Une technique chirurgicale modifiée pour la transplantation rénale chez la souris

Summary

Ce protocole présente une nouvelle technique chirurgicale de transplantation rénale de souris axée sur une stratégie d’anastomose artérielle modifiée. Une technique de suture vasculaire comprenant une méthode d’anastomose uretère-vessie simple et plus sûre est également présentée. Ces modifications raccourcissent le temps d’opération et améliorent le taux de réussite de la procédure de transplantation rénale de souris.

Abstract

La transplantation rénale chez la souris est une procédure chirurgicale compliquée et difficile. Il existe très peu de publications démontrant les étapes clés de cette opération. Par conséquent, cet article présente la technique et souligne les mises en garde chirurgicales associées à cette opération. En outre, des modifications importantes par rapport à la procédure conventionnelle sont démontrées. Tout d’abord, une plaque de l’aorte abdominale est coupée et préparée de sorte que les bifurcations proximales de l’artère rénale, y compris l’artère urétérale, soient transectées avec le rein du donneur en bloc. Cela réduit le risque de nécrose de l’uretère et évite le développement d’une occlusion des voies urinaires. Deuxièmement, une nouvelle méthode d’anastomose vasculaire est démontrée qui permet à l’opérateur d’augmenter ou de diminuer de manière flexible la taille de l’anastomose après que la reperfusion de transplantation rénale a déjà été initiée. Cela évite le développement de sténoses vasculaires et de saignements intraabdominaux. Troisièmement, une technique qui permet l’anastomose de l’uretère donneur délicat et de la vessie receveuse qui ne provoque pas de traumatisme est montrée. L’adoption de ce protocole peut raccourcir le temps d’opération et réduire les dommages à la vessie du receveur, augmentant ainsi considérablement le taux de réussite de l’opération pour les souris receveuses.

Introduction

Depuis que Sakowitz et al. ont développé des modèles murins de transplantation rénale en 1973 pour la première fois¹, il s’est avéré être un outil expérimental important pour étudier les mécanismes de lésion ischémique de transplantation et de rejet allo-immun ainsi que pour développer de nouveaux traitements visant à prolonger la survie de l’allogreffe et éventuellement à atteindre une tolérance immunologique. Cependant, la technique chirurgicale s’est avérée complexe et très exigeante, présentant parfois des complications telles que des sténoses anastomotiques vasculaires entraînant une insuffisance rénale non immunologique^{prérénale 2}, une insuffisance postrénale causée par une ischémie et une nécrose subséquente de l’uretère transplanté, des sténoses de l’anastomose de l’uretère transplanté et / ou de la vessie urinaire du receveur entraînant une perturbation de l’écoulement urinaire. Toutes ces raisons sont les raisons pour lesquelles la transplantation rénale chez la souris n’a pas été développée et n’est donc pas largement utilisée. L’établissement d’un modèle de transplantation rénale de souris efficace et stable à long terme sans complications vasculaires et urinaires a encore une importance irremplaçable pour de nombreuses études dans le domaine de la transplantation axées sur les maladies rénales à médiation immunitaire mais aussi infectieuses³. En outre, par rapport à d’autres transplantations d’organes dans des modèles murins tels que la transplantation pulmonaire, cardiaque et intestinale ^4,5, le modèle de transplantation rénale de souris offre une chance d’étudier la survie à long terme, même dans le contexte d’une disparité majeure de l’antigène d’histocompatibilité ^3,6. Il a également été démontré que dans le même contexte de combinaisons de souches donneur-receveur, différentes transplantations d’organes telles que le cœur ou le rein sont caractérisées par des dynamiques et des débuts différents de rejet d’allogreffe³. En outre, du point de vue néphrologique, il s’agit d’un modèle plus approprié pour étudier les mécanismes de régulation immunitaire à médiation parenchymateuse dans le contexte d’événements de rejet aigus et chroniques que de simples expériences de greffe de peau.

Sur la base de rapports précédents sur la technique chirurgicale de transplantation rénale chez la souris ^3,7,8,9, nous démontrons ici les améliorations fiables suivantes qui ont été appliquées avec succès au cours des 10 dernières années au sein de notre groupe ^10,11,12: Tout d’abord, l’artère urétérale est conservée en toute sécurité lorsque l’artère rénale est réséquée en bloc avec la partie respective de l’aorte abdominale. Deuxièmement, une nouvelle technique simple et rapide d’anastomose vasculaire sans nœuds dans laquelle le point final de l’anastomose n’est pas lié à l’extrémité de la cravate supérieure comme l’approche traditionnelle, mais reste libre. Cette technique permet d’augmenter ou de diminuer la taille de l’anastomose après une reperfusion rénale pour éviter la sténose des vaisseaux et les saignements intraabdominaux. Troisièmement, des aiguilles de seringue de 21 G et 30 G ont été utilisées comme outil auxiliaire de guidage de ponction afin d’implanter l’uretère du donneur dans la paroi de la vessie du receveur, réduisant ainsi les dommages à la vessie du receveur et facilitant la formation d’anastomose sans sténose.

