Summary

मास स्पेक्ट्रोमेट्री से पहले मजबूत प्रोटिओम शुद्धिकरण के लिए कार्बनिक विलायक-आधारित प्रोटीन वर्षा

Published: February 07, 2022
doi:

Summary

वर्तमान प्रोटोकॉल मजबूत और तेजी से वसूली और मास स्पेक्ट्रोमेट्री से पहले प्रोटिओम नमूनों की शुद्धि के लिए नियंत्रित परिस्थितियों में विलायक आधारित प्रोटीन वर्षा का वर्णन करता है।

Abstract

जबकि मास स्पेक्ट्रोमेट्री (एमएस) उपकरणों में कई प्रगति ने गुणात्मक और मात्रात्मक प्रोटिओम विश्लेषण में सुधार किया है, एमएस से पहले प्रोटीन को अलग करने, समृद्ध करने और संसाधित करने के लिए अधिक विश्वसनीय फ्रंट-एंड दृष्टिकोण सफल प्रोटिओम लक्षण वर्णन के लिए महत्वपूर्ण हैं। कम, असंगत प्रोटीन वसूली और अवशिष्ट अशुद्धियां जैसे सर्फेक्टेंट एमएस विश्लेषण के लिए हानिकारक हैं। प्रोटीन वर्षा को अक्सर अन्य नमूना तैयारी रणनीतियों की तुलना में प्रदर्शन करने के लिए अविश्वसनीय, समय लेने वाली और तकनीकी रूप से चुनौतीपूर्ण माना जाता है। इष्टतम प्रोटीन वर्षा प्रोटोकॉल को नियोजित करके इन चिंताओं को दूर किया जाता है। एसीटोन वर्षा के लिए, विशिष्ट लवण, तापमान नियंत्रण, विलायक संरचना और वर्षा समय का संयोजन महत्वपूर्ण है, जबकि क्लोरोफॉर्म / मेथनॉल / पानी की वर्षा की दक्षता उचित पाइपिंग और शीशी हेरफेर पर निर्भर करती है। वैकल्पिक रूप से, इन वर्षा प्रोटोकॉल एक डिस्पोजेबल स्पिन कारतूस के भीतर सुव्यवस्थित और अर्ध-स्वचालित हैं। पारंपरिक प्रारूप में विलायक-आधारित प्रोटीन वर्षा के अपेक्षित परिणाम और एक डिस्पोजेबल, दो-चरण निस्पंदन और निष्कर्षण कारतूस का उपयोग करना इस काम में सचित्र हैं। इसमें बॉटम-अप एलसी-एमएस / एमएस विश्लेषण द्वारा प्रोटिओमिक मिश्रण का विस्तृत लक्षण वर्णन शामिल है। एसडीएस-आधारित वर्कफ़्लो का बेहतर प्रदर्शन गैर-दूषित प्रोटीन के सापेक्ष भी प्रदर्शित किया जाता है।

Introduction

आधुनिक एमएस उपकरणों की बढ़ी हुई संवेदनशीलता, संकल्प, स्कैन गति और बहुमुखी प्रतिभा के कारण मास स्पेक्ट्रोमेट्री द्वारा प्रोटिओम विश्लेषण तेजी से कठोर हो गया है। एमएस अग्रिम अधिक प्रोटीन पहचान दक्षता और अधिक सटीक मात्रा 1,2,3,4,5 में योगदान करते हैं। बेहतर एमएस इंस्ट्रूमेंटेशन के साथ, शोधकर्ता वर्कफ़्लो 6,7,8,9,10,11 के सभी चरणों में न्यूनतम समय में उच्च शुद्धता वाले प्रोटीन की मात्रात्मक वसूली में सक्षम एक सुसंगत फ्रंट-एंड नमूना तैयारी रणनीति की मांग करते हैं . एक जैविक प्रणाली की प्रोटिओम स्थिति को सटीक रूप से प्रतिबिंबित करने के लिए, प्रोटीन को एक कुशल और निष्पक्ष फैशन में देशी नमूना मैट्रिक्स से अलग किया जाना चाहिए। यह अंत करने के लिए, एक विकृत सर्फेक्टेंट सहित, जैसे कि सोडियम डोडेसिल सल्फेट (एसडीएस), कुशल प्रोटीन निष्कर्षण और घुलनशीलता12 सुनिश्चित करता है। हालांकि, एसडीएस इलेक्ट्रोस्प्रे आयनीकरण के साथ दृढ़ता से हस्तक्षेप करता है, जिससे गंभीर एमएस सिग्नल दमन होता है यदि ठीक से समाप्त नहीं होताहै 13.

