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Article de méthode

Mesure de la capacité d’importation de protéines des mitochondries du muscle squelettique

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DOI :

10.3791/63055

⸱

7 janvier 2022

 ,  , 
1Muscle Health Research Center, School of Kinesiology and Health Science, York University

Dans cet article

Résumé

Les mitochondries sont des organites métaboliques clés qui présentent un niveau élevé de plasticité phénotypique dans le muscle squelettique. L’importation de protéines du cytosol est une voie critique pour la biogenèse des organites, essentielle à l’expansion du réticulum et au maintien de la fonction mitochondriale. Par conséquent, l’importation de protéines sert de baromètre de la santé cellulaire.

Résumé

Les mitochondries sont des organites métaboliques et régulateurs clés qui déterminent l’approvisionnement en énergie ainsi que la santé globale de la cellule. Dans le muscle squelettique, les mitochondries existent dans une série de morphologies complexes, allant de petits organites ovales à un large réseau en forme de réticulum. Comprendre comment le réticulum mitochondrial se dilate et se développe en réponse à divers stimuli tels que les altérations de la demande d’énergie est depuis longtemps un sujet de recherche. Un aspect clé de cette croissance, ou biogenèse, est l’importation de protéines précurseurs, codées à l’origine par le génome nucléaire, synthétisées dans le cytosol et translocalisées dans divers sous-compartiments mitochondriaux. Les mitochondries ont développé un mécanisme sophistiqué pour ce processus d’importation, impliquant de nombreux canaux membranaires internes et externes sélectifs, connus sous le nom de machinerie d’importation de protéines (PIM). L’importation dans la mitochondrie dépend du potentiel membranaire viable et de la disponibilité de l’ATP dérivé des organites par phosphorylation oxydative. Par conséquent, sa mesure peut servir de mesure de la santé des organites. Le PIM présente également un haut niveau de plasticité adaptative dans le muscle squelettique qui est étroitement couplé à l’état énergétique de la cellule. Par exemple, il a été démontré que l’entraînement physique augmente la capacité d’importation, tandis que la désutilisation musculaire la réduit, coïncidant avec des changements dans les marqueurs du contenu mitochondrial. Bien que l’importation de protéines soit une étape critique dans la biogenèse et l’expansion des mitochondries, le processus n’est pas largement étudié dans le muscle squelettique. Ainsi, cet article explique comment utiliser des mitochondries isolées et entièrement fonctionnelles du muscle squelettique pour mesurer la capacité d’importation de protéines afin de promouvoir une meilleure compréhension des méthodes impliquées et une appréciation de l’importance de la voie du renouvellement des organites dans l’exercice, la santé et la maladie.

Introduction

Les mitochondries sont des organites qui existent dans des morphologies complexes dans différents types de cellules et sont reconnus pour posséder un éventail croissant de fonctions essentielles à la santé cellulaire. En tant que tels, ils ne peuvent plus être réduits à de simples organites producteurs d’énergie. Les mitochondries sont des régulateurs métaboliques clés, des déterminants du devenir cellulaire et des centres de signalisation, dont les fonctions peuvent servir d’indicateurs utiles de la santé cellulaire globale. Dans les cellules musculaires squelettiques, les études de microscopie électronique révèlent la présence de mitochondries sous-sarmateuses (SS) et intermyofibrillaires (IMF) géographiquement distinctes, qui présentent un degré de connectivité1,2,3,4 qui est maintenant reconnu comme étant très dynamique et adaptable aux changements dans les niveaux d’activité musculaire squelettique, ainsi qu’avec l’âge et la maladie. Le contenu et la fonction mitochondriaux dans les muscles peuvent être évalués de nombreuses façons5,6, et des méthodes traditionnelles d’isolement des organites ont été appliquées pour mieux comprendre les capacités respiratoires et enzymatiques (Vmax) des mitochondries distinctes de l’influence du milieu cellulaire7,8. En particulier, ces méthodes traditionnelles ont révélé des distinctions biochimiques subtiles entre les mitochondries isolées des régions sous-sarmateuses et intermyofibrillaires, démentant les implications fonctionnelles possibles pour le métabolisme dans ces régions subcellulaires8,9,10,11.

