JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurosciences

מערך Optrode לאפנון אופטוגנטי סימולטני והקלטה עצבית חשמלית

Published: September 01, 2022
doi:
10.3791/63460
, , , , , , ,
1Department of Electronic and Electrical Engineering,Ewha Womans University, 2Graduate Program in Smart Factory,Ewha Womans University, 3Department of Electrical and Computer Engineering,Seoul National University, 4Graduate School of Engineering Practice,Seoul National University, 5Department of Brain and Cognitive Sciences,Ewha Womans University

Summary

כאן אנו מציגים את שיטת הייצור של מערכת אופטרודה עם סיבים אופטיים להעברת אור ומערך אלקטרודות להקלטה עצבית. ניסויי In vivo עם עכברים מהונדסים המבטאים את channelrhodopsin-2 מראים את ההיתכנות של המערכת לגירוי אופטוגנטי סימולטני ורישום אלקטרופיזיולוגי.

Abstract

במהלך העשור האחרון, אופטוגנטיקה הפכה לכלי חיוני לחקר אותות עצביים בשל יכולתה הייחודית של אפנון או ניטור עצבי סלקטיבי. מכיוון שניתן להנדס גנטית סוגים מסוימים של תאי עצב כדי לבטא חלבוני אופסין, אופטוגנטיקה מאפשרת גירוי אופטי או עיכוב של תאי העצב שנבחרו. היו מספר התקדמות טכנולוגית במערכת האופטית לאופטוגנטיקה. לאחרונה הוצע לשלב את מדריך הגל האופטי להעברת אור עם הקלטה אלקטרופיזיולוגית כדי לעקוב בו זמנית אחר התגובות העצביות לגירוי אופטוגנטי או לעיכוב. במחקר זה פותח מערך אופטרודות מושתל (2×2 סיבים אופטיים) עם אלקטרודות רב-ערוציות משובצות.

דיודה פולטת אור (LED) שימשה כמקור אור, ומערך מיקרולנים מיקרו-דחוסים שולב כדי לספק עוצמת אור מספקת בקצה הסיבים האופטיים. מערכת מערך האופטרודות כוללת את החלק החד פעמי ואת החלק הניתן לשימוש חוזר. לחלק החד פעמי יש סיבים אופטיים ואלקטרודות, בעוד שלחלק הניתן לשימוש חוזר יש את ה- LED והמעגלים האלקטרוניים לבקרת אור ועיבוד אותות עצביים. העיצוב החדשני של מערכת מערך האופטרודים המושתל מוצג בסרטון הנלווה בנוסף להליך של ניתוח השתלת אופטרודה, גירוי אור אופטוגנטי ורישום עצבי אלקטרופיזיולוגי. התוצאות של ניסויי in vivo הראו בהצלחה קוצים עצביים נעולים בזמן המתעוררים על ידי גירויי האור מתאי עצב מעוררים בהיפוקמפוס של עכברים.

Introduction

רישום ושליטה בפעילות עצבית חיוניים להבנת האופן שבו המוח מתפקד ברשת עצבית וברמות התאית. שיטות הקלטה אלקטרופיזיולוגיות קונבנציונליות כוללות את מהדקהמדבקה 1,2,3,4 באמצעות מיקרופיפט והקלטה חוץ-תאית באמצעות אלקטרודות מיקרונורליות 5,6,7,8. כשיטת נוירומודולציה, גירוי חשמלי שימש לעתים קרובות כדי לעורר ישירות אזור מוח מוקדי באמצעות דה-פולריזציה ישירה או עקיפה של תאי עצב. עם זאת, השיטה החשמלית אינה יכולה להבחין בין סוגי תאים עצביים להקלטה או לגירוי מכיוון שהזרמים החשמליים התפשטו לכל הכיוונים.

כטכנולוגיה מתפתחת, האופטוגנטיקה הביאה לעידן חדש בהבנת האופן שבו מערכת העצבים פועלת 9,10,11,12,13,14,15,16. המהות של טכניקות אופטוגנטיות היא להשתמש באור כדי לשלוט בפעילות של חלבוני אופסין רגישים לאור המתבטאים על ידי תאים מהונדסים גנטית. לפיכך, אופטוגנטיקה מאפשרת אפנון או ניטור מתוחכמים של תאים שנבחרו גנטית במעגלים עצביים מסובכים14,17. השימוש הרחב יותר בגישה האופטוגנטית הצריך רישום עצבי סימולטני כדי לאשר ישירות נוירומודולציה אופטית. לכן, מכשיר משולב עם פונקציות בקרת אור והקלטה יהיה בעל ערך רב 16,18,19,20,21,22,23,24,25.