बाद के प्रोटिओम विश्लेषण के लिए विभिन्न एसडीएस कमी रणनीतियां उपलब्ध हैं, जैसे डिस्पोजेबल स्पिन कारतूस14,15,16 के भीतर निहित आणविक भार कटऑफ फिल्टर के ऊपर प्रोटीन का प्रतिधारण। फ़िल्टर-एडेड नमूना तैयारी विधि (एफएएसपी) इष्ट है क्योंकि यह प्रभावी रूप से 10 पीपीएम से नीचे एसडीएस को कम करता है, इष्टतम एमएस की सुविधा प्रदान करता है। हालांकि, एफएएसपी के साथ प्रोटीन रिकवरी परिवर्तनशील है, जिसने अन्य तकनीकों की खोज को प्रेरित किया। क्रोमैटोग्राफिक दृष्टिकोण जो चुनिंदा रूप से प्रोटीन (या सर्फैक्टेंट) को कैप्चर करते हैं, विभिन्न सुविधाजनक कारतूस या मनका-आधारित प्रारूपों 17,18,19,20,21 में विकसित हुए हैं। प्रोटीन शुद्धिकरण के लिए इन सरल और (आदर्श रूप से) सुसंगत रणनीतियों को देखते हुए, कार्बनिक सॉल्वैंट्स के साथ प्रोटीन वर्षा के शास्त्रीय दृष्टिकोण को अक्सर प्रोटीन अलगाव के लिए एक आशाजनक दृष्टिकोण के रूप में अनदेखा किया जाता है। जबकि विलायक वर्षा को महत्वपूर्ण स्तरों से नीचे एसडीएस को सफलतापूर्वक समाप्त करने के लिए दिखाया गया है, प्रोटीन वसूली इस दृष्टिकोण की लंबे समय से चिंता का विषय रही है। कई समूहों ने प्रोटीन एकाग्रता, आणविक भार और हाइड्रोफोबिसिटी22,23 के एक समारोह के रूप में अस्वीकार्य रूप से कम वर्षा पैदावार के साथ एक प्रोटीन रिकवरी पूर्वाग्रह देखा है। साहित्य में रिपोर्ट किए गए वर्षा प्रोटोकॉल की विविधता के कारण, मानकीकृत वर्षा की स्थिति विकसित की गई थी। 2013 में, क्रॉवेल एट अल ने पहली बार 80% एसीटोन24 में प्रोटीन की वर्षा दक्षता पर आयनिक ताकत की निर्भरता की सूचना दी। जांच किए गए सभी प्रोटीनों के लिए, पैदावार को अधिकतम करने के लिए 30 एमएम सोडियम क्लोराइड के अलावा आवश्यक दिखाया गया था (100% वसूली तक)। हाल ही में, निकर्सन एट अल ने दिखाया कि एसीटोन वर्षा के दौरान ऊंचा तापमान (20 डिग्री सेल्सियस) के साथ और भी उच्च आयनिक ताकत (100 एमएम तक) का संयोजन 2-5 मिनट25 में मात्रात्मक वसूली के पास दिया गया। कम आणविक भार (एलएमडब्ल्यू) प्रोटीन की वसूली में मामूली गिरावट देखी गई। इसलिए, बाघलाबादी एट अल की एक बाद की रिपोर्ट ने कार्बनिक विलायक (97% एसीटोन) 26 के उच्च स्तर के साथ विशिष्ट लवण, विशेष रूप से जस्ता सल्फेट के संयोजन से एलएमडब्ल्यू प्रोटीन और पेप्टाइड्स (≤5 केडीए) की सफल वसूली का प्रदर्शन किया।