La biogenèse des mitochondries est unique en ce sens qu’elle nécessite la contribution de produits géniques de l’ADN nucléaire et mitochondrial. Cependant, la grande majorité d’entre eux sont dérivés du noyau puisque la transcription de l’ADNmt ne conduit qu’à la synthèse de 13 protéines. Étant donné que les mitochondries comprennent normalement >1000 protéines impliquées dans diverses voies métaboliques, la biogenèse de l’organite nécessite un moyen étroitement régulé d’importation et d’assemblage des protéines précurseurs du cytosol dans les différents sous-compartiments mitochondriaux pour maintenir une stœchiométrie et une fonction appropriées12,13. Les protéines codées par le nucléaire destinées aux mitochondries portent normalement une séquence de ciblage mitochondrial (MTS) qui les cible vers l’organite et facilite leur localisation sous-compartimentale. La plupart des protéines liées à la matrice contiennent un MTS N-terminal clivable, tandis que celles destinées à la membrane mitochondriale externe ou interne ont généralement des domaines de ciblage internes14. Le processus d’importation est effectué par un ensemble de canaux divers qui offrent de multiples voies d’entrée dans l’organite13. La translocase du complexe de membrane externe (TOM) transporte les précurseurs du cytosol dans l’espace intermembranaire, où ils sont reconnus par la translocase du complexe de membrane interne (TIM). Ce complexe est responsable de l’importation de précurseurs codés par le nucléaire dans la matrice, où les protéases clivent la préséquence de ciblage N-terminal. Les protéines destinées à la membrane externe peuvent être directement insérées dans cette membrane à travers le complexe TOM, tandis que celles destinées à la membrane interne sont insérées par une protéine TIM, en particulier TIM22. Après leur importation, les protéines sont ensuite traitées par les protéases et les chaperons résidents et se combinent souvent pour former des complexes plus grands, tels que ceux trouvés dans la chaîne de transport d’électrons.

L’importation de protéines mitochondriales elle-même sert également de mesure de la santé mitochondriale, car ce processus repose sur la présence d’un potentiel membranaire et d’une source d’énergie sous forme d’ATP15. Par exemple, lorsque le potentiel membranaire est dissipé, la protéine kinase PINK1 ne peut pas être absorbée par l’organite, ce qui conduit à des signaux de phosphorylation qui déclenchent l’apparition de la dégradation de l’organite par une voie appelée mitophagie16,17. Dans des circonstances similaires, lorsque l’importation est entravée, la protéine ATF5 ne peut pas pénétrer dans l’organite, et elle se transloque ensuite vers le noyau, où elle sert de facteur de transcription pour la régulation à la hausse de l’expression du gène UPR18,19. Ainsi, la mesure de l’efficacité de l’importation de protéines peut fournir un aperçu complet de la santé de l’organite, tandis que la réponse à l’expression génique peut être utilisée pour indiquer le degré de signalisation rétrograde au noyau.

Malgré son importance évidente pour la biogenèse des mitochondries et pour la santé cellulaire en général, la voie d’importation dans les mitochondries des mammifères est remarquablement sous-étudiée. Dans ce rapport, nous décrivons les étapes spécifiques impliquées dans la mesure de l’importation de protéines précurseurs dans les mitochondries des muscles squelettiques et fournissons des données pour illustrer la réponse adaptative du système d’importation aux changements musculaires et à la désuétude, illustrant la contribution de l’importation de protéines à la plasticité adaptative du muscle squelettique.

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Protocole

Tous les animaux utilisés dans ces expériences sont gardés dans l’établissement de soins aux animaux de l’Université York. Les expériences sont menées conformément aux lignes directrices du Conseil canadien sur les soins aux animaux avec l’approbation du Comité des soins aux animaux de l’Université York (permis : 2017-08).