ישנן מגבלות של גירוי אופטוגנטי קונבנציונלי, מבוסס לייזר, הדורש מערכת העברת אור מגושמת ויקרה 26,27,28,29,30. לכן, כמה קבוצות מחקר השתמשו בבדיקות סיליקון מבוססות μLED כדי למזער את גודל מערכת העברת האור 31,32,33,34. עם זאת, קיים סיכון לנזק מוחי תרמי הנגרם על ידי מגע ישיר עם μLEDs בשל יעילות המרת האנרגיה הנמוכה של נוריות LED. מדריכי גלים קלים, כגון סיבים אופטיים, SU-8 ואוקסיניטריד סיליקון (SiON), יושמו כדי למנוע נזק תרמי 30,35,36,37,38,39. עם זאת, לאסטרטגיה זו יש גם חיסרון בשל יעילות הצימוד הנמוכה שלה בין מקורות האור לבין מנחי הגלים.

מערך המיקרולנים הוצג בעבר כדי לשפר את יעילות צימוד האור בין נוריות LED לסיבים אופטיים40. מערכת אופטרודה פותחה על בסיס טכנולוגיות של מערכות מיקרואלקטרומכניות (MEMS) לגירוי אופטי והקלטה חשמלית בקנה מידה זעיר40. מערך המיקרולנים בין LED לסיבים אופטיים הגדיל את יעילות האור ב-3.13 dB. כפי שניתן לראות באיור 1, מערך סיבים אופטיים בגודל 2×2 מיושר על מערך המיקרולנים בגודל 4×4, ונורית ה-LED ממוקמת מתחת למערך המיקרולנים. הסיבים האופטיים 2×2 מותקנים במקום 4×4 כדי להפחית את הנזק המוחי. מערך אלקטרודות טונגסטן ממוקם בצמוד למערך האופטרודה באמצעות סיליקון דרך חורים להקלטה אלקטרופיזיולוגית (איור 1B).

המערכת מורכבת מחלק חד פעמי עליון וחלקים תחתונים הניתנים להסרה. החלק החד-פעמי העליון, הכולל את מערך הסיבים האופטיים, מערך המיקרולנים ומערך האלקטרודות של טונגסטן, מתוכנן להיות מושתל באופן קבוע במוח לצורך ניסויי in vivo . החלק התחתון כולל מקור אור LED וקו אספקת חשמל חיצוני, הניתן להסרה בקלות ולשימוש חוזר לניסוי אחר בבעלי חיים. כיסוי פלסטיק הניתן לחיבור מגן על החלק החד-פעמי כאשר החלק הניתן להסרה מוסר.

ההיתכנות של המערכת מאומתת על ידי השתלה במוחם של עכברים מהונדסים המבטאים channelrhodopsin-2 (ChR2) בתאי עצב חיוביים של חלבון קינאז II התלויים ב-Ca2+/calmodulin (CaMKIIα::ChR2 mouse). אלקטרודות רישום שימשו לתיעוד הפעילויות העצביות של נוירונים בודדים במהלך גירוי אופטי של הנוירונים.

Protocol

הטיפול בבעלי חיים וההליכים הכירורגיים אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) באוניברסיטת Ewha Womens (מס ‘ 20-029). 1. הכנת מערך אופטרודה (איור 1 ואיור 2) חברו סיבים אופטיים למערך המיקרולנים. הסר א…

Representative Results

מערכת optrode מיוצרת בהצלחה כדי לספק מספיק כוח אור כדי להפעיל את נוירוני המטרה. היישור העדין של אלקטרודות הטונגסטן מושג באמצעות הסיליקון המיקרו-פבריקטי דרך החורים. עוצמת האור הנמדדת היא 3.6 mW/mm2 בקצה הסיב האופטי כאשר מופעל זרם של 50 mA. המיקרולנים הגדילו את יעילות האור ב-3.13 dB. בשל מערך המיקרו…