वर्षा प्रोटोकॉल को परिष्कृत करते समय एमएस-आधारित प्रोटिओमिक्स के लिए एक अधिक विश्वसनीय प्रोटीन शोधन रणनीति उधार देता है, पारंपरिक वर्षा की सफलता उपयोगकर्ता तकनीक पर बहुत अधिक निर्भर करती है। इस काम का एक प्राथमिक लक्ष्य एक मजबूत वर्षा रणनीति पेश करना है जो दूषित सतह पर तैरनेवाला से प्रोटीन गोली के अलगाव की सुविधा प्रदान करता है। एक छिद्रपूर्ण पीटीएफई झिल्ली फिल्टर27 के ऊपर एकत्रित प्रोटीन को अलग करके पाइपिंग को खत्म करने के लिए एक डिस्पोजेबल निस्पंदन कारतूस विकसित किया गया था। सतह पर तैरनेवाला में एमएस-हस्तक्षेप घटकों को एक छोटे, कम गति वाले सेंट्रीफ्यूजेशन चरण में प्रभावी ढंग से हटा दिया जाता है। डिस्पोजेबल फिल्टर कारतूस भी एक विनिमेय एसपीई कारतूस प्रदान करता है, जो मास स्पेक्ट्रोमेट्री से पहले, पुनरुत्थान और वैकल्पिक प्रोटीन पाचन के बाद बाद के नमूने की सफाई की सुविधा प्रदान करता है।

अनुशंसित प्रोटिओम वर्षा वर्कफ़्लो की एक श्रृंखला यहां प्रस्तुत की गई है, जिसमें संशोधित एसीटोन और क्लोरोफॉर्म / मेथनॉल / पानी28 प्रोटोकॉल शामिल हैं, एक पारंपरिक (शीशी-आधारित) और डिस्पोजेबल दो-राज्य निस्पंदन और निष्कर्षण कारतूस में एक अर्ध-स्वचालित प्रारूप में। परिणामी प्रोटीन रिकवरी और एसडीएस की कमी क्षमता को हाइलाइट किया जाता है, साथ ही प्रत्येक प्रोटोकॉल से अपेक्षित परिणाम प्रदर्शित करने के लिए नीचे-ऊपर एलसी-एमएस / प्रत्येक दृष्टिकोण से जुड़े व्यावहारिक लाभों और कमियों पर चर्चा की जाती है।

Protocol

1. सामग्री विचार और नमूना पूर्व तैयारी अतिरिक्त नमी से मुक्त केवल उच्च शुद्धता सॉल्वैंट्स (एसीटोन, क्लोरोफॉर्म, मेथनॉल) (>99.5%) और रसायनों का उपयोग करें। पानी में सोडियम क्लोराइड और जिंक सल्फ?…

Representative Results

चित्रा 4 एसीटोन का उपयोग करके डिस्पोजेबल फिल्टर कारतूस में प्रोटीन की शीशी-आधारित या कारतूस-सुविधाजनक वर्षा के बाद अपेक्षित एसडीएस कमी को सारांशित करता है। एसीटोन में पारंपरिक रातोंरात इ?…

Discussion

इष्टतम एमएस लक्षण वर्णन तब प्राप्त किया जाता है जब अवशिष्ट एसडीएस 10 पीपीएम से नीचे समाप्त हो जाता है। जबकि वैकल्पिक दृष्टिकोण, जैसे कि एफएएसपी और ऑन-बीड पाचन, चर वसूली31,32,33 के सा…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

इस काम को कनाडा के प्राकृतिक विज्ञान और इंजीनियरिंग अनुसंधान परिषद द्वारा वित्त पोषित किया गया था। लेखक एमएस डेटा के अधिग्रहण में उनके योगदान के लिए बीमार बच्चों के अस्पताल (टोरंटो, कनाडा) में जैव सूचना विज्ञान समाधान इंक (वाटरलू, कनाडा) और एसपीएआरसी बायोसेंटर (आणविक विश्लेषण) का धन्यवाद करते हैं।