1. Isolement fonctionnel des mitochondries sous-sarmateuses et intermyofibrillaires du muscle squelettique

  1. Préparation du réactif:
    1. Préparez tous les tampons et supports comme indiqué dans le tableau 1.
    2. Réglez les tampons à un pH de 7,4 et conservez-les à 4 °C (jusqu’à 2 semaines), à l’exception de la protéase nagrase.
    3. Préparer la protéase de nagarse fraîche (tableau 1) à chaque fois.
  2. Prélèvement et hachage de tissus
    REMARQUE: Un organigramme des étapes ci-dessous pour l’isolement des mitochondries est fourni à la figure 1.
    1. Remplissez un flacon de scintillation en verre avec environ 20 mL de tampon 1 (tableau 1) et placez-le sur de la glace.
    2. Pendant que la souris est sous anesthésie, récoltez les muscles squelettiques (tibialis antérieur, quadriceps, gastrocnémien, etc.), environ 500-1000 mg, et placez les muscles dans le flacon de scintillation contenant du tampon réfrigéré 1.
      NOTE: L’isoflurane gazeux est utilisé comme anesthésique à 2,5% à un débit de 0,4 L d’O2 / min. Un test de pincement est effectué pour s’assurer que l’animal ne répond pas.
    3. Après le prélèvement de tissus, euthanasier l’animal par luxation cervicale.
    4. Pré-refroidir un verre de montre sur de la glace. Retirez toute graisse ou tissu conjonctif des muscles et hachez le tissu sur le verre de la montre jusqu’à ce qu’il s’agisse d’une boue homogène.
    5. Placez le tissu haché dans un tube de centrifugation en plastique de 50 mL pré-réfrigéré (voir Tableau des matériaux) et enregistrez le poids exact.
    6. Diluer le tissu haché 10 fois avec le tampon 1 + ATP (tableau 1).
    7. Homogénéiser l’échantillon musculaire à l’aide d’un homogénéisateur à lames jumelées de 8 mm (voir tableau des matériaux) à une puissance de sortie de 9,8 Hz pendant 10 s, en s’assurant qu’il ne reste aucun morceau visible de muscle.
    8. Centrifuger les échantillons à 800 x g pendant 10 min à l’aide d’une centrifugeuse à grande vitesse (voir tableau des matériaux).
      REMARQUE: Le but de cette étape est de séparer les fractions mitochondriales SS et IMF. Le supernate contient des mitochondries SS, tandis que le granulé contient des mitochondries IMF.
  3. Isolement mitochondrial SS
    1. Filtrer le supernate à travers une seule couche d’étamine dans un autre ensemble de tubes de centrifugation en plastique de 50 mL pour éliminer tout gros débris ou contaminant.
    2. Centrifuger le supernate à 9 000 x g pendant 10 min à 4 °C à l’aide d’une centrifugeuse à grande vitesse.
    3. Jeter le surnate et remettre la pastille dans 3,5 mL de tampon 1 + ATP.
      REMARQUE: Remettez en suspension avec un P1000 et faites-le avec soin. Les mitochondries sont des organites fragiles. Effectuez doucement et évitez de toucher la pastille avec l’embout de la pipette.
    4. Centrifuger l’échantillon à 9 000 x g pendant 10 min à 4 °C à l’aide d’une centrifugeuse à grande vitesse.
    5. Jetez le supernate à moins qu’un traitement supplémentaire pour isoler une fraction cytosolique dépourvue de noyaux, de mitochondries et d’autres organites ne soit souhaité. Remettre soigneusement la pastille dans environ 95 μL du milieu de remise en suspension (tableau 1) à l’aide d’une pipette P200.
