En kirurgisk modell av hjärtsvikt med bevarad ejektionsfraktion hos tibetanska minigrisar
Summary
Detta protokoll beskriver en steg-för-steg-procedur för att etablera en minigrismodell av hjärtsvikt med bevarad ejektionsfraktion med hjälp av fallande aortasammandragning. Metoder för att utvärdera hjärtmorfologi, histologi och funktion hos denna sjukdomsmodell presenteras också.
Abstract
Mer än hälften av hjärtsviktsfallen (HF) klassificeras som hjärtsvikt med bevarad ejektionsfraktion (HFpEF) över hela världen. Stordjursmodeller är begränsade för att undersöka de grundläggande mekanismerna för HFpEF och identifiera potentiella terapeutiska mål. Detta arbete ger en detaljerad beskrivning av det kirurgiska ingreppet med nedåtgående aortasammandragning (DAC) hos tibetanska minigrisar för att etablera en stordjursmodell av HFpEF. Denna modell använde en exakt kontrollerad sammandragning av den nedåtgående aortan för att inducera kronisk trycköverbelastning i vänster kammare. Ekokardiografi användes för att utvärdera morfologiska och funktionella förändringar i hjärtat. Efter 12 veckors DAC-stress var kammarskiljeväggen hypertrofisk, men tjockleken på den bakre väggen var signifikant reducerad, åtföljd av utvidgning av vänster kammare. LV-ejektionsfraktionen för modellhjärtana bibehölls dock på >50 % under 12-veckorsperioden. Dessutom visade DAC-modellen hjärtskador, inklusive fibros, inflammation och kardiomyocythypertrofi. Markörnivåerna för hjärtsvikt var signifikant förhöjda i DAC-gruppen. Denna DAC-inducerade HFpEF hos minigrisar är ett kraftfullt verktyg för att undersöka molekylära mekanismer för denna sjukdom och för prekliniska tester.
Introduction
Hjärtsvikt med bevarad ejektionsfraktion (HFpEF) står för mer än hälften av hjärtsviktsfallen och har blivit ett globalt folkhälsoproblem1. Kliniska observationer har indikerat flera kritiska egenskaper hos HFpEF: (1) ventrikulär diastolisk dysfunktion, åtföljd av ökad systolisk stelhet, (2) normal ejektionsfraktion i vila med försämrad träningsprestanda och (3) hjärtremodellering2. De föreslagna mekanismerna inkluderar hormonell dysreglering, systemisk mikrovaskulär inflammation, metabola störningar och abnormiteter i sarkomeriska och extracellulära matrixproteiner3. Experimentella studier har dock visat att hjärtsvikt med reducerad ejektionsfraktion (HFrEF) orsakar dessa förändringar. Kliniska studier har undersökt de terapeutiska effekterna av angiotensinreceptorhämmare och läkemedel för behandling av HFrEF vid HFpEF 4,5. Det behövs dock unika terapeutiska metoder för HFpEF. Jämfört med att förstå de kliniska symtomen är förändringarna i patologi, biokemi och molekylärbiologi av HFpEF fortfarande dåligt definierade.
Djurmodeller av HFpEF har utvecklats för att utforska mekanismer, diagnostiska markörer och terapeutiska metoder. Försöksdjur, inklusive grisar, hundar, råttor och möss, kan utveckla HFpEF, och olika riskfaktorer, inklusive högt blodtryck, diabetes mellitus och åldrande, valdes som induktionsfaktorer 6,7. Till exempel inducerar deoxikortikosteronacetat ensamt eller i kombination med en diet med hög fetthalt/sockerhalt HFpEF hos svin 8,9. Ventrikulär trycköverbelastning är en annan teknik som används för att utveckla HFpEF i stora och små djurmodeller10. Dessutom har specifika gränsvärden för miljöavtryck för att definiera HFpEF antagits på olika kontinenter under de senaste åren, vilket framgår av riktlinjerna från European Society of Cardiology, American College of Cardiology Foundation/American Heart Association11, Japanese Circulation Society/Japanese Heart Failure Society12. Således kan många tidigare etablerade modeller bli lämpliga för HFpEF-studier om de kliniska kriterierna antas. Till exempel hävdade Youselfi et al. att en genetiskt modifierad musstam, Col4a3-/-, var en effektiv HFpEF-modell. Denna stam utvecklade typiska HFpEF-hjärtsymtom, såsom diastolisk dysfunktion, mitokondriell dysfunktion och hjärtremodellering13. I en tidigare studie användes en högenergidiet för att inducera hjärtremodellering med ett mellanintervall av EF hos14 år gamla apor, kännetecknade av en metabolisk störning, fibros och minskat aktomyosin MgATPas i hjärtmuskeln. Tvärgående aortasammandragning (TAC) hos möss är en av de mest använda modellerna för att efterlikna hypertoni-inducerad ventrikulär kardiomyopati. Vänster kammare utvecklas från koncentrisk hypertrofi med ökad EF till dilaterad remodellering med reducerad EF15,16. De övergångsfenotyper som finns mellan dessa två typiska stadier tyder på att aortasammandragningstekniken kan användas för att studera HFpEF.