Materials

Acetone Fisher Scientific AC177170010 ≤0.002 % aldehyde
Acetonitrile Fisher Scientific A998-4 HPLC grade
Ammonium Bicarbonate Millipore Sigma A6141-1KG solid
Beta mercaptoethanol Millipore Sigma M3148-25ML Molecular biology grade
Bromophenol blue Millipore Sigma B8026-5G Bromophenol blue sodium salt
Chloroform Fisher Scientific C298-400 Chloroform
Formic Acid Honeywell 56302 Eluent additive for LC-MS
Fusion Lumos Mass Spectrometer ThermoFisher Scientific for analysis of standard protein mixture
Glycerol Millipore Sigma 356352-1L-M For molecular biology, > 99%
Isopropanol Fisher Scientific A4641 HPLC grade
Methanol Fisher Scientific A452SK-4 HPLC grade
Microcentrifuge Fisher Scientific 75-400-102 up to 21,000 xg
Microcentrifuge Tube (1.5 mL) Fisher Scientific 05-408-130 tapered bottom
Microcentrifuge Tube         (2 mL) Fisher Scientific 02-681-321 rounded bottom
Micropipette Tips         (0.1-10 μL) Fisher Scientific 21-197-28 Universal pipet tip, non-sterile
Micropipette Tips         (1-200 μL) Fisher Scientific 07-200-302 Universal pipet tip, non-sterile
Micropipette Tips        (200-1000 μL) Fisher Scientific 07-200-303 Universal pipet tip, non-sterile
Micropipettes Fisher Scientific 13-710-903 Micropipet Trio pack
Pepsin Millipore Sigma P0525000 Lyophilized powder,           >3200 units/ mg
ProTrap XG Proteoform Scientific PXG-0002 50 complete units per box
Sodium Chloride Millipore Sigma S9888-1KG ACS reagent, >99 %
Sodium Dodecyl Sulfate ThermoFisher Scientific 28312 powdered solid
timsTOF Pro Mass Spectrometer Bruker for analysis of liver proteome extract
Trifluoroacetic Acid ThermoFisher Scientific L06374.AP 99%
Tris Fisher Scientific BP152-500 Molecular biology grade
Trypsin Millipore Sigma 9002-07-7 From bovine pancreas, TPCK-treated
Urea Bio-Rad 1610731 solid
Water (deionized) Sartorius Arium Mini Water Purification System 76307-662 Type 1 ultrapure (18.2 MΩ cm)
Zinc Sulfate Millipore Sigma 307491-100G solid