Discussion

ההיתכנות של המערכת לגירוי אופטוגנטי סימולטני ולרישום אלקטרופיזיולוגי אומתה (איור 6). הקוצים הגדולים במהלך גירוי האור הם ממצאים פוטואלקטריים המתרחשים במקביל לגירוי האור (איור 6A). זה ברור בתצוגה המוגדלת של צורת הגל במלבן המקווקו האדום (איור 6A…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

מחקר זה נתמך על ידי תוכנית המו”פ הטכנולוגית המתכנסת להגדלת האדם באמצעות קרן המחקר הלאומית של קוריאה (NRF), במימון משרד המדע וה-ICT (NRF-2019M3C1B8090805), ונתמך על ידי מענק של קרן המחקר הלאומית של קוריאה (NRF) במימון ממשלת קוריאה (MSIT) (מס ‘ 2019R1A2C1088909). אנו מודים למעבדה של סונג-הי לי במחלקה למדעי הביולוגיה, KAIST, טג’און, קוריאה, על שסיפקה בחביבות את העכברים המהונדסים.

Materials

5-pin Connector NW3 HD127K 1.27 mm (.050") pitch
Bovie Fine Science Tools(F.S.T) 18010-00 High Temperature Cautery Kit
Data Acquisition Software Intan Technologies, LLC USB Interface Board software Work with the RHD USB Interface Board
Dental Cement Lang Dental Manufacturing Company, Inc. 1223CLR Use Jet Liquid and powder in jet denture repair package
Digital Manipulator Arm Stoelting Co. 51904/51906 Left, Right each Digital Manipulator Arm, 3-Axes, Add-On
Gel Foam Cutanplast Standard (70*50*10 mm) Sterile re-absorbable gelatin sponge with a haemostatic effect
Headstage Preamplifier Intan Technologies, LLC #C3314 RHD 16-Channel Recording Headstages
Heating Pad Stoelting Co. 53800R Stoelting Rodent Warmer X1 with Rat Heating Pad
LED OSLON GB CS8PM1.13 λ typ. 470 nm, Viewing angle 80 °, Forward voltage 2.85 V
MATLAB MathWorks, Inc. R2019a
Micro Clamp SURGIWAY 12-1002-04 Straight type, Serre-fine DIEFFENBACH droite 3.5 cm
Optical Fiber Thorlabs, Inc. FT200UMT 0.39 NA, Ø 200 µm Core Multimode Optical Fiber, High OH for 300 – 1200 nm
PFA-Coated Tungsten Wire A-M System Custom ordered Rod type, Ø 101.6 μm (.004")
Photodiode Thorlabs S121C
power meter Thorlabs Inc. PM100D
Precision cleaver FITEL S326 Fiber slicer tool
Prism GraphPad 5.01 version
Scalpel Feather™ #20 Scalpel blade with 100mm long Scalpel Handle
screw Nasa Korea stainless steel diameter: 1.2 mm, length: 3 mm
Silver Wire The Nilaco Corporation AG-401265 Ø 200 µm
Stereotaxic Fxrame Stoelting Co. 51500D Digital new standard stereotaxic, rat and mouse
suture ETHICON W9106 suture size: 4-0, length:75 cm, wire diameter: 4-0
Vaseline Unilever PLC Original 100% pure petroleum jelly
Wave_Clus N/A N/A https://github.com/csn-le/wave_clus
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wang, Y., Liu, Y. Z., Wang, S. Y., Wang, Z. In vivo whole-cell recording with high success rate in anaesthetized and awake mammalian brains. Molecular Brain. 9 (1), 86 (2016).
  2. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54024 (2016).
  3. Lee, D., Shtengel, G., Osborne, J. E., Lee, A. K. Anesthetized- and awake-patched whole-cell recordings in freely moving rats using UV-cured collar-based electrode stabilization. Nature Protocols. 9 (12), 2784-2795 (2014).
  4. Tao, C., Zhang, G., Xiong, Y., Zhou, Y. Functional dissection of synaptic circuits: in vivo patch-clamp recording in neuroscience. Frontiers in Neural Circuits. 9, 23 (2015).
  5. Henze, D. A., et al. Intracellular features predicted by extracellular recordings in the hippocampus in vivo. Journal of Neurophysiology. 84 (1), 390-400 (2000).
  6. Takahashi, S., Anzai, Y., Sakurai, Y. Automatic sorting for multi-neuronal activity recorded with tetrodes in the presence of overlapping spikes. Journal of Neurophysiology. 89 (4), 2245-2258 (2003).
  7. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7 (5), 446-451 (2004).
  8. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature Neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  9. Balasubramaniam, S., et al. Wireless communications for optogenetics-based brain stimulation: present technology and future challenges. IEEE Communications Magazine. 56 (7), 218-224 (2018).
  10. Bedbrook, C. N., et al. Machine learning-guided channelrhodopsin engineering enables minimally invasive optogenetics. Nature Methods. 16 (11), 1176-1184 (2019).
  11. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  12. Deng, W., Goldys, E. M., Farnham, M. M., Pilowsky, P. M. Optogenetics, the intersection between physics and neuroscience: light stimulation of neurons in physiological conditions. American journal of physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 307 (11), 1292-1302 (2014).
  13. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual Review Neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  14. Mahmoudi, P., Veladi, H., Pakdel, F. G. Optogenetics, tools and applications in neurobiology. Journal of Medical Signals and Sensors. 7 (2), 71-79 (2017).
  15. Sasaki, Y., et al. Near-infrared optogenetic genome engineering based on photon-upconversion hydrogels. Angewandte Chemie International Edition in English. 58 (49), 17827-17833 (2019).
  16. Zhang, Y., et al. Battery-free, lightweight, injectable microsystem for in vivo wireless pharmacology and optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (43), 21427-21437 (2019).
  17. Bernstein, J. G., Boyden, E. S. Optogenetic tools for analyzing the neural circuits of behavior. Trends in Cognitive Sciences. 15 (12), 592-600 (2011).
  18. Wang, J., et al. Integrated device for combined optical neuromodulation and electrical recording for chronic in vivo applications. Journal of Neural Engineering. 9 (1), 016001 (2012).
  19. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  20. Zhang, J., et al. Integrated device for optical stimulation and spatiotemporal electrical recording of neural activity in light-sensitized brain tissue. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 055007 (2009).
  21. Park, S. I., et al. Stretchable multichannel antennas in soft wireless optoelectronic implants for optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (50), 8169-8177 (2016).
  22. Kravitz, A. V., Owen, S. F., Kreitzer, A. C. Optogenetic identification of striatal projection neuron subtypes during in vivo recordings. Brain Research. 1511, 21-32 (2013).
  23. Aravanis, A. M., et al. An optical neural interface: in vivo control of rodent motor cortex with integrated fiberoptic and optogenetic technology. Journal of Neural Engineering. 4 (3), 143-156 (2007).
  24. Anikeeva, P., et al. Optetrode: a multichannel readout for optogenetic control in freely moving mice. Nature Neuroscience. 15 (1), 163-170 (2011).
  25. Obaid, S. N., et al. Multifunctional flexible biointerfaces for simultaneous colocalized optophysiology and electrophysiology. Advanced Functional Materials. 30 (24), 1910027 (2020).
  26. Wang, L., et al. An artefact-resist optrode with internal shielding structure for low-noise neural modulation. Journal of Neural Engineering. 17 (4), 046024 (2020).
  27. Shin, H., et al. Multifunctional multi-shank neural probe for investigating and modulating long-range neural circuits in vivo. Nature Communications. 10 (1), 3777 (2019).
  28. Kampasi, K., et al. Dual color optogenetic control of neural populations using low-noise, multishank optoelectrodes. Microsystem & Nanoengineering. 4, 10 (2018).
  29. Schwaerzle, M., Paul, O., Ruther, P. Compact silicon-based optrode with integrated laser diode chips, SU-8 waveguides and platinum electrodes for optogenetic applications. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (6), 065004 (2017).
  30. Son, Y., et al. In vivo optical modulation of neural signals using monolithically integrated two-dimensional neural probe arrays. Scientific Reports. 5, 15466 (2015).
  31. Yasunaga, H., et al. Development of a neural probe integrated with high-efficiency MicroLEDs for in vivo application. Japanese Journal of Applied Physics. 60 (1), 016503 (2020).
  32. Kim, K., et al. Artifact-free and high-temporal-resolution in vivo opto-electrophysiology with microLED optoelectrodes. Nature Communications. 11 (1), 2063 (2020).
