Intravitreale injecties in het schapenoog
Summary
Intravitreale injecties werden uitgevoerd in het schapenoog met als doel virale gemedieerde gentherapie op het netvlies af te leveren.
Abstract
Er zijn verschillende methoden voor de afgifte van therapeutische middelen aan het netvlies, waaronder intravitreale (IVT), subretinale, suprachoroïdale, perioculaire of topische toediening. Ivt-medicijnafgifte omvat een injectie in de glasvochthumor van het oog, een gelatineuze substantie die de achterste kamer van het oog vult en de vorm van de oogbol behoudt. Hoewel de IVT-route minder specifiek gericht is dan subretinale toediening, is het veel minder invasief en wordt het veel gebruikt in klinische omgevingen voor een reeks oogziekten.
We hebben eerder de werkzaamheid aangetoond van intravitreale toediening van een adeno-geassocieerd virus (AAV) -gemedieerd gentherapieproduct (AAV9). CLN5) bij schapen met een natuurlijk voorkomende CLN5-vorm van neuronale ceroïde lipofuscinose (NCL). Getroffen schapen kregen IVT-gentherapie in één oog, waarbij het andere onbehandelde oog diende als een interne controle. De retinale structuur en functie werden tot 15 maanden na de behandeling in het behandelde oog gehandhaafd, terwijl het onbehandelde oog tijdens postmortaal onderzoek een progressief afnemende functie en ernstige atrofie vertoonde. Op basis van de schapenstudies werd het CLN5-gentherapieproduct in september 2021 door de Amerikaanse Food and Drug Administration goedgekeurd als kandidaat-experimenteel nieuw medicijn (IND). Dit artikel beschrijft het chirurgische protocol voor IVT-toediening van een therapeutische virale vector aan het schapenoog.
Introduction
Verschillende methoden kunnen worden gebruikt om therapeutische middelen aan het netvlies toe te dienen, waaronder intravitreale (IVT), subretinale, suprachoroïdale, perioculaire of topische toediening. Elke toedieningsweg omvat het overwinnen van barrières zoals de bloed-retinabarrière of de binnenste en buitenste beperkende membranen en heeft verschillende werkzaamheidssnelheden, afhankelijk van het geneesmiddel dat wordt toegediend en het specifieke retinale doel 1,2.
Ivt-medicijnafgifte omvat een injectie in de glasvochthumor van het oog, een gelatineuze substantie die de achterste kamer van het oog inneemt. De primaire functie van het glasvocht is om de vorm van de oogbol te behouden en oculaire weefsels, zoals de lens en het netvlies, op hun plaats te houden. De glasachtige humor bestaat grotendeels uit water, met kleine hoeveelheden collageen, hyaluronzuur en andere niet-koolzuurhoudende eiwitten3. IVT-injectie is een eenvoudige en veel voorkomende procedure die routinematig wordt gebruikt om een breed scala aan oculaire aandoeningen te behandelen, waaronder leeftijdsgebonden maculaire degeneratie, diabetisch macula-oedeem, diabetische retinopathie, retinale ader occlusie en verschillende erfelijke retinale dystrofieën 4,5.
Neuronale ceroïde lipofuscinoses (NCL; Battenziekte) zijn een groep dodelijke lysosomale stapelingsziekten die ernstige degeneratie van de hersenen en het netvlies veroorzaken. Er zijn momenteel 13 bekende varianten van NCL als gevolg van mutaties in verschillende genen (CLN1-8, CLN10-14) die voornamelijk kinderen treffen, maar verschillende leeftijden van aanvang en ernst van de ziekte hebben6. De NCL’s delen gemeenschappelijke progressieve symptomen, waaronder cognitieve en motorische achteruitgang, epileptische aanvallen en verlies van gezichtsvermogen. Er is geen remedie voor NCL; hersengestuurde enzymvervangingstherapie is momenteel echter in klinische onderzoeken voor CLN2-ziekte 7,8, en AAV-gemedieerde gentherapie is veelbelovend gebleken in preklinische studies, met een klinische proef voor CLN5-gentherapie die naar verwachting in 2022 zal beginnen 9,10.