References

  1. Kilpatrick, L. E., Kilpatrick, E. L. Optimizing high-resolution mass spectrometry for the identification of low-abundance post-translational modifications of intact proteins. Journal of Proteome Research. 16 (9), 3255-3265 (2017).
  2. Scheffler, K., Viner, R., Damoc, E. High resolution top-down experimental strategies on the Orbitrap platform. Journal of Proteomics. 175, 42-55 (2018).
  3. Quaranta, A., et al. N -Glycosylation profiling of intact target proteins by high-resolution mass spectrometry (MS) and glycan analysis using ion mobility-MS/MS. Analyst. 145 (5), 1737-1748 (2020).
  4. Van Der Burgt, Y. E. M., et al. Structural analysis of monoclonal antibodies by ultrahigh resolution MALDI in-source decay FT-ICR mass spectrometry. Analytical Chemistry. 91 (3), 2079-2085 (2019).
  5. Anderson, L. C., et al. Identification and characterization of human proteoforms by top-down LC-21 Tesla FT-ICR mass spectrometry. Journal of Proteome Research. 16 (2), 1087-1096 (2017).
  6. Nickerson, J. L., et al. Recent advances in top-down proteome sample processing ahead of MS analysis. Mass Spectrometry Reviews. , (2021).
  7. Kelly, R. T. Single-cell Proteomics: Progress and Prospects. Molecular and Cellular Proteomics. 19 (11), 1739-1748 (2020).
  8. Alexovič, M., Sabo, J., Longuespée, R. Microproteomic sample preparation. Proteomics. 21 (9), 2000318 (2021).
  9. Shishkova, E., Coon, J. J. Rapid preparation of human blood plasma for bottom-up proteomics analysis. STAR Protocols. 2 (4), 100856 (2021).
  10. Duong, V. A., Park, J. M., Lee, H. Review of three-dimensional liquid chromatography platforms for bottom-up proteomics. International Journal of Molecular Sciences. 21 (4), 1524 (2020).
  11. Gan, G., et al. SCASP: A simple and robust SDS-aided sample preparation method for proteomic research. Molecular and Cellular Proteomics. 20, 100051 (2021).
  12. Kachuk, C., Doucette, A. A. The benefits (and misfortunes) of SDS in top-down proteomics. Journal of Proteomics. 175, 75-86 (2018).
  13. Rundlett, K. L., Armstrong, D. W. Mechanism of signal suppression by anionic surfactants in capillary electrophoresis-electrospray ionization mass spectrometry. Analytical Chemistry. 68 (19), 3493-3497 (1996).
  14. Wis, J. R., Zougman, A., Nagaraj, N., Mann, M. Universal sample preparation method for proteome analysis. Nature Methods. 6 (5), 359-362 (2009).
  15. Ni, M., et al. Modified filter-aided sample preparation (FASP) method increases peptide and protein identifications for shotgun proteomics. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 31 (2), 171-178 (2017).
  16. Zhao, Q., et al. imFASP: An integrated approach combining in-situ filter-aided sample pretreatment with microwave-assisted protein digestion for fast and efficient proteome sample preparation. Analytica Chimica Acta. 912, 58-64 (2016).
  17. Kanshin, E., et al. Ultrasensitive proteome analysis using paramagnetic bead technology. Molecular Systems Biology. 10 (10), 757 (2014).
  18. Hughes, C. S., et al. Single-pot, solid-phase-enhanced sample preparation for proteomics experiments. Nature Protocols. 14 (1), 68-85 (2019).
  19. Dagley, L. F., Infusini, G., Larsen, R. H., Sandow, J. J., Webb, A. I. Universal solid-phase protein preparation (USP3) for bottom-up and top-down proteomics. Journal of Proteome Research. 18 (7), 2915-2924 (2019).
  20. Hengel, S. M., et al. Evaluation of SDS depletion using an affinity spin column and IMS-MS detection. Proteomics. 12 (21), 3138-3142 (2012).
  21. Zougman, A., Selby, P. J., Banks, R. E. Suspension trapping (STrap) sample preparation method for bottom-up proteomics analysis. PROTEOMICS. 14 (9), 1006-1010 (2014).
  22. Thongboonkerd, V., McLeish, K. R., Arthur, J. M., Klein, J. B. Proteomic analysis of normal human urinary proteins isolated by acetone precipitation or ultracentrifugation. Kidney International. 62 (4), 1461-1469 (2002).
  23. Klont, F., et al. Assessment of sample preparation bias in mass spectrometry-based proteomics. Analytical Chemistry. 90 (8), 5405-5413 (2018).
  24. Crowell, A. M. J., Wall, M. J., Doucette, A. A. Maximizing recovery of water-soluble proteins through acetone precipitation. Analytica Chimica Acta. 796, 48-54 (2013).