      REMARQUE: Semblable à l’étape 1.3.3, évitez de toucher la pastille avec l’embout de la pipette. Le volume du milieu de remise en suspension peut être modifié en fonction de la taille de la pastille. Il s’agit de la fraction mitochondriale SS, qui peut être stockée sur de la glace jusqu’à ce que la fraction IMF soit isolée. Si on le souhaite, la fraction cytosolique, dépourvue d’organites, peut être isolée en centrifugant le supernate à 100 000 x g dans une ultracentrifugeuse (voir tableau des matériaux) et en jetant ensuite la pastille.
  4. Isolement mitochondrial du FMI
    1. Diluer la pastille de l’étape 1.2.8 par 10 fois dans le tampon 1 + ATP. Resuspendez à l’aide d’un pilon en téflon en mélangeant doucement la pastille et le tampon jusqu’à ce que l’échantillon soit cohérent.
    2. Homogénéiser l’échantillon à l’aide d’un homogénéisateur à lames jumelées de 8 mm (voir tableau des matériaux) à une puissance de sortie de 9,8 Hz pendant 10 s.
    3. Centrifuger l’échantillon à 800 x g pendant 10 min à 4 °C à l’aide d’une centrifugeuse à grande vitesse.
    4. Jeter le surnate et diluer la pastille mitochondriale IMF 10 fois à l’aide du tampon 2 et remettre en suspension à l’aide du pilon en téflon en mélangeant doucement jusqu’à ce qu’il soit homogène.
    5. Ajouter 25 μL/g de tissu à 10 mg/mL de protéase nagarse (tableau 1) et placer le tube de centrifugation sur son côté sur de la glace, en mélangeant doucement toutes les minutes en berçant le tube d’un côté à l’autre.
      REMARQUE: L’ajout de nagarse aide à libérer les mitochondries IMF en effectuant une digestion limitée des myofibrilles.
    6. Après 5 min, ajouter 20 mL de tampon 2 (tableau 1) pour diluer la protéase nagarse au point d’inactivité et arrêter la digestion.
    7. Centrifuger immédiatement l’échantillon à 5 000 x g pendant 5 min à 4 °C à l’aide d’une centrifugeuse à grande vitesse.
    8. Jeter le supernate et diluer le granulé 10 fois à l’aide du tampon 2 et remettre en suspension à l’aide d’un pilon en téflon en mélangeant doucement.
    9. Centrifuger l’échantillon à 800 x g pendant 15 min à 4 °C pour granuler le matériau fibreux.
    10. Versez le supernate dans un nouvel ensemble de tubes centrifuges en plastique de 50 mL, en veillant à ne pas perturber la pastille, qui peut être jetée.
    11. Centrifuger l’échantillon à 9 000 x g pendant 10 min à 4 °C comme à l’étape 1.4.7.
    12. Jeter le supernate, ajouter 3,5 mL de Buffer 2 et remettre doucement la pastille à l’aide d’une pipette P1000.
    13. Centrifuger l’échantillon à 9 000 x g pendant 10 min à 4 °C comme à l’étape 1.4.7.
    14. Jetez le surnate et remettez en suspension doucement la pastille avec environ 180 μL de milieu de remise en suspension à l’aide d’une pipette P200.
      REMARQUE: Le volume du milieu de remise en suspension peut être modifié en fonction de la taille de la pastille. Il s’agit de la fraction mitochondriale IMF, qui peut être stockée sur de la glace jusqu’à ce qu’elle soit utilisée dans le test d’importation.