De patologiska egenskaperna, cellulär signalering och mRNA-profiler för en svin-HFpEF-modell har tidigare publicerats17. Här presenteras ett steg-för-steg-protokoll för att etablera denna modell och tillvägagångssätten för att utvärdera fenotyperna i denna modell. Proceduren illustreras i figur 1. I korthet gjordes operationsplanen gemensamt av huvudprövaren, kirurger, laboratorietekniker och djurvårdspersonal. Minigrisarna genomgick hälsoundersökningar, inklusive biokemiska tester och ekokardiografi. Efter operationen utfördes antiinflammatoriska och smärtstillande ingrepp. Ekokardiografi, histologisk undersökning och biomarkörer användes för att utvärdera fenotyperna.
Protocol
Representative Results
Discussion
Denna studie använde DAC-tekniker för att utveckla en HFpEF-modell för tibetanska minigrisar. Ett steg-för-steg-protokoll för djur- och instrumentförberedelse presenteras här, inklusive sedering, trakealintubation, venkanylering, kirurgiskt ingrepp och vård efter operation. Inspelningsteknikerna för ekokardiografiska hjärtbilder i B-läge och M-läge presenteras också. Efter DAC genomgick hjärtat vänsterkammarhypertrofi under vecka 4 och 6 och dilatation efter vecka 8. LVEF bevarades under 12-veckorsperioden…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Detta arbete stöddes av Guangdong Science and Technology Program (2008A08003, 2016A020216019, 2019A030317014), Guangzhou Science and Technology Program (201804010206), National Natural Science Foundation of China (31672376, 81941002) och Guangdong Provincial Key Laboratory of Laboratory Animals (2017B030314171).
Materials
| Absorbable surgical suture | Putong Jinhua Medical Co. Ltd, China | 4-0 | |
| Aesthesia ventilator station | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co., Ltd, China | WATO EX-35vet | |
| Aspirator | Shanghai Baojia Medical Apparatus Co., Ltd, China | YX930D | |
| Benzylpenicillin | Sichuan Pharmaceutical. INC, China | H5021738 | |
| Disposal endotracheal tube with cuff | Shenzhen Verybio Co., Ltd, China | 20 cm, ID 0.9 | |
| Disposal transducer | Guangdong Baihe Medical Technology Co., Ltd, China | ||
| Dissection blade | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd, China | ||
| Electrocautery | Shanghai Hutong Medical Instruments (Group) Co., Ltd, China | GD350-B | |
| Enzyme-linked immunosorbent assay ELISA kit | Cusabio Biotech Co., Ltd, China | CSB-E08594r | |
| Eosin | Sigma-Aldrich Corp. | E4009 | |
| Flunixin meglumine | Shanghai Tongren Pharmaceutical Co., Ltd., China | Shouyaozi(2012)-090242103 | |
| Forceps | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Hematoxylin | Sigma-Aldrich Corp. | H3136 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., Ltd, China | Veteasy for animals | |
| Laryngoscope | Taixing Simeite Medical Apparatus and Instruments Limited Co., Ltd, China | For adults | |
| LED surgical lights | Mingtai Medical Group, China | ZF700 | |
| Microplate reader | Thermo Fisher Scientific, USA | Multiskan FC | |
| Microscope | Leica, Germany | DM2500 | |
| Mobile restraint unit | Customized | N/A | A mobile restraint unit, made by metal frame and wheels, with a canvas cover |
| Oxygen | Local suppliers, Guangzhou, China | ||
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich Corp. | V900894 | |
| Patient monitor | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, China | Beneview T5 | |
| Peripheral Intravenous (IV) Catheter | Shenzhen Yima Pet Industry Development Co., Ltd., China | 26G X 16 mm | |
| Propofol | Guangdong Jiabo Phamaceutical Co., Ltd. | H20051842 | |
| Rib retractor | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Ruler | Deli Manufacturing Company, China | ||
| Scalpel handles | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Scissors (g) | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Suture | Medtronic-Coviden Corp. | 3-0, 4-0 | |
| Ultrasonic gel | Tianjin Xiyuansi Production Institute, China | TM-100 | |
| Veterinary monitor | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, China | ePM12M Vet | |
| Veterinary ultrasound system | Esatoe, Italy | MyLab30 | Equiped with phased array transducer (3-8 Hz) |
| Xylazine hydrochloride injection | Shenda Animal Phamarceutical Co., Ltd., China | Shouyaozi(2016)-07003 | |
| Zoletil injection | Virbac, France | Zoletil 50 | Tiletamine and zolazepam for injection |
References
- Dunlay, S. M., Roger, V. L., Redfield, M. M. Epidemiology of heart failure with preserved ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (10), 591-602 (2017).
