Infarctus du myocarde par déploiement de bobine d’embolisation percutanée dans un modèle porcin
Summary
Les modèles animaux d’infarctus du myocarde (IM) qui imitent le processus naturel de la maladie chez l’homme sont essentiels pour comprendre les mécanismes physiopathologiques et tester l’innocuité et l’efficacité des nouvelles thérapies émergentes. Nous décrivons ici un modèle de porc MI créé en déployant une bobine d’embolisation percutanée.
Abstract
L’infarctus du myocarde (IM) est la principale cause de mortalité dans le monde. Malgré l’utilisation de traitements fondés sur des données probantes, y compris la revascularisation coronarienne et les médicaments cardiovasculaires, une proportion importante de patients développent un remodelage pathologique du ventriculaire gauche et une insuffisance cardiaque progressive après IM. Par conséquent, de nouvelles options thérapeutiques, telles que les thérapies cellulaires et géniques, entre autres, ont été développées pour réparer et régénérer le myocarde blessé. Dans ce contexte, les modèles animaux d’IM sont cruciaux pour explorer l’innocuité et l’efficacité de ces thérapies expérimentales avant la traduction clinique. Les grands modèles animaux tels que les porcs sont préférés aux plus petits en raison de la grande similitude des cœurs porcins et humains en termes d’anatomie de l’artère coronaire, de cinétique cardiaque et du processus de guérison post-MI. Ici, nous avons cherché à décrire un modèle MI chez le porc par déploiement permanent de bobine. En bref, il comprend une canulation artérielle sélective percutanée par accès fémoral rétrograde. Après l’angiographie coronaire, la bobine est déployée à la branche cible sous guidage fluoroscopique. Enfin, l’occlusion complète est confirmée par une coronarographie répétée. Cette approche est réalisable, hautement reproductible et émule la pathogenèse de l’IM humaine non revascularisée, en évitant la chirurgie thoracique ouverte traditionnelle et l’inflammation postopératoire subséquente. Selon le moment du suivi, la technique convient aux modèles d’IM aiguë, subaiguë ou chronique.
Introduction
L’infarctus du myocarde (IM) est la cause la plus répandue de mortalité, de morbidité et d’invalidité dans le monde1. Malgré les progrès thérapeutiques actuels, une proportion importante de patients développent un remodelage ventriculaire indésirable et une insuffisance cardiaque progressive après l’IM, entraînant un mauvais pronostic en raison d’un dysfonctionnement ventriculaire et d’une mort subite 2,3,4. De nouvelles options thérapeutiques pour réparer et/ou régénérer le myocarde blessé font donc l’objet d’un examen minutieux, et les modèles animaux d’IM translationnels sont cruciaux pour tester leur innocuité et leur efficacité. Bien que plusieurs modèles aient été utilisés pour la recherche cardiovasculaire, y compris les rats 5,6, les souris 7,8, les chiens9 et les moutons10, les porcs sont l’un des meilleurs choix pour modéliser les études d’ischémie cardiaque en raison de leur grande similitude avec les humains en termes de taille cardiaque, d’anatomie de l’artère coronaire, de cinétique cardiaque, de physiologie, de métabolisme et du processus de guérison post-MI 11, 12,13,14,15.
Dans ce contexte, de nombreuses approches chirurgicales ouvertes et percutanées sont disponibles pour développer des modèles porcins d’IM. L’approche de la poitrine ouverte implique une procédure de thoracotomie latérale gauche et est utile pour effectuer une ligature chirurgicale de l’artère coronaire16,17, une cryo-lésion myocardique, une cautérisation12 et la mise en place d’un obsclusion hydraulique18 ou d’un constricteur améroïde19, entre autres. L’occlusion coronarienne chirurgicale a été largement utilisée pour tester de nouvelles options thérapeutiques telles que l’ingénierie tissulaire cardiaque et la thérapie cellulaire, car elle permet un large accès et une évaluation visuelle du cœur; cependant, contrairement à l’IM humain, il peut entraîner des adhérences chirurgicales, des cicatrices adjacentes et une inflammation postopératoire17. La cryo-lésion myocardique et la cautérisation sont des techniques facilement reproductibles mais ne reproduisent pas la progression physiopathologique de l’IM observée chez l’homme12. D’autre part, plusieurs techniques percutanées ont été développées pour produire un blocage coronarien temporaire ou permanent. Il s’agit notamment de l’ablation transcoronnaire ou intracoronaire de l’éthanol 20,21, de l’occlusion par angioplastie par ballonnet22 ou de l’administration de matériaux thrombogéniques tels que les billes de gel d’agarose23, les mélanges de fibrinogène 9 ou l’embolisationen bobine 17,24. Alors que l’angioplastie par ballonnet est mieux adaptée aux études d’ischémie / reperfusion, le déploiement de la bobine coronaire est l’un des meilleurs choix pour la modélisation de l’IM non revascularisée. Cette approche percutanée est réalisable, reproductible de manière cohérente et évite la chirurgie thoracique ouverte. Il permet un contrôle précis de l’emplacement de l’infarctus et aboutit à une physiopathologie similaire à celle d’un IM humain non reperfusé. De plus, l’embolisation de la bobine convient à la modélisation de l’IM aiguë, subaiguë ou chronique; insuffisance cardiaque congestive chronique; ou valvulopathie17.