2. Importation de protéines mitochondriales

  1. In vitro transcription
    REMARQUE: Ces étapes suivantes décrivent comment préparer une protéine radiomarquée pour l’importation. La voie d’importation étudiée peut dicter le choix de la protéine cible, par exemple, pour évaluer l’importation dans la matrice mitochondriale, l’ornithine carbamyl transférase, OCT, et la malate déshydrogénase, MDH, sont couramment utilisés, tandis que Tom40 est couramment utilisé comme indication d’importation dans la membrane mitochondriale externe. Pour les étapes suivantes, l’ADN plasmidique codant pour la protéine de choix est nécessaire. La transcription de l’ADN plasmidique peut être effectuée avant l’isolement mitochondrial un jour séparé, et l’ARNm recueilli à partir de cette expérience peut être stocké et utilisé dans de futures expériences de traduction et d’importation.
    1. Linéariser l’ADN : Combiner 40 μL d’ADN plasmidique (5 μg/μL), 5 μL de tampon enzymatique 10x et 5 μL d’enzyme de restriction et incuber à 37 °C pendant 30 min.
      REMARQUE: Les enzymes de restriction utilisées peuvent varier en fonction du plasmide, ce qui peut nécessiter un tampon enzymatique différent, et l’ADN des conditions expérimentales peut être utilisé dans n’importe quelle quantité / volume, car le modèle peut être mis à l’échelle vers le haut ou vers le bas.
    2. Purifier et précipiter l’ADN linéarisé à l’aide de phénol et d’éthanol. Effectuez toutes les étapes suivantes (2.1.3-2.1.15) dans des tubes stériles de 1,5 mL et utilisez une centrifugeuse de table (voir tableau des matériaux) pour les étapes de centrifugation.
    3. Ajouter le volume approprié de H2O stérile de sorte que le volume final soit égal à 400 μL. Ensuite, ajoutez 400 μL de phénol.
    4. Mélanger vigoureusement par inversion pendant ~10 s, et centrifuger à 17 000 x g pendant 1 min à 4 °C. Retirez et enregistrez la phase supérieure.
    5. Ajouter 400 μL de phénol:chloroforme:isoamylalcool (25:24:1, v:v:v).
    6. Mélanger vigoureusement par inversion pendant ~10 s, et centrifuger à 17 000 g pendant 1 min à 4 °C. Retirez et enregistrez la phase supérieure.
    7. Ajouter 400 μL de chloroforme:isoamylalcool (24:1, v:v).
    8. Mélanger vigoureusement par inversion pendant ~10 s, et centrifuger à 17 000 g pendant 1 min à 4 °C. Retirez et enregistrez la phase supérieure.
    9. Ajouter 40 μL d’acétate de sodium 3M (pH 7,0) et ajouter 1 mL d’éthanol à 95 %.
    10. Placer les tubes stériles de 1,5 mL dans un congélateur à -80 °C sur le côté pendant 15 min.
    11. Centrifuger les échantillons à 17 000 x g pendant 10 min à 4 °C.
    12. Jetez le surnate et lavez la pastille avec 300 μL d’éthanol à 80%.
    13. Centrifuger les échantillons à 17 000 x g pendant 2 min à 4 °C.
    14. Jetez le surnate et séchez la pastille à l’air. Une fois que le granulé est sec, il devrait être clair.
    15. Remettre en suspension la pastille dans 20 μL de H2O stérile
    16. Mesurez la concentration d’ADN à l’aide d’un spectrophotomètre (voir Tableau des matériaux) et assurez-vous que le rapport A260:280 est supérieur à 1,8.
    17. Diluer l’ADN à une concentration de 0,8 μg/μL dans du H2O stérile.
    18. Transcrire l’ADN : Combiner le plasmide (0,8 μg/μL, 60,8 μL), le H2O stérile (8,4 μL), le NTP de 10 mM (5,2 μL), l’ATP de 10 mM (10,0 μL), le M-7-G (11,6 μL), le mélange mentionné à l’étape 2.1,19 (15,6 μL), l’ARN (5,2 μL) et une ARN polymérase appropriée (4,8 μL) pour former un « mélange à réaction unique » (volume total = 121,6 μL) et incuber pendant 90 min à la température optimale pour la polymérase (37 °C pour la polymérase T7 ; 40 °C pour la polymérase SP6)
    19. Pour préparer le mélange, ajouter 200 μL de 1M HEPES (pH 7,9), 100 μL de 1 M MgAc2, 500 μL de 4 M KAc, 100 μL de 20 mM de spermidine, 100 μL de 0,5 M DTT et 200 μL de H20 stérile.
      REMARQUE: La réaction peut être augmentée ou réduite en volume tant que les proportions fournies de réactifs sont maintenues. L’ARN polymérase utilisée est dictée par la séquence de promoteurs bactériens dans le plasmide utilisé.
    20. Ensuite, purifiez et précipitez l’ARNm à l’aide de phénol et d’éthanol comme aux étapes 2.1.2-2.1.15. Porter le volume à 400 μL avec du H2O stérile (ajouter 280 μL) et procéder comme décrit aux étapes 2.1.2-2.1.15. Remettre en suspension la pastille finale dans 20 μL de H2O stérile.
    21. Mesurez la concentration d’ARNm à l’aide d’un spectrophotomètre, assurez-vous que le rapport A260:280 est d’environ 2,0.
    22. Diluer l’ARNm à 2,8 μg/μL dans du H2O stérile et le conserver à -20 °C dans des aliquotes de 50 μL.
  2. Traduction in vitro