  25. Nickerson, J. L., Doucette, A. A. Rapid and quantitative protein precipitation for proteome analysis by mass spectrometry. Journal of Proteome Research. 19 (5), 2035-2042 (2020).
  26. Baghalabadi, V., Doucette, A. A. Mass spectrometry profiling of low molecular weight proteins and peptides isolated by acetone precipitation. Analytica Chimica Acta. 1138, 38-48 (2020).
  27. Crowell, A. M. J., MacLellan, D. L., Doucette, A. A. A two-stage spin cartridge for integrated protein precipitation, digestion and SDS removal in a comparative bottom-up proteomics workflow. Journal of Proteomics. 118, 140-150 (2015).
  28. Wessel, D., Flügge, U. I. A method for the quantitative recovery of protein in dilute solution in the presence of detergents and lipids. Analytical Biochemistry. 138 (1), 141-143 (1984).
  29. Arand, M., Friedberg, T., Oesch, F. Colorimetric quantitation of trace amounts of sodium lauryl sulfate in the presence of nucleic acids and proteins. Analytical Biochemistry. 207 (1), 73-75 (1992).
  30. Tukey, J. W. Exploratory data analysis. Biometrics. 33, 768 (1977).
  31. Ludwig, K. R., Schroll, M. M., Hummon, A. B. Comparison of in-solution, FASP, and S-Trap based digestion methods for bottom-up proteomic studies. Journal of Proteome Research. 17 (7), 2480-2490 (2018).
  32. Sielaff, M., et al. Evaluation of FASP, SP3, and iST protocols for proteomic sample preparation in the low microgram range. Journal of Proteome Research. 16 (11), 4060-4072 (2017).
  33. Supasri, K. M., et al. Evaluation of filter, paramagnetic, and STAGETips aided workflows for proteome profiling of symbiodiniaceae. Processes. 9 (6), 983 (2021).
  34. Botelho, D., et al. Top-down and bottom-up proteomics of SDS-containing solutions following mass-based separation. Journal of Proteome Research. 9 (6), 2863-2870 (2010).
  35. Fic, E., Kedracka-Krok, S., Jankowska, U., Pirog, A., Dziedzicka-Wasylewska, M. Comparison of protein precipitation methods for various rat brain structures prior to proteomic analysis. Electrophoresis. 31 (21), 3573-3579 (2010).
  36. Antonioli, P., Bachi, A., Fasoli, E., Righetti, P. G. Efficient removal of DNA from proteomic samples prior to two-dimensional map analysis. Journal of Chromatography A. 1216 (17), 3606-3612 (2009).
  37. Bryzgunova, O., et al. A reliable method to concentrate circulating DNA. Analytical Biochemistry. 408 (2), 354-356 (2011).
  38. Asakura, T., Adachi, K., Schwartz, E. Stabilizing effect of various organic solvents on protein. Journal of Biological Chemistry. 253 (18), 6423-6425 (1978).
  39. Loo, J. A., Loo, R. R. O., Udseth, H. R., Edmonds, C. G., Smith, R. D. Solvent-induced conformational changes of polypeptides probed by electrospray-ionization mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 5 (3), 101-105 (1991).
  40. Simpson, D. M., Beynon, R. J. Acetone precipitation of proteins and the modification of peptides. Journal of Proteome Research. 9 (1), 444-450 (2010).
  41. Güray, M. Z., Zheng, S., Doucette, A. A. Mass spectrometry of intact proteins reveals +98 u chemical artifacts following precipitation in acetone. Journal of Proteome Research. 16 (2), 889-897 (2017).
  42. Doucette, A. A., Vieira, D. B., Orton, D. J., Wall, M. J. Resolubilization of precipitated intact membrane proteins with cold formic acid for analysis by mass spectrometry. Journal of Proteome Research. 13 (12), 6001-6012 (2014).
  43. Beavis, R. C., Chait, B. T. Rapid, sensitive analysis of protein mixtures by mass spectrometry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (17), 6873-6877 (1992).
  44. Klunk, W. E., Pettegrew, J. W. Alzheimer’s β-Amyloid protein is covalently modified when dissolved in formic acid. Journal of Neurochemistry. 54 (6), 2050-2056 (1990).
  45. Vuckovic, D., Dagley, L. F., Purcell, A. W., Emili, A. Membrane proteomics by high performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry: Analytical approaches and challenges. Proteomics. 13 (3-4), 404-423 (2013).
  46. Smith, L. M., et al. The human proteoform project: Defining the human proteome. Science Advances. 7 (46), (2021).

Play Video

Citer Cet Article
Nickerson, J. L., Baghalabadi, V., Dang, Z., Miller, V. A., Little, S. L., Doucette, A. A. Organic Solvent-Based Protein Precipitation for Robust Proteome Purification Ahead of Mass Spectrometry. J. Vis. Exp. (180), e63503, doi:10.3791/63503 (2022).

View Video