تحريض احتشاء عضلة القلب وإصابة نقص تروية عضلة القلب في الفئران
Summary
هنا نصف طريقة بسيطة وقابلة للتكرار يمكن أن تحفز احتشاء عضلة القلب أو إصابة نقص تروية عضلة القلب في الفئران عن طريق الربط الدقيق للشريان التاجي الأمامي الأيسر النازل من خلال المعالجة الدقيقة.
Abstract
احتشاء عضلة القلب الحاد هو مرض قلبي وعائي شائع مع ارتفاع معدل الوفيات. يمكن لإصابة نضح عضلة القلب أن تقاوم الآثار المفيدة لإعادة تدفق القلب وتحفز إصابة عضلة القلب الثانوية. نموذج بسيط وقابل للتكرار لاحتشاء عضلة القلب وإصابة نقص تروية عضلة القلب هو أداة جيدة للباحثين. هنا ، يتم وصف طريقة قابلة للتخصيص لإنشاء نموذج احتشاء عضلة القلب (MI) و MIRI عن طريق الربط الدقيق للشريان التاجي الأمامي الأيسر الهابط (LAD) من خلال المعالجة الدقيقة. يساعد وضع الرباط الدقيق والقابل للتكرار في LAD في الحصول على نتائج متسقة لإصابة القلب. يمكن أن تساعد تغييرات مقطع ST في تحديد دقة النموذج. يستخدم مستوى مصل تروبونين القلب T (cTnT) لتقييم إصابة عضلة القلب ، ويتم استخدام الموجات فوق الصوتية للقلب لتقييم وظيفة انقباض عضلة القلب ، ويستخدم تلطيخ كلوريد إيفانز بلو / ثلاثي فينيل رباعي الثيازوليوم لقياس حجم الاحتشاء. بشكل عام ، يقلل هذا البروتوكول من مدة الإجراء ، ويضمن حجم احتشاء يمكن التحكم فيه ، ويحسن بقاء الماوس.
Introduction
احتشاء عضلة القلب الحاد (AMI) هو مرض قلبي وعائي شائع في جميع أنحاء العالم ويحمل معدل وفيات مرتفع1. التقدم في التقنيات يجعل إعادة التوعي المبكرة والفعالة متاحة لمرضى AMI. بعد هذه العلاجات في بعض المرضى ، يمكن أن تحدث إصابة نقص تروية عضلة القلب (MIRI)2. وبالتالي ، من الأهمية بمكان فهم آليات الإجراءات وكيفية تحسين MI / MIRI. تستخدم الفئران على نطاق واسع كنماذج بسبب تكلفتها المنخفضة ووقت التكاثر السريع وسهولة إجراء التعديلات الجينية3. طور العلماء طرقا مختلفة لنمذجة MIRI و MI فيالحيوان 4،5،6،7،8،9. تشجع هذه الاستراتيجية البحث ، لكن المعايير والأساليب المختلفة المستخدمة تعقد تفسير النتائج بين فرق البحث.
في الفئران ، تم تحفيز MI بواسطة الأيزوبروتيرينول 10 أو الإصابة بالتبريد11،12 أو الكي13. يمكن إحداث MI بسهولة عن طريق الأيزوبروتيرينول ، لكن العملية الفيزيولوجية المرضية تختلف عن تلك الموجودة في MI السريري. MI الناجم عن الإصابة بالتبريد لديه اتساق ضعيف ، ويثير تلفا مفرطا في عضلة القلب حول الشريان التاجي النازل الأمامي الأيسر (LAD) ، ويمكن أن يؤدي بسهولة إلى عدم انتظام ضربات القلب. يختلف MI الناجم عن الكي تماما عن العملية الطبيعية لاحتشاء عضلة القلب ، ويكون التفاعل الالتهابي في منطقة الحرق أكثر كثافة. بالإضافة إلى ذلك ، فإن النهج الجراحي لديه صعوبات فنية. علاوة على ذلك ، هناك بعض المختبرات14 تقوم بتطوير نموذج MI في الخنازير الصغيرة باستخدام طريقة حجب البالون أو الانصمام أو الجلطة من خلال تقنية التدخل. كل هذه الطرق يمكن أن تسبب انسداد الشريان التاجي مباشرة ، ولكن الحاجة إلى أجهزة تصوير الأوعية التاجية ، وقبل كل شيء ، الشرايين التاجية الرقيقة جدا تجعل هذه العمليات غير عملية. بالنسبة ل MIRI ، كانت الاختلافات بين النماذج المختلفة متواضعة للغاية ، مثل استخدام أجهزة التنفس / المعالجة الدقيقة أم لا 5,6.
هنا ، يتم وصف طريقة بسيطة وموثوقة يمكن أن تحفز MI ونموذج MIRI ، مقتبسة من الطرق المنشورة سابقا4،5،6،7،8،9،15. يمكن لهذه الطريقة محاكاة العمليات الفيزيولوجية المرضية عن طريق الحصار المباشر ل LAD من خلال الربط. علاوة على ذلك ، من خلال تخفيف الربط ، يمكن لهذا النموذج أيضا محاكاة إصابة التروية. في هذا البروتوكول ، يتم استخدام مجهر تشريح لتصور LAD. بعد ذلك ، يمكن للباحث تحديد LAD بسهولة. بعد ذلك ، يؤدي الربط الدقيق ل LAD إلى انسداد الدم القابل للتكرار ويمكن التنبؤ به ونقص تروية البطين. علاوة على ذلك ، يمكن استخدام تغييرات تخطيط كهربية القلب (ECG) لتأكيد نقص التروية وإعادة التروية بالإضافة إلى تغيرات لون LAD التي لوحظت تحت المجهر. تؤدي هذه الاستراتيجية إلى مدة إجراء أقصر ، وانخفاض مخاطر المضاعفات الجراحية ، وعدد أقل من الفئران التجريبية اللازمة. كما تم وصف طرق اختبار التروبونين-T ، والموجات فوق الصوتية للقلب ، وتلطيخ كلوريد ثلاثي فينيل رباعي الأضلاع (TTC). بشكل عام ، هذا البروتوكول مفيد لدراسات آلية MI / MIR ، وكذلك لاكتشاف الأدوية.
Protocol
Representative Results
Discussion
في السنوات الأخيرة ، تطور إنشاء نماذج ل MI و MIRI في البحث السريري والعلمي بسرعة20,21. ومع ذلك ، لا تزال هناك بعض الأسئلة ، مثل آليات الإجراءات وكيفية تحسين MI / MIRI ، التي يجب حلها. هنا ، يتم وصف بروتوكول معدل لإنشاء نموذج الفئران من MI و MIRI. يجب النظر بعناية في عدة نقا?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82070317 ، 81700390 إلى Jibin Lin ، 8210021880 إلى Bingjie Lv و 82000428 إلى Boyuan Wang) والبرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2017YFA0208000 إلى Shaolin He).