  33. Mendrela, A. E., et al. A high-resolution opto-electrophysiology system with a miniature integrated headstage. IEEE Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 12 (5), 1065-1075 (2018).
  34. Scharf, R., et al. Depth-specific optogenetic control in vivo with a scalable, high-density muLED neural probe. Scientific Reports. 6, 28381 (2016).
  35. Oh, K., Sonsi, Y. -. A., Ha, S. Optogenetic stimulator with µLED-coupled optical fiber on flexile substrate via 3D printed mount. 2021 21st International Conference on Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems (Transducers). , 1476-1479 (2021).
  36. McAlinden, N., et al. Multisite microLED optrode array for neural interfacing. Neurophotonics. 6 (3), 035010 (2019).
  37. Kwon, K. Y., Lee, H. M., Ghovanloo, M., Weber, A., Li, W. Design, fabrication, and packaging of an integrated, wirelessly-powered optrode array for optogenetics application. Frontiers in Systems Neuroscience. 9, 69 (2015).
  38. Bernstein, J. G., Allen, B. D., Guerra, A. A., Boyden, E. S. Processes for design, construction and utilisation of arrays of light-emitting diodes and light-emitting diode-coupled optical fibres for multi-site brain light delivery. Journal of Engineering. , (2015).
  39. Stark, E., Koos, T., Buzsaki, G. Diode probes for spatiotemporal optical control of multiple neurons in freely moving animals. Journal of Neurophysiology. 108 (1), 349-363 (2012).
  40. Jeon, S., et al. Implantable optrode array for optogenetic modulation and electrical neural recording. Micromachines. 12 (6), 725 (2021).
  41. Song, Y. H., et al. A neural circuit for auditory dominance over visual perception. Neuron. 93 (4), 940-954 (2017).
  42. Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Scientific Reports. 9 (1), 111 (2019).
  43. Melchior, J. R., Ferris, M. J., Stuber, G. D., Riddle, D. R., Jones, S. R. Optogenetic versus electrical stimulation of dopamine terminals in the nucleus accumbens reveals local modulation of presynaptic release. Journal of Neurochemistry. 134 (5), 833-844 (2015).
  44. Quiroga, R. Q., Nadasdy, Z., Ben-Shaul, Y. Unsupervised spike detection and sorting with wavelets and superparamagnetic clustering. Neural Computation. 16 (8), 1661-1687 (2004).
  45. Chaure, F. J., Rey, H. G., Quian Quiroga, R. A novel and fully automatic spike-sorting implementation with variable number of features. Journal of Neurophysiology. 120 (4), 1859-1871 (2018).
  46. Casanova, F., Carney, P. R., Sarntinoranont, M. Effect of needle insertion speed on tissue injury, stress, and backflow distribution for convection-enhanced delivery in the rat brain. PLoS One. 9 (4), 94919 (2014).
  47. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001 (2017).
  48. Arias-Gil, G., Ohl, F. W., Takagaki, K., Lippert, M. T. Measurement, modeling, and prediction of temperature rise due to optogenetic brain stimulation. Neurophotonics. 3 (4), 045007 (2016).
  49. Jeon, S., et al. Multi-wavelength light emitting diode-based disposable optrode array for in vivo optogenetic modulation. Journal of Biophotonics. 12 (5), 201800343 (2019).
  50. Korposh, S., James, S. W., Lee, S. -. W., Tatam, R. P. Tapered optical fibre sensors: current trends and future perspectives. Sensors. 19 (10), 2294 (2019).

Tags

OptrodeOptogenetic ModulationElectrical Neural RecordingLED-based SystemMicrolens ArrayWireless SystemOptogeneticsSpinal Cord InjuryEpilepsyParkinson’s DiseaseAlzheimer’s DiseaseTungsten ElectrodesOptical FibersStereotactic FrameThermal Heating PadLidocaineCraniotomyGround Screw

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Lee, Y., Ryu, D., Jeon, S., Lee, Y., Cho, Y. K., Ji, C., Kim, Y., Jun, S. B. Optrode Array for Simultaneous Optogenetic Modulation and Electrical Neural Recording. J. Vis. Exp. (187), e63460, doi:10.3791/63460 (2022).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image