Myokardieinfarkt ved perkutan emboliseringsspole implementering i en svinemodel
Summary
Myokardieinfarkt (MI) dyremodeller, der efterligner sygdommens naturlige proces hos mennesker, er afgørende for at forstå patofysiologiske mekanismer og teste sikkerheden og effekten af nye nye nye terapier. Her beskriver vi en MI-svinemodel skabt ved at implementere en perkutan emboliseringsspole.
Abstract
Myokardieinfarkt (MI) er den førende årsag til dødelighed på verdensplan. På trods af brugen af evidensbaserede behandlinger, herunder koronar revaskularisering og kardiovaskulære lægemidler, udvikler en betydelig andel af patienterne patologisk venstre-ventrikulær ombygning og progressiv hjertesvigt efter MI. Derfor er der udviklet nye terapeutiske muligheder, såsom celle- og genterapier, blandt andet for at reparere og regenerere skadet myokardie. I denne sammenhæng er dyremodeller af MI afgørende for at undersøge sikkerheden og effekten af disse eksperimentelle terapier før klinisk oversættelse. Store dyremodeller som svin foretrækkes frem for mindre på grund af den høje lighed mellem svin og menneskelige hjerter med hensyn til koronararterieanatomi, hjertekinetik og post-MI-helingsprocessen. Her havde vi til formål at beskrive en MI-model i gris ved permanent spoleudrulning. Kort fortalt består den af en perkutan selektiv koronararterie kanylering gennem retrograd lårbensadgang. Efter koronar angiografi indsættes spolen ved målgrenen under fluoroskopisk vejledning. Endelig bekræftes fuldstændig okklusion ved gentagen koronar angiografi. Denne tilgang er gennemførlig, meget reproducerbar og efterligner patogenesen af human ikke-revaskulariseret MI, idet man undgår den traditionelle åbne brystkirurgi og den efterfølgende postoperative inflammation. Afhængigt af opfølgningstidspunktet er teknikken velegnet til akutte, subakute eller kroniske MI-modeller.
Introduction
Myokardieinfarkt (MI) er den mest udbredte årsag til dødelighed, sygelighed og handicap på verdensplan1. På trods af de nuværende terapeutiske fremskridt udvikler en betydelig andel af patienterne negativ ventrikulær ombygning og progressiv hjertesvigt efter MI, hvilket resulterer i dårlig prognose på grund af ventrikulær dysfunktion og pludselig død 2,3,4. Nye terapeutiske muligheder for at reparere og/eller regenerere skadet myokardie er således under kontrol, og translationelle MI-dyremodeller er afgørende for at teste deres sikkerhed og virkning. Selvom flere modeller er blevet brugt til kardiovaskulær forskning, herunder rotter 5,6, mus 7,8, hunde9 og får10, er svin et af de bedste valg til modellering af hjerteiskæmiundersøgelser på grund af deres høje lighed med mennesker med hensyn til hjertestørrelse, koronararterieanatomi, hjertekinetik, fysiologi, stofskifte og post-MI-helingsprocessen 11, 12,13,14,15.
I denne sammenhæng er der mange forskellige åbne kirurgiske og perkutane tilgange til rådighed for at udvikle MI-svinemodeller. Den åbne brysttilgang involverer en venstre lateral thoracotomiprocedure og er nyttig til udførelse af kirurgisk koronararterieligation16,17, myokardiekrøoskade, cauterization12 og koronararterieplacering af en hydraulisk okkluse18 eller en ameroid constrictor19, blandt andre. Kirurgisk koronar okklusion er blevet brugt i vid udstrækning til at teste nye terapeutiske muligheder såsom hjertevævsteknik og celleterapi, da det giver bred adgang og visuel vurdering af hjertet; I modsætning til human MI kan det imidlertid resultere i kirurgiske adhæsioner, tilstødende ardannelse og postoperativ betændelse17. Myokardiekrionskade og cauterization er let reproducerbare teknikker, men reproducerer ikke den patofysiologiske MI-progression, der observeres hos mennesker12. På den anden side er der udviklet flere perkutane teknikker til at producere midlertidig eller permanent koronar blokering. Disse omfatter transkoronær eller intrakorron ethanolablation 20,21, okklusion ved ballonangioplastik22 eller levering af trombogene materialer såsom agarosegelperler23, fibrinogenblandinger9 eller spoleembolisering 17,24. Mens ballonangioplastik er bedre egnet til iskæmi / reperfusionsundersøgelser, er koronar spoleudrulning et af de bedste valg til modellering af ikke-revaskulariseret MI. Denne perkutane tilgang er gennemførlig, konsekvent reproducerbar og undgår åben brystkirurgi. Det muliggør præcis kontrol af infarktets placering og resulterer i patofysiologi svarende til en menneskelig ikke-reperfuseret MI. Desuden er spoleembolisering velegnet til modellering af akut, subakut eller kronisk MI; kronisk kongestiv hjertesvigt; eller valvulær sygdom17.
Den nuværende protokol har til formål at beskrive, hvordan man udvikler en MI-svinemodel ved permanent spoleudrulning. Kort fortalt består den af en perkutan selektiv koronararterie kanylering gennem retrograd lårbensadgang. Efter koronar angiografi indsættes en spole ved målgrenarterien under fluoroskopisk vejledning. Endelig bekræftes fuldstændig okklusion ved gentagen koronar angiografi.
Protocol
Representative Results
Discussion
En spole indsat i en koronararterie giver en reproducerbar og konsistent præklinisk ikke-reperfuseret MI-model i svin, der kan bruges til at udvikle og teste nye kardiovaskulære terapeutiske strategier.
I vores hænder var dødeligheden ved opfølgning 19% relateret til komplikationer af MI, hovedsagelig inden for de første 24 timer af proceduren. Alle disse dødsfald er relateret til den naturlige historie af den ikke-reperfused MI og var de primære resultater af undersøgelsen. Et af de …
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi udtrykker vores taknemmelighed over for Center of Comparative Medicine and Bioimaging of Catalonia (CMCiB) og personalet for deres bidrag til udførelsen af dyremodellen. Dette arbejde blev støttet af Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), Sociedad Española de Cardiología og Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Dette arbejde blev også finansieret af projekterne Red de Terapia Celular – TerCel [RD16/0011/0006] og CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403] som en del af Plan Nacional de I+D+I og medfinansieret af ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Dr. Fadeuilhe blev støttet af et tilskud fra det spanske kardiologiske selskab (Madrid, Spanien).
Materials
| 6-F JR4 0-71"guiding catheter | Medtronic | LA6JR40 | 6F JR4 90 cm Guiding catheter |
| Adrenaline 1 mg/mL | B.Braun | National Code (NC). 602486 | Adrenaline |
| Atropine 1 mg/mL | B.Braun | NC. 635649 | Atropine |
| Betadine | Mylan | NC. 694109-1 | Povidone iodine solution |
| Bupaq 0.3 mg/mL | Richter Pharma AG | NC. 578816.6 | Buprenorphine |
| Dexdomitor 0.5 mg/mL | Orion Pharma | NC. 576303.3 | Dexmedetomidine |
| Draxxin | Zoetis | NC. 576313.2 | Tulathromycin |
| EMERALD Guidewire | Cordis | 502-585 | 0.035-inch J-tipped wire |
| External defibrillator | DigiCare | CS81XVET | Manual external defibrillator |
| Fendivia 100 µg/h | Takeda | NC. 658524.5 | Fentanyl transdermal patch |
| Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm | Argon | GWI1802 | Introducer needle |
| Heparine 1% | ROVI | NC. 641647.1 | Heparin |
| Hi-Torque VersaTurn F | Abbott | 1013317J | 0.014-inch 200 cm Guidewire |
| IsoFlo | Zoetis | 50019100 | Isoflurane |
| Ketamidor | Richter Pharma AG, | NC. 580393.7 | Ketamine |
| Lidocaine 50 mg/mL | B.Braun | NC. 645572.2 | Lidocaine |
| MD8000vet | Meditech Equipment | MD8000vet | Multi-parameter monitor |
| Midazolam | Laboratorios Normon | NC. 624437.1 | Midazolam |
| Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 | Merit | PSI-6F-11-035 | 6F Vascular sheath |
| Propovet Multidosis 10 mg/mL | Zoetis | NC. 579742.7 | Propofol |
| RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO | Boston Scientific | M001181370 | 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter |
| Ruschelit | Teleflex | 112482 | Endotracheal tube with balloon (#6.5) |
| SPUR II | Ambu | 325 012 000 | Airway mask bag unit-ventilation (AMBU) |
| Vasofix 20 G | B.Braun | 4269098 | 20 G Cannula |
| Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL | General Electrics | 1177612 | Iodinated contrast medium |
| VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm | Boston Scientific | M0013822030 | Coil |
| WATO EX-35 | Mindray | WATO EX-35Vet | Anesthesia machine |
References
- Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
- Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
- Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
- Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -. H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464 (2011).
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), 2104-2111 (2007).
- Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
- Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
- Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
- Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
- Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction – Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms – Clinical Applications. , 175-190 (2012).
- Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), 1689-1701 (2003).
- Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
- Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
- Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
- Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
- Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
- Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
- Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter – preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
- Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
- Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
- Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
- Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , (2011).
- Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
- Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).