    REMARQUE: La traduction de l’ADN souhaité doit être effectuée le jour même de l’expérience d’importation. Cette expérience nécessite l’utilisation d’acides aminés radiomarqués et, par conséquent, l’utilisateur doit avoir un permis pour l’utilisation de radio-isotopes, et toute manipulation et élimination doivent être conformes aux politiques / exigences de l’institution. Les mesures de sécurité des radio-isotopes ont été omises ou décrites brièvement, car elles différeront probablement selon l’établissement.
    1. Préparer suffisamment de mélange de réactions de translation (tableau 2) pour fournir environ 20 μL par échantillon de mitochondries à utiliser dans l’expérience d’importation et inclure le même volume pour une voie de traduction.
    2. Incuber la réaction pendant 30 min à 30 °C (le temps peut varier avec l’ARNm, 25-60 min).
    3. Consigner l’utilisation de 35S-méthionine conformément aux exigences de sûreté radioactive de l’établissement et éliminer tout ce qui est entré en contact avec le radio-isotope conformément aux lignes directrices de l’établissement.
  3. Importation de protéines
    REMARQUE: Des mitochondries fraîchement isolées sont nécessaires pour les étapes suivantes. Reportez-vous au protocole d’isolement mitochondrial. D’autres méthodes d’isolement peuvent être utilisées tant que les mitochondries sont viables et fonctionnelles. Pour les étapes suivantes, les échantillons mitochondriaux utilisés sont remis en suspension dans un tampon de remise en suspension comme décrit ci-dessus (Tableau 1). La concentration en protéines de l’échantillon mitochondrial doit également être mesurée avant de commencer le test d’importation.
    1. Environ 15 minutes après le début de la réaction de traduction, aliquoter 90 μg de mitochondries dans des tubes stériles de 1,5 mL et pré-incuber à 30 °C pendant environ 10 min.
      REMARQUE: Aliquote plus de mitochondries que ce qui sera réellement utilisé dans l’expérience; seulement 75 μg seront réellement utilisés. Cependant, la citation aliquote en excès n’est pas une exigence.
    2. Dans un nouvel ensemble de tubes stériles de 1,5 mL, mélanger 75 μg de mitochondries avec 18 μL de la réaction de traduction et incuber à 30 °C pendant le temps souhaité.
    3. Conserver le volume restant de la réaction de translation sur la glace; cela sera utilisé plus tard.
      REMARQUE: L’importation est un processus dépendant du temps, il peut donc être prudent de commencer par une expérience de cours temporel allant de 1 à 60 minutes d’incubation. Un temps de réaction typique est de 30 min.
    4. Pendant ce temps, préparez le coussin de saccharose en combinant 1 g de saccharose, 200 μL de 2,5 M KCl, 10 μL 1 M MgCl2, 100 μL de 1 M HEPES (pH 7,4), et portez le volume à 5 mL en utilisant du H2O stérile.
    5. Préparer un nouvel ensemble de tubes stériles de 1,5 mL correspondant à chaque tube dans la réaction d’importation. Aliquote 600 μL du coussin de saccharose dans chaque tube et garder sur la glace jusqu’à ce que la réaction d’importation soit terminée.
    6. Pour mettre fin à la réaction d’importation après le temps d’incubation approprié, retirez le tube de 30 °C, placez-le sur de la glace, puis transférez soigneusement la réaction d’importation sur le dessus du tube avec le coussin de saccharose.
      REMARQUE: Cette étape doit être effectuée très lentement pour s’assurer que les mitochondries ne sont pas endommagées / rompues. Le coussin de saccharose aide à ralentir la migration des mitochondries et « amortit » sa descente vers le bas du tube lors de l’étape de centrifugation suivante.
    7. Centrifuger les échantillons + coussin de saccharose à 17 000 x g pendant 15 min à 4 °C.
    8. Préparer le tampon de rupture en combinant 25 mL de 2,4 M de sorbitol, 2 mL de 1 M HEPES (pH 7,4) et 72 mL de H2O double distillé.
    9. Préparer le tampon de lyse pour l’électrophorèse sur gel SDS-PAGE : Mélanger 50 mL de glycérol chauffé, 11,5 g de FDS, 31,25 mL de Tris (pH 6,8) et porter le volume à 500 mL avec du H2O doublement distillé.
    10. Pour la préparation de l’échantillon, mélanger 475 μL de tampon de lyse avec 25 μL de β-mercaptoéthanol à utiliser dans une étape ultérieure.
      REMARQUE: Le tampon de lyse peut être fabriqué à l’avance et stocké à température ambiante; cependant, l’ajout de β-mercaptoéthanol doit être fait frais.
    11. À l’aide d’une pipette P1000, retirez soigneusement le surnate et ne dérangez pas le granulé. Éliminer le supernate dans un conteneur de déchets radioactifs approprié.
