אוטם שריר הלב על ידי פריסת סליל אמבוליזציה מלעורית במודל חזירים
Summary
מודלים של בעלי חיים באוטם שריר הלב (MI) המחקים את התהליך הטבעי של המחלה בבני אדם הם חיוניים להבנת מנגנונים פתופיזיולוגיים ולבדיקת הבטיחות והיעילות של טיפולים חדשים. כאן, אנו מתארים מודל חזיר MI שנוצר על ידי פריסת סליל אמבוליזציה מלעורי.
Abstract
אוטם שריר הלב (MI) הוא הגורם המוביל לתמותה ברחבי העולם. למרות השימוש בטיפולים מבוססי ראיות, כולל רה-וסקולריזציה כלילית ותרופות קרדיווסקולריות, חלק ניכר מהחולים מפתחים שיפוץ פתולוגי של החדר השמאלי ואי ספיקת לב מתקדמת בעקבות MI. לכן, אפשרויות טיפוליות חדשות, כגון טיפולים תאיים וגנים, בין היתר, פותחו כדי לתקן וליצור מחדש שריר הלב פצוע. בהקשר זה, מודלים של בעלי חיים של MI הם חיוניים לחקר הבטיחות והיעילות של טיפולים ניסיוניים אלה לפני תרגום קליני. מודלים גדולים של בעלי חיים כגון חזירים מועדפים על פני קטנים יותר בשל הדמיון הגבוה של חזירים ולבבות אנושיים במונחים של אנטומיה של עורקים כליליים, קינטיקה של הלב ותהליך הריפוי שלאחר MI. כאן, התכוונו לתאר מודל MI בחזיר על ידי פריסת סליל קבועה. בקצרה, הוא כולל תותח עורקים כליליים סלקטיבי מלעוריים באמצעות גישה מדרדרת לירך הירך. בעקבות אנגיוגרפיה כלילית, הסליל נפרס בענף המטרה בהנחיה פלואורוסקופית. לבסוף, חסימה מלאה מאושרת על ידי אנגיוגרפיה כלילית חוזרת ונשנית. גישה זו היא אפשרית, ניתנת לשחזור גבוהה, ומחקה את הפתוגנזה של MI אנושי שאינו סובב, תוך הימנעות מניתוח החזה הפתוח המסורתי ומהדלקת שלאחר הניתוח. בהתאם לזמן המעקב, הטכניקה מתאימה למודלים חריפים, תת-חריפים או כרוניים של MI.
Introduction
אוטם שריר הלב (MI) הוא הגורם השכיח ביותר לתמותה, תחלואה ונכות ברחבי העולם1. למרות ההתקדמות הטיפולית הנוכחית, חלק ניכר מהחולים מפתחים שיפוץ חדרי שלילי ואי ספיקת לב מתקדמת בעקבות MI, וכתוצאה מכך פרוגנוזה לקויה עקב תפקוד לקוי של החדר ומוות פתאומי 2,3,4. אפשרויות טיפוליות חדשות לתיקון ו/או חידוש שריר הלב הפצוע נמצאות אפוא תחת בדיקה, ומודלים תרגומיים של בעלי חיים MI הם חיוניים לבדיקת בטיחותם ויעילותם. למרות שמספר מודלים שימשו למחקר קרדיווסקולרי, כולל חולדות 5,6, עכברים 7,8, כלבים9 וכבשים10, חזירים הם אחת הבחירות הטובות ביותר למידול מחקרי איסכמיה לבבית בגלל הדמיון הגבוה שלהם לבני אדם מבחינת גודל הלב, אנטומיה של עורקים כליליים, קינטיקה של הלב, פיזיולוגיה, חילוף חומרים ותהליך הריפוי שלאחר MI 11, 12,13,14,15.
בהקשר זה, גישות רבות ושונות של ניתוחים פתוחים ומלחמתיים זמינות לפיתוח מודלים של חזירי MI. גישת החזה הפתוח כוללת הליך של בית חזה לרוחב שמאלי והיא שימושית בביצוע קשירת עורקים כליליים כירורגיים16,17, פגיעה בקריו שריר הלב, צריבה12, ומיקום עורקים כליליים של חסימה הידראולית18 או מכווץ אמרואיד19, בין היתר. חסימה כלילית כירורגית שימשה באופן נרחב לבדיקת אפשרויות טיפוליות חדשות כגון הנדסת רקמות לב וטיפול בתאים, מכיוון שהיא מאפשרת גישה רחבה והערכה חזותית של הלב; עם זאת, בניגוד ל-MI אנושי, הוא עלול לגרום להידבקויות כירורגיות, הצטלקות סמוכה ודלקת לאחר הניתוח17. פציעת קריו שריר הלב וצריבה הן טכניקות הניתנות לשחזור בקלות, אך אינן משחזרות את התקדמות MI הפתופיזיולוגית שנצפתה בבני אדם12. מצד שני, מספר טכניקות מלעוריות פותחו כדי לייצר חסימה כלילית זמנית או קבועה. אלה כוללים אבלציה של אתנול טרנסקורונרי או תוך-קורונרי 20,21, חסימה על ידי אנגיופלסטיקה בלון22, או אספקה של חומרים טרומבוגניים כגון חרוזי ג’ל אגרוז23, תערובות פיברינוגן 9, או אמבוליזציה של סליל17,24. בעוד שאנגיופלסטיקה של בלון מתאימה יותר למחקרי איסכמיה/רפרפוזיה, פריסת סלילים כליליים היא אחת האפשרויות הטובות ביותר למידול MI שאינו רב-שכבתי. גישה מלעורית זו היא אפשרית, ניתנת לשחזור באופן עקבי, ונמנעת מניתוחים בחזה פתוח. היא מאפשרת שליטה מדויקת על מיקום האוטם ומביאה לפתופיזיולוגיה בדומה לזו של MI אנושי שאינו מרוסן. יתר על כן, אמבוליזציה של סליל מתאימה למידול MI חריף, תת-חריף או כרוני; אי ספיקת לב כרונית; או מחלה וולוולרית17.
