, M. Faster onset of effect and greater efficacy of NN1731 compared with rFVIIa, aPCC and FVIII in tail bleeding in hemophilic mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 7 (9), 1517-1522 (2009).
  26. Johansen, P. B., Tranholm, M., Haaning, J., Knudsen, T. Development of a tail vein transection bleeding model in fully anaesthetized haemophilia A mice – characterization of two novel FVIII molecules. Haemophilia. 22 (4), 625-631 (2016).
  27. Ferrière, S., et al. A hemophilia A mouse model for the in vivo assessment of emicizumab function. Blood. 136 (6), 740-748 (2020).
  28. Elm, T., et al. Pharmacokinetics and pharmacodynamics of a new recombinant FVIII (N8) in haemophilia A mice. Haemophilia. 18 (1), 139-145 (2012).
  29. Björkman, S. Prophylactic dosing of factor VIII and factor IX from a clinical pharmacokinetic perspective. Haemophilia. 9, 101-108 (2003).
  30. Pastoft, A. E., et al. A sensitive venous bleeding model in haemophilia A mice: effects of two recombinant FVIII products (N8 and Advate). Haemophilia. 18 (5), 782-788 (2012).
  31. Saito, M. S., et al. New approaches in tail-bleeding assay in mice: improving an important method for designing new anti-thrombotic agents. International Journal of Experimental Pathology. 97 (3), 285-292 (2016).
  32. Liu, Y., Jennings, N. L., Dart, A. M., Du, X. J. Standardizing a simpler, more sensitive and accurate tail bleeding assay in mice. World Journal of Experimental Medicine. 2 (2), 30-36 (2012).
  33. Greene, T. K., et al. Towards a standardization of the murine tail bleeding model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 8 (12), 2820-2822 (2010).
  34. Cerullo, V., et al. Correction of murine hemophilia A and immunological differences of factor VIII variants delivered by helper-dependent adenoviral vectors. Molecular Therapy. 15 (12), 2080-2087 (2007).
  35. Shi, Q., et al. Factor VIII ectopically targeted to platelets is therapeutic in hemophilia A with high-titer inhibitory antibodies. Journal of Clinical Investigation. 116 (7), 1974-1982 (2006).
  36. Parker, E. T., Lollar, P. A quantitative measure of the efficacy of factor VIII in hemophilia A mice. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 89 (3), 480-485 (2003).
  37. Stokes, W. S. Reducing Unrelieved Pain and Distress in Laboratory Animals Using Humane Endpoints. ILAR Journal. 41 (2), 59-61 (2000).
  38. Stagaard, R., et al. Abrogating fibrinolysis does not improve bleeding or rFVIIa/rFVIII treatment in a non-mucosal venous injury model in haemophilic rodents. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (7), 1369-1382 (2018).
  39. Stagaard, R., et al. Absence of functional compensation between coagulation factor VIII and plasminogen in double-knockout mice. Blood Advances. 2 (22), 3126-3136 (2018).
  40. Bolton-Maggs, P. H., Pasi, K. J. Haemophilias A and B. Lancet. 361 (9371), 1801-1809 (2003).
  41. Lloyd Jones, M., Wight, J., Paisley, S., Knight, C. Control of bleeding in patients with haemophilia A with inhibitors: a systematic review. Haemophilia. 9 (4), 464-520 (2003).
  42. Sixma, J. J., vanden Berg, A. The haemostatic plug in haemophilia A: a morphological study of haemostatic plug formation in bleeding time skin wounds of patients with severe haemophilia A. British Journal of Haematology. 58 (4), 741-753 (1984).
  43. Proulle, V., et al. Recombinant activated factor VII-induced correction of bleeding tendency in genetically engineered von Willebrand disease type 2B mice evaluated using new tail transection bleeding models. International Society on Thrombosis and Haemostasis Congress. , (2017).
  44. Rode, F., et al. Preclinical pharmacokinetics and biodistribution of subcutaneously administered glycoPEGylated recombinant factor VIII (N8-GP) and development of a human pharmacokinetic prediction model. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (6), 1141-1152 (2018).
  45. Holmberg, H., et al. GlycoPEGylated rFVIIa (N7-GP) has a prolonged hemostatic effect in hemophilic mice compared with rFVIIa. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 9 (5), 1070-1072 (2011).
  46. Kawecki, C., et al. Posters Abstracts – Thrombin-mediated Activation of Factor VIII is Insufficient to Produce All Necessary Cofactor Activity in vivo. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 3, 1 (2019).
  47. Johansen, P., et al. In vivo effect of recombinant FVIIA (NOVOSEVEN®) and RFIX in a refined tail vein transection bleeding model in mice with haemophilia A and B: PO147-MON. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 13, (2015).
  48. Enoksson, M., et al. Enhanced potency of recombinant factor VIIa with increased affinity to activated platelets. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 18 (1), 104-113 (2020).
check_url/fr/62952?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Carol Illa, A., Baumgarten, S., Danielsen, D., Larsen, K., Elm, T., Johansen, P. B., Knudsen, T., Lauritzen, B., Tranholm, M., Ley, C. D. Tail Vein Transection Bleeding Model in Fully Anesthetized Hemophilia A Mice. J. Vis. Exp. (175), e62952, doi:10.3791/62952 (2021).

View Video