    12. Pour l’importation dans la membrane externe, effectuez cette opération à l’aide de Tom40, remettez la pastille dans 50 μL de carbonate de sodium 0,1 M fraîchement préparé (pH 11,5) et incubez sur de la glace pendant 30 min.
    13. Après l’incubation, centrifuger l’échantillon de 14 000 x g pendant 5 min à 4 °C. Cette étape n’est effectuée que pour les réactions d’importation de la membrane externe.
    14. Pour préparer les échantillons à l’électrophorèse SDS-PAGE, ajoutez 20 μL de tampon de rupture, 20 μL de tampon de lyse et β-mercaptoéthanol et remettez bien en suspension. Ajouter 5 μL de colorant d’échantillon.
    15. Préparer la voie de contrôle/translation en combinant 3 μL de la réaction de translation restante de l’étape 2.3.3 avec 37 μL de tampon de lyse et 5 μL de colorant d’échantillon. Bien mélanger.
    16. Faire bouillir les échantillons pendant 5 min à 95 °C et tourner doucement à basse vitesse pour éviter de granuler les mitochondries.
    17. Appliquez les échantillons sur un gel de polyacrylamide SDS.
      REMARQUE: Le pourcentage de gel et la durée d’exécution ultérieure dépendront de la protéine importée. Par exemple, l’OCT est de 37 kDa et sa bande traitée mature est légèrement plus petite; par conséquent, un gel à 12% permet une bonne séparation de ces bandes.
    18. Une fois l’électrophorèse terminée, retirez le gel et placez-le dans du H2O double distillé.
    19. Faire bouillir le gel dans 5% de TCA dans une hotte pendant 5 min, en remuant / déplaçant continuellement le gel pour éviter de se fissurer.
      REMARQUE: TCA aide à solidifier le gel pour la visualisation; cela peut être fait dans un plateau métallique sur un brûleur Bunsen. Utilisez suffisamment de TCA pour couvrir généreusement le gel, ~ 1/2 plein.
    20. Retirez le gel et replacez-le dans du H2O double distillé. Agitez-le sur une plaque rotative pendant 1 min à ~50 tr/min.
    21. Lavez le gel dans 10 mM Tris sur une plaque rotative pendant 5 min à ~50 tr/min, encore une fois en utilisant assez pour couvrir généreusement le gel, ~1/2 du récipient.
    22. Précipiter la protéine en lavant le gel dans 1 M d’acide salicyclique sur une plaque rotative pendant 30 min, en utilisant à nouveau suffisamment d’acide salicyclique pour couvrir généreusement le gel, ~ 1/2 du récipient utilisé.
    23. Déshydrater le gel comme décrit aux étapes 2.3.24-2.3.31.
      REMARQUE: Cela peut être fait de plusieurs façons. Un séchoir à gel (voir tableau des matériaux) offre une option rapide (décrite ci-dessous); Cependant, d’autres méthodes / kits disponibles dans le commerce peuvent être utilisés qui peuvent être plus rentables mais plus longs. Les kits de séchage sur gel peuvent être utilisés comme une alternative qui ne nécessite pas l’application de chaleur ou d’aspiration, mais permet plutôt au gel de sécher à l’air libre entre les feuilles de cellophane pour éviter toute distorsion.
    24. Placez une grande feuille de papier buvard sur le lit poreux du séchoir à gel. Placez une feuille d’essuie-tout dans la zone où le gel sera appliqué.
    25. Coupez un morceau de papier buvard de 15 cm x 20 cm et placez-le sur l’essuie-tout.
    26. Retirez le gel du récipient à l’aide d’un deuxième morceau de papier buvard de 15 cm x 20 cm et posez-le à plat sur le dessus du premier morceau.
    27. Coupez un morceau de pellicule de plastique légèrement plus grand, ~ 20 cm x 25 cm, et placez-le sur du gel, en veillant à ce qu’il n’y ait pas de plis ou de bulles sous l’enveloppe.
      REMARQUE: Cela peut prendre quelques tentatives, mais il est impératif qu’il n’y ait pas de poches d’air piégées.
    28. Posez doucement le couvercle en plastique du séchoir à gel sur le dessus de l’emballage, en veillant à nouveau à ce qu’il n’y ait pas de bulles ou de plis.
    29. Allumez la pompe/le vide et assurez-vous que le couvercle en plastique a formé un joint. Testez le joint en soulevant un coin du couvercle en plastique et attendez qu’il soit à nouveau scellé.
    30. Fermez le séchoir à gel et faites fonctionner pendant 90 min. Réglez la température pour commencer à 30 °C, atteignez progressivement 80 °C, puis revenez à 30 °C à la fin de la course.
    31. Une fois déshydraté, le gel se solidifiera et se sentira mince en papier. Enveloppez le gel dans la pellicule de plastique utilisée dans le processus de séchage.
    32. Placez le gel déshydraté dans une cassette de film avec un film de phosphore (voir Tableau des matériaux), avec le côté blanc face au gel. Les temps d’exposition varient mais peuvent être de 24 à 48 heures pour la visualisation des bandes.
    33. Visualisez à l’aide de l’autoradiographie à l’aide de tout imageur approprié capable d’imagerie au phosphore.

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Résultats

Nous avons largement illustré que ce protocole est un test valide pour déterminer le taux d’importation dans les mitochondries musculaires squelettiques isolées fonctionnelles et intactes. Par rapport aux affections non traitées, l’importation de protéines précurseurs typiques telles que la malate déshydrogénase (MDH) dans la matrice est sensible au potentiel membranaire car elle peut être inhibée par la valinomycine, un découpleur de la chaîne respiratoire (Figure 2A). L’im...

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Discussion

Les mitochondries dépendent uniquement de l’expression et de la coordination des génomes nucléaire et mitochondrial pour leur synthèse et leur expansion dans les cellules. Cependant, le génome nucléaire code la grande majorité (99%) du protéome mitochondrial, ce qui souligne l’importance de la machinerie d’importation des protéines pour soutenir la biogenèse mitochondriale. L’importation sert également d’événement de signalisation important, car le défaut d’importation peut favoriser l’initiation de la réponse protéique ...

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Déclarations de divulgation

Aucun conflit d’intérêts, financier ou autre, n’est déclaré par les auteurs.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier le Dr G.C. Shore de l’Université McGill, le Dr A. Strauss de la Washington School of Medicine et le Dr .M.T. Ryan de l’Université La Trobe pour les dons originaux de plasmides d’expression qui ont été utilisés pour cette recherche. Ces travaux ont été soutenus par un financement du Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG) à D. A. Hood. D. A. Hood est également titulaire d’une chaire de recherche du Canada en physiologie cellulaire.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0,2 % BSASigmaA2153
35S-méthioninePerkin ElmerNEG709A500UCL’achat nécessite un permis de radio-isotope valide
ATPSigmaA7699
Papier buvard ; Whatman 3MM CHR PaperThermo Fisher05-714-5
Cassette pour filmKodakKodak Xomatic
Tube de centrifugationThermo Fisher3138-0050
ChloroformThermo FisherC298-4
DTTSigmaD9779-5G
EDTABioShopEDT002
EGTASigmaE4378
BioRadmodèle 583
Kit de séchage de gelSigma ou BioRadZ377570-1PAK ou OW-GDF-10Diverses options sont disponibles dans le commerce auprès de nombreuses entreprises, ce ne sont que quelques exemples.
GlycérolCaledon Produits chimiques de laboratoire5350-1-40
HEPESSigmaH3375
Centrifugeuse à grande vitesseBeckman CoulterAvanti J-25 Centrifugeuse
HomogénéisateurIKAT25 Digital Ultra Turrex
Isoamylalcohol, ou 3-méthylbutanolSigmaI9392
KAcBioShopPOA301.500
KClSigmaP3911
M7GNew England BiolabS1404SDiluer avec 1000ul 20mM HEPES pour faire 1mM stock
MgClBioShopMAG510
MgSO4Thermo FisherM65-500
MOPSBioShopMOP001
NaClBioShopPlasmide SOD001
NTPThermo FisherR0191
OCT-Don du Dr G. C. Shore, Université McGill, Montréal, Canada
Plasmide pGEM4Z/hTom40--Don du Dr M. T. Ryan, Université La Trobe, Melbourne, Australie
Plasmide pGMDH--Don du Dr A. Strauss, Faculté de médecine de l’Université de Washington
PhénolSigmaP4557
Phénol :Chloroforme :IsoamyalcoholSigmaP3803Peut également être fabriqué avec le rapport fourni
Film de phosphoreFujifilmBAS-IP MS 2025
Lysat de réticulocyte de lapinPromegaL4960Eviter la congélation-décongélation ; aliquote lysat à l’arrivée ; les acides aminés sont fournis dans le kit ainsi que les
ARNPromegaN2311
Rotor pour centrifugeuse à grande vitesseBeckman CoulterJA-25.50
SDSBioShopSDS001.500Attention : nocif en cas d’ingestion ou d’inhalation, porter un masque.
Acétate de sodiumBioshopSAA 304
Carbonate de sodiumVWRBDH9284
Salicylate de sodiumMillipore Sigma106601
SorbitolSigmaS6021
SP6 ARN polymérasePromegaP1085
SpectrophotomètreThermo FisherNanodrop 2000
SpermidineSigmaS-2626
SaccharoseBioShopSUC507
T7 ARN polymérasePromegaP2075
Centrifugeusede table Thermo FisherAccuSpin Micro 17
Acide trichloracétiqueThermo FisherA322-500
TrisBioShopTRS001
& bêta-mercaptoéthanolSigmaM6250-100ML
Sécheur de gel -

Références

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