Veel andere soorten ontwikkelen natuurlijk voorkomende vormen van NCL, waaronder katten, honden, schapen en koeien. Twee schapenmodellen van NCL worden momenteel actief bestudeerd in Nieuw-Zeeland: een CLN5-ziektemodel bij Borderdale-schapen en een CLN6-ziektemodel bij schapen in South Hampshire. Aangetaste schapen vertonen veel van de klinische en pathologische kenmerken van de menselijke ziekte, waaronder retinale atrofie en verlies van gezichtsvermogen 10,11. Hoewel hersengerichte CLN5-gentherapie bij schapen met CLN5-ziekte hersenatrofie en klinische achteruitgang kan voorkomen of stoppen, verliezen de behandelde schapen nog steeds hun gezichtsvermogen9. Dit benadrukte de noodzaak om het netvlies te behandelen om het gezichtsvermogen te behouden en een betere kwaliteit van leven te behouden, wat leidde tot de vaststelling van een protocol voor oculaire gentherapie bij schapen.
Het schapenoog vertegenwoordigt een goed model van het menselijk oog vanwege de gelijkenis in oogbolafmetingen, glasachtig volume en retinale structuur 10,12,13. Dit artikel beschrijft het chirurgische protocol voor ivt-toediening van een klein volume (≤ 100 μL) therapeutische virale vector aan het schapenoog.
Protocol
Representative Results
Discussion
Intravitreale injecties zijn een van de meest voorkomende chirurgische procedures in de menselijke oogheelkunde en zijn effectief gebleken bij het leveren van AAV-gemedieerde gentherapieën aan het netvlies van schapen. We hadden eerder de werkzaamheid van AAV9 aangetoond. CLN5-gentherapie intravitreaal toegediend bij het verzwakken van retinale disfunctie en degeneratie bij schapen met CLN5 NCL15. Gehoopt wordt dat de vertaling van deze toedieningsweg naar menselijke NCL-patiënten ook nuttig zal…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
De auteurs willen Dr. Steve Heap (BVSc, CertVOphthal) bedanken voor zijn hulp bij het opstellen van dit protocol en het uitvoeren van de injecties beschreven door Murray et al.15. De auteurs erkennen ook financiering van CureKids New Zealand, de Canterbury Medical Research Foundation, Neurogene Inc en de Batten Disease Support and Research Association.
Materials
| 1 mL low dead-space safety syringe with permanently attached 0.5 inch needle | Fisher Scientific, Auckland, New Zealand | 05-561-28 | Covidien Monoject Tuberculin Safety syringe or similar |
| 1.5 mL microcentrifuge tube | Sigma Aldrich | HS4323 | Autoclave tubes to sterilise prior to use |
| Anesthesia machine with gas bench and monitor | Hyvet Anesthesia, Christchurch, New Zealand | ||
| Antibiotic eye drops | Teva Pharma Ltd, Auckland, New Zealand | Commercial name: Chlorafast (0.5% chloramphenicol) | |
| BrightMount plus anti-fade mounting medium | Abcam, Cambridge, United Kingdom | ab103748 | |
| DAPI (4′ ,6-diamidino-2-phenylindole dihydrochloride) | Sigma Aldrich, St. Louis, Missouri, United States | 10236276001 | |
| Diazepam sedative | Ilium, Troy Laboratories Pty Ltd, Tauranga, New Zealand | 5 mg/mL | |
| Endotracheal tubes | Flexicare Medical Ltd, Mountain Ash, United Kingdom | Standard, cuffed. Sizes 7, 7.5, or 8 depending on sheep size | |
| Eye speculum | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | KP151/14 | Nopa Barraquer-Colibri (10 mm) |
| Fenestrated surgical drape | Amtech Medical Ltd, Whanganui, New Zealand | DI583 | Or similar |
| Filter Tips | Interlab, Auckland, New Zealand | 10, 200, and 1,000 µL | |
| Formaldehyde solution (37%) | Fisher Scientific, Auckland, New Zealand | AJA809-2.5PL | Make up to 10% in distilled water with 0.9% NaCl |
| Goat anti-rabbit Alexa Fluor 594 | Invitrogen Carlsbad, CA, USA | A-11012 | Use at a dilution of 1:500 |