הפרוטוקול הנוכחי נועד לתאר כיצד לפתח מודל חזירי MI על ידי פריסת סליל קבועה. בקצרה, הוא כולל תותח עורקים כליליים סלקטיבי מלעוריים באמצעות גישה מדרדרת לירך הירך. בעקבות אנגיוגרפיה כלילית, סליל נפרס בעורק ענף המטרה בהנחיה פלואורוסקופית. לבסוף, חסימה מלאה מאושרת על ידי אנגיוגרפיה כלילית חוזרת ונשנית.
Protocol
Representative Results
Discussion
סליל הפרוס בעורק כלילי מספק מודל MI פרה-קליני ועקבי שאינו משוחזר בחזירים, שניתן להשתמש בו כדי לפתח ולבחון אסטרטגיות טיפוליות קרדיווסקולריות חדשות.
בידינו, התמותה במעקב הייתה קשורה ב-19% לסיבוכים של MI, בעיקר בתוך 24 השעות הראשונות של ההליך. כל מקרי המוות הללו קשורים להיסטוריה הט…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
אנו מביעים את תודתנו למרכז לרפואה השוואתית ודימה ביולוגית של קטלוניה (CMCiB) ולצוות על תרומתם להוצאה להורג של מודל בעלי חיים. עבודה זו נתמכה על ידי מכון סאלוד קרלוס השלישי (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), סוסיאדד אספניולה דה קרדיולוגיה, והגנרליטאט דה קטלוניה [2017-SGR-483]. עבודה זו מומנה גם על ידי הפרויקטים Red de Terapia Celular – TerCel [RD16/0011/0006] ו- CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], כחלק מתוכנית Nacional de I+D+I, וממומנת במשותף על ידי ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). ד”ר פדווילה נתמך על ידי מענק מהחברה הספרדית לקרדיולוגיה (מדריד, ספרד).
Materials
| 6-F JR4 0-71"guiding catheter | Medtronic | LA6JR40 | 6F JR4 90 cm Guiding catheter |
| Adrenaline 1 mg/mL | B.Braun | National Code (NC). 602486 | Adrenaline |
| Atropine 1 mg/mL | B.Braun | NC. 635649 | Atropine |
| Betadine | Mylan | NC. 694109-1 | Povidone iodine solution |
| Bupaq 0.3 mg/mL | Richter Pharma AG | NC. 578816.6 | Buprenorphine |
| Dexdomitor 0.5 mg/mL | Orion Pharma | NC. 576303.3 | Dexmedetomidine |
| Draxxin | Zoetis | NC. 576313.2 | Tulathromycin |
| EMERALD Guidewire | Cordis | 502-585 | 0.035-inch J-tipped wire |
| External defibrillator | DigiCare | CS81XVET | Manual external defibrillator |
| Fendivia 100 µg/h | Takeda | NC. 658524.5 | Fentanyl transdermal patch |
| Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm | Argon | GWI1802 | Introducer needle |
| Heparine 1% | ROVI | NC. 641647.1 | Heparin |
| Hi-Torque VersaTurn F | Abbott | 1013317J | 0.014-inch 200 cm Guidewire |
| IsoFlo | Zoetis | 50019100 | Isoflurane |
| Ketamidor | Richter Pharma AG, | NC. 580393.7 | Ketamine |
| Lidocaine 50 mg/mL | B.Braun | NC. 645572.2 | Lidocaine |
| MD8000vet | Meditech Equipment | MD8000vet | Multi-parameter monitor |
| Midazolam | Laboratorios Normon | NC. 624437.1 | Midazolam |
| Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 | Merit | PSI-6F-11-035 | 6F Vascular sheath |
| Propovet Multidosis 10 mg/mL | Zoetis | NC. 579742.7 | Propofol |
| RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO | Boston Scientific | M001181370 | 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter |
| Ruschelit | Teleflex | 112482 | Endotracheal tube with balloon (#6.5) |
| SPUR II | Ambu | 325 012 000 | Airway mask bag unit-ventilation (AMBU) |
| Vasofix 20 G | B.Braun | 4269098 | 20 G Cannula |
| Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL | General Electrics | 1177612 | Iodinated contrast medium |
| VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm | Boston Scientific | M0013822030 | Coil |
| WATO EX-35 | Mindray | WATO EX-35Vet | Anesthesia machine |
References
- Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
- Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
- Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
- Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -. H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464 (2011).
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), 2104-2111 (2007).
- Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
- Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
- Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
- Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
- Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction – Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms – Clinical Applications. , 175-190 (2012).
- Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), 1689-1701 (2003).
- Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
- Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
- Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
- Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
- Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
- Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
- Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter – preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
- Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
- Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
- Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
- Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , (2011).
- Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
- Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).