- Redfield, M. M. Heart failure with preserved ejection fraction. New England Journal of Medicine. 375 (19), 1868-1877 (2016).
- Lam, C. S. P., Voors, A. A., de Boer, R. A., Solomon, S. D., van Veldhuisen, D. J. Heart failure with preserved ejection fraction: From mechanisms to therapies. European Heart Journal. 39 (30), 2780-2792 (2018).
- Solomon, S. D., et al. Angiotensin receptor neprilysin inhibition in heart failure with preserved ejection fraction: Rationale and design of the PARAGON-HF trial. JACC-Heart Failure. 5 (7), 471-482 (2017).
- Cunningham, J. W., et al. Effect of sacubitril/valsartan on biomarkers of extracellular matrix regulation in patients with HFpEF. Journal of the American College of Cardiology. 76 (5), 503-514 (2020).
- Conceição, G., Heinonen, I., Lourenço, A. P., Duncker, D. J., Falcão-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
- Noll, N. A., Lal, H., Merryman, W. D. Mouse models of heart failure with preserved or reduced ejection fraction. American Journal of Pathology. 190 (8), 1596-1608 (2020).
- Schwarzl, M., et al. A porcine model of hypertensive cardiomyopathy: Implications for heart failure with preserved ejection fraction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 309 (9), 1407-1418 (2015).
- Reiter, U., et al. Early-stage heart failure with preserved ejection fraction in the pig: A cardiovascular magnetic resonance study. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 18 (1), 63 (2016).
- Silva, K. A. S., et al. Tissue-specific small heat shock protein 20 activation is not associated with traditional autophagy markers in Ossabaw swine with cardiometabolic heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1036-1043 (2020).
- Ponikowski, P., et al. 2016 ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure: The Task Force for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure of the European Society of Cardiology (ESC)Developed with the special contribution of the Heart Failure Association (HFA) of the ESC. European Heart Journal. 37 (27), 2129-2200 (2016).
- Tsutsui, H., et al. JCS 2017/JHFS 2017 guideline on diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure – Digest version. Circulation Journal. 83 (10), 2084-2184 (2019).
- Yousefi, K., Dunkley, J. C., Shehadeh, L. A. A preclinical model for phenogroup 3 HFpEF. Aging (Albany NY). 11 (13), 4305-4307 (2019).
- Zheng, S., et al. Aged monkeys fed a high-fat/high-sugar diet recapitulate metabolic disorders and cardiac contractile dysfunction. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (5), 799-815 (2021).
- Shirakabe, A., et al. Drp1-dependent mitochondrial autophagy plays a protective role against pressure overload-induced mitochondrial dysfunction and heart failure. Circulation. 133 (13), 1249-1263 (2016).
- Zhabyeyev, P., et al. Pressure-overload-induced heart failure induces a selective reduction in glucose oxidation at physiological afterload. Cardiovascular Research. 97 (4), 676-685 (2013).
- Tan, W., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction induced by chronic pressure overload characterized by cardiac fibrosis and remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 677727 (2021).
- Beznak, M. Changes in heart weight and blood pressure following aortic constriction in rats. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 33 (6), 995-1002 (1955).
- Bikou, O., Miyashita, S., Ishikawa, K. Pig model of increased cardiac afterload induced by ascending aortic banding. Methods in Molecular Biology. 1816, 337-342 (2018).
- Hiemstra, J. A., et al. Chronic low-intensity exercise attenuates cardiomyocyte contractile dysfunction and impaired adrenergic responsiveness in aortic-banded mini-swine. Journal of Applied Physiology. 124 (4), 1034-1044 (2018).
- Massie, B. M., et al. Myocardial high-energy phosphate and substrate metabolism in swine with moderate left ventricular hypertrophy. Circulation. 91 (6), 1814-1823 (1995).
- Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
- Charles, C. J., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction: magnetic resonance imaging and metabolic energetics. ESC Heart Failure. 7 (1), 92-102 (2020).
- Olver, T. D., et al. Western, diet-fed, aortic-banded ossabaw swine: A Preclinical model of cardio-metabolic heart failure. JACC Basic to Translational Science. 4 (3), 404-421 (2019).