Materials
| 0.9 % sodium chloride solution | Kelun Industry Group,China | – | |
| 4% paraformaldehyde fixing solution | Servicebio,China | G1101 | – |
| 4-0 silk suture | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China | C412 | – |
| 8-0 suture | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China | H801 | – |
| Buprenorphine | IsoReag,China | IR-11190 | – |
| Camera | Canon,Japan | EOS 80D | – |
| Depilatory cream | Veet,French | – | |
| Elecsys Troponin T hs STAT | Roche,Germany | – | |
| Electrochemical luminescence immunoanalyzer | Roche,Germany | Elecsys 2010 | – |
| Evans blue | Sigma,America | E2129 | – |
| Eye scissors | Shanghai Medical Instruments,China | JC2303 | – |
| Haemostatic forceps | Shanghai Medical Instruments,China | J31020 | – |
| High frequency in vivo imaging systems | Visualsonics,Canada | Vevo2100 | – |
| Ibuprofen | PerFeMiKer,China | CLS-12921 | – |
| Intravenous catheter | Introcan,Germany | 4254090B | – |
| Ketamine | Sigma-Aldrich,America | K2753 | – |
| Medical alcohol | Huichang ,China | – | |
| Microneedle holders | Shanghai Medical Instruments,China | WA2040 | – |
| Microscopic shears | Shanghai Medical Instruments,China | WA1040 | – |
| Microsurgical forceps | Shanghai Medical Instruments,China | WA3020 | – |
| Mouse electrocardiograph | Techman,China | BL-420F | – |
| Needle holders | Shanghai Medical Instruments,China | JC3202 | – |
| operating floor | Chico,China | ZK-HJPT | – |
| PE-10 tube | Huamei,China | – | |
| Pentobarbital | Merck,America | 1030001 | – |
| Rodent Ventilator | Shanghai Alcott Biotech,China | ALC-V8S-P | – |
| Stereo microscope | Aomei Industry,China | SZM0745-STL3-T3 | – |
| Surgical thermostatic heating pad | Globalebio, China | GE0-20W | – |
| Triphenyltetrazolium chloride | Servicebio,China | G1017 | – |
| Xylazine | Huamaike Biochemicals and Life Science Research Prouducts,China | 323004 | – |
References
- Reed, G. W., Rossi, J. E., Cannon, C. P. Acute myocardial infarction. Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).
- Ibanez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. Journal of the American College of Cardiology. 65 (14), 1454-1471 (2015).
- Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Missouri Medicine. 110 (3), 207-211 (2013).
- Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3896 (2012).
- Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (86), e51329 (2014).
- Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury. Methods in Molecular Biology. 1717, 145-153 (2018).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (94), e52206 (2014).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (122), e55353 (2017).
- Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59591 (2019).
- Li, X., et al. Cardioprotective effects of Puerarin-V on isoproterenol-induced myocardial infarction mice is associated with regulation of PPAR-Y/NF-Kappa B pathway. Molecules. 23 (12), 3322 (2018).
- Vanden Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).
- Wang, D., et al. A cryoinjury model to study myocardial infarction in the mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (151), e59958 (2019).
- Brooks, W. W., Garibaldi, B. A., Conrad, C. H. Myocardial injury in the mouse induced by transthoracic cauterization. Laboratory Animal Science. 48 (4), 374-378 (1998).
- Tao, B., et al. Preclinical modeling and multimodality imaging of chronic myocardial infarction in minipigs induced by novel interventional embolization technique. EJNMMI Research. 6 (1), 59 (2016).
- Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circulation Research. 107 (12), 1445-1453 (2010).
- Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54814 (2016).
- Gnyawali, S. C., et al. High-frequency high-resolution echocardiography: First evidence on non-invasive repeated measure of myocardial strain, contractility, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused murine heart. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (41), e1781 (2010).
- Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (42), e2100 (2010).
- Shibata, R., et al. Adiponectin protects against myocardial ischemia-reperfusion injury through AMPK- and COX-2-dependent mechanisms. Nature Medicine. 11 (10), 1096-1103 (2005).
- Anderson, J. L., Morrow, D. A. Acute myocardial infarction. New England Journal of Medicine. 376 (21), 2053-2064 (2017).
- Frank, A., et al. Myocardial ischemia reperfusion injury: From basic science to clinical bedside. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 16 (3), 123-132 (2012).
- Mares, R. G., et al. Studying the innate immune response to myocardial infarction in a highly efficient experimental animal model. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 573-585 (2021).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57bl/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- Zhang, R., Hess, D. T., Reynolds, J. D., Stamler, J. S. Hemoglobin S-nitrosylation plays an essential role in cardioprotection. Journal of Clinical Investigation. 126 (12), 4654-4658 (2016).
- Sorop, O., et al. Experimental animal models of coronary microvascular dysfunction. Cardiovascular Research. 116 (4), 756-770 (2020).
- Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: A novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
- Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
- Kato, R., Foex, P. Myocardial protection by anesthetic agents against ischemia-reperfusion injury: An update for anesthesiologists. Canadian Journal of Anaesthesia. 49 (8), 777-791 (2002).