Dans ce rapport, nous avons également comparé la technique traditionnelle largement utilisée avec la technique modifiée établie dans notre laboratoire et n’avons trouvé aucune différence significative dans le degré d’atrophie tubulaire rénale et de fibrose du tissu interstitiel de transplantation rénale. Dans des études antérieures, nous avons également comparé les résultats de cette nouvelle technique avec la méthode conventionnelle en termes de saignement local, de thrombose, de temps pour effectuer l’anastomose du vaisseau et de taux de survie. Nous avons constaté des améliorations telles que des réductions significatives des événements de thrombose locale (1,1 % contre 6,6 %), une réduction du temps pour la procédure d’anastomose et une survie à long terme du greffon syngénique rénal hautement reproductible (95 % contre 84 % avec l’approche classique)¹⁰.

Protocol

Toutes les expériences sur les animaux ont été menées conformément aux lignes directrices de la directive 2010/63/UE du Parlement européen sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques (Carte d’éthique animale: Ministère de la sécurité des aliments et des médicaments de Basse-Saxe, n ° 33.9-42502-04-11/0492). Effectuez des procédures à l’aide d’instruments chirurgicaux stériles et de consommables (autoclavés) et essayez de garder la zone opératoire aussi stérile que possible.</…

Representative Results

Quatre semaines après la transplantation, la technique modifiée ainsi que la technique conventionnelle présentaient des signes modérés d’atrophie tubulaire rénale14,15 par rapport aux reins controlatéraux du receveur natif (figure 1). Le degré d’atrophie des tubules rénaux n’a démontré aucune différence significative entre les deux techniques différentes. La coloration trichrome de Masson Goldners…

Discussion

Alors que le modèle de transplantation cutanée chez la souris est simple et facile à réaliser pour étudier les événements de rejet alloimmun, les techniques chirurgicales pour étudier plus spécifiquement les altérations inflammatoires liées à l’alloimmune après le cœur¹⁶ et la transplantation rénale¹⁰ se sont avérées complexes et très exigeantes. Du point de vue du néphrologue de transplantation, l’établissement d’un modèle de transplantation rén…

Materials

30G-needles	Braun	456300	–
acepromazine	CP Pharma	Tranquisol P	–
Bepanthen eye ointment	Haus-Apotheke	PZN 01578675	–
Bonn Micro Forceps	FST	11083-07	–
Box for insulation and oxygen supply device	RUSKINN	INVIV	–
C57BL/6J  mice	Charles River. Germany	no catalog number	–
Carprofen	Zoetis	Rimadyl 50 mg/ml	–
CATHETER-FEP 26G	TERUMO	Surflo-W	–
Clip Applicator Forceps Style	FST	18057-14	–
Curved forceps	WPI	14114-G	–
Cutasept skin disinfection	VWR	BODL980365	–
Dehydrator	DIAPATH	Donatello	–
electrosurgical pen	Bovie	CHANGE-A-TIP	–
Embedding machine	Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd	JB-P5	–
Ethanol	Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD	100092683	–
Frozen platform	Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd	JB-L5	–
gauze pads, cotton swabs	Lohmann-Rauscher	13353	–
Glass slide	Servicebio	G6004	–
HE dye solution set	Servicebio	G1003	–
Heating mat	THERMO MAT PRO 30W	HTP-30	–
hemostatic sponge	CuraSpon	J1276A	–
heparine-solution	Haus-Apotheke	PZN 03029820	–
ice box	PETZ	No Catalog Number available	–
Imaging system	Nikon	Nikon DS-U3	–
Inhalation anesthesia device	GROPPLER	BKGM 0616	–
isoflurane	CP Pharma	Isofluran CP 1 ml/ml	–
ketamine	Zoetis	no catalog numer	–
Masson dye solution set	Servicebio	G1006	–
metamizole	WDT	no catalog numer	–
Micro scissors	FST	15000-00,15000-10	–
Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm	FST	18055-06	–
Microscope	Leica	LEICAMZ6	–
Microscope light	SCHOTT	KL2500LED	–
Neutral gum	SCRC	10004160	–
Oven	Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd	GFL-230	–
Pathology slicer	Shanghai Leica Instrument Co., Ltd	RM2016	–
Saline solution (NaCl 0.9 %)	Haus-Apotheke	PZN 06178437	–
scissors	Peha Instruments	991083/4	–
Slides	Servicebio		–
small Petri dish	Sarstedt	8,33,900	–
straight forceps	WPI	14113-G	–
surgical tape	BSN	4120	–
Suture Tying Forceps – 10 cm	FST	18025-10	–
Sutures(10-0)	Medtronic	N2540	–
Sutures(4-0)	ETHILON	V4940H	–
Sutures(7-0)	ETHILON	1647H	–
Syringe (0,3 mL)	BD	324826	–
Syringe (1 mL)	BD	320801	–
Tissue spreader	Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd	KD-P	–
Upright optical microscope	Nikon	Nikon Eclipse E100	–
xylazine	Bayer	Rompun	–
Xylene	Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD	10023418	–