Le présent protocole vise à décrire comment développer un modèle porcin IM par déploiement permanent de bobines. En bref, il comprend une canulation artérielle sélective percutanée par accès fémoral rétrograde. Après l’angiographie coronaire, une bobine est déployée au niveau de l’artère de la branche cible sous guidage fluoroscopique. Enfin, l’occlusion complète est confirmée par une coronarographie répétée.
Protocol
Representative Results
Discussion
Une bobine déployée dans une artère coronaire fournit un modèle préclinique d’IM non reperfusé reproductible et cohérent chez le porc qui peut être utilisé pour développer et tester de nouvelles stratégies thérapeutiques cardiovasculaires.
Entre nos mains, la mortalité au suivi était de 19% liée aux complications de l’IM, principalement dans les 24 premières heures de la procédure. Tous ces décès sont liés à l’histoire naturelle de l’IM non reperfusé et ont été …
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous exprimons notre gratitude au Centre de médecine comparée et de bioimagerie de Catalogne (CMCiB) et au personnel pour leur contribution à l’exécution du modèle animal. Ce travail a été soutenu par l’Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), la Sociedad Española de Cardiología et la Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Ces travaux ont également été financés par les projets Red de Terapia Celular – TerCel [RD16/0011/0006] et CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], dans le cadre du Plan Nacional de I+D+I, et cofinancés par l’ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Le Dr Fadeuilhe a reçu une subvention de la Société espagnole de cardiologie (Madrid, Espagne).
Materials
| 6-F JR4 0-71"guiding catheter | Medtronic | LA6JR40 | 6F JR4 90 cm Guiding catheter |
| Adrenaline 1 mg/mL | B.Braun | National Code (NC). 602486 | Adrenaline |
| Atropine 1 mg/mL | B.Braun | NC. 635649 | Atropine |
| Betadine | Mylan | NC. 694109-1 | Povidone iodine solution |
| Bupaq 0.3 mg/mL | Richter Pharma AG | NC. 578816.6 | Buprenorphine |
| Dexdomitor 0.5 mg/mL | Orion Pharma | NC. 576303.3 | Dexmedetomidine |
| Draxxin | Zoetis | NC. 576313.2 | Tulathromycin |
| EMERALD Guidewire | Cordis | 502-585 | 0.035-inch J-tipped wire |
| External defibrillator | DigiCare | CS81XVET | Manual external defibrillator |
| Fendivia 100 µg/h | Takeda | NC. 658524.5 | Fentanyl transdermal patch |
| Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm | Argon | GWI1802 | Introducer needle |
| Heparine 1% | ROVI | NC. 641647.1 | Heparin |
| Hi-Torque VersaTurn F | Abbott | 1013317J | 0.014-inch 200 cm Guidewire |
| IsoFlo | Zoetis | 50019100 | Isoflurane |
| Ketamidor | Richter Pharma AG, | NC. 580393.7 | Ketamine |
| Lidocaine 50 mg/mL | B.Braun | NC. 645572.2 | Lidocaine |
| MD8000vet | Meditech Equipment | MD8000vet | Multi-parameter monitor |
| Midazolam | Laboratorios Normon | NC. 624437.1 | Midazolam |
| Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 | Merit | PSI-6F-11-035 | 6F Vascular sheath |
| Propovet Multidosis 10 mg/mL | Zoetis | NC. 579742.7 | Propofol |
| RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO | Boston Scientific | M001181370 | 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter |
| Ruschelit | Teleflex | 112482 | Endotracheal tube with balloon (#6.5) |
| SPUR II | Ambu | 325 012 000 | Airway mask bag unit-ventilation (AMBU) |
| Vasofix 20 G | B.Braun | 4269098 | 20 G Cannula |
| Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL | General Electrics | 1177612 | Iodinated contrast medium |
| VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm | Boston Scientific | M0013822030 | Coil |
| WATO EX-35 | Mindray | WATO EX-35Vet | Anesthesia machine |
References
- Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
- Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
- Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
- Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -. H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464 (2011).
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), 2104-2111 (2007).
- Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
- Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
- Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
- Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
- Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction – Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms – Clinical Applications. , 175-190 (2012).
- Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), 1689-1701 (2003).
- Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
- Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
- Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
- Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
- Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
- Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
- Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter – preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
- Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
- Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
- Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
- Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , (2011).
- Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
- Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).