| Isoflurane anesthetic | Attane, Bayer Animal Health, Auckland, New Zealand | ||
| Ketamine HCl anesthetic/analgesic | PhoenixPharm Distributors Ltd, Auckland, New Zealand | 100 mg/mL | |
| Laryngoscope (veterinary) | KaWe Medical, Denmark | Miller C blade, size 2 | |
| Needles | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | 302025 | BD Hypodermic Needles, or similar |
| Non-steroidal anti-inflammatory | Boehringer Ingelheim (NZ) Ltd, Auckland, New Zealand | 49402/008 | Commercial name: Metacam 20 (20 mg/mL meloxicam) |
| Non-toothed forceps | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | AB864/16 | Or similar |
| Non-toothed hemostat | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | AA150/12 | Or similar |
| Normal goat serum | Thermo Fisher Scientific, Christchurch, New Zealand | 16210072 | |
| Oxygen (medical) | BOC Gas, Christchurch, New Zealand | D2 cylinder, gas code 180 | |
| Phosphate buffered saline | Thermo Fisher Scientific, Christchurch, New Zealand | 10010023 | Sterile, filtered |
| Povidone-Iodine solution | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | 005835 | Commercial name: Betadine (10% povidone-iodine) |
| Rabbit anti-cow glial fibrillary acidic protein (GFAP) | Dako, Glostrup, Denmark | Z0334 | Use at a dilution of 1:2,500 |
| Self-complementary adeno-associated virus serotype 9, containing the chicken beta action (CBh) promoter and codon-optimized ovine CLN5 | University of North Carolina Vector Core, NC, USA. | scAAV9/CBh-oCLN5opt | |
| Sodium Chloride 0.9% IV Solution | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | AHB1322 | Commercial name: Saline solution |
| Subcutaneous antibiotics | Intervet Schering Plough Animal Health Ltd, Wellington, New Zealand | Commercial name: Duplocillin LA (150,000 IU/mL procaine penicillin and 115,000 IU/mL benzathine penicillin) | |
| Surgical sharp blunt curved scissors | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | SSSHBLC130 | |
| Terumo Syringe Luer Lock | Amtech Medical Ltd, Whanganui, New Zealand | SH159/SH160 | Sterile syringes; 10 mL for drawing up induction drugs, 20 mL for drawing up saline |
| Virkon Disinfectant Powder | EBOS Group Ltd, Christchurch, NZ | 28461115 |
References
- Himawan, E., et al. Drug delivery to retinal photoreceptors. Drug Discovery Today. 24 (8), 1637-1643 (2019).
- Murray, S. J., Mitchell, N. L. Ocular therapies for neuronal ceroid lipofuscinoses: More than meets the eye. Neural Regeneration Research. 17 (8), 1755-1756 (2022).
- Bishop, P. N. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Progress in Retinal and Eye Research. 19 (3), 323-344 (2000).
- Grzybowski, A., et al. update on intravitreal injections: Euretina expert consensus recommendations. Ophthalmologica. 239 (4), 181-193 (2018).
- Pavlou, M., et al. Novel AAV capsids for intravitreal gene therapy of photoreceptor disorders. EMBO Molecular Medicine. 13 (4), 13392 (2021).
- Kousi, M., Lehesjoki, A. -. E., Mole, S. E. Update of the mutation spectrum and clinical correlations of over 360 mutations in eight genes that underlie the neuronal ceroid lipofuscinoses. Human Mutation. 33 (1), 42-63 (2012).
- Wibbeler, E., et al. Cerliponase alfa for the treatment of atypical phenotypes of CLN2 disease: A retrospective case series. Journal of Child Neurology. 36 (6), 468-474 (2021).
- Schulz, A., et al. Study of intraventricular cerliponase alfa for CLN2 disease. The New England Journal of Medicine. 378 (20), 1898-1907 (2018).
- Mitchell, N. L., et al. Longitudinal in vivo monitoring of the CNS demonstrates the efficacy of gene therapy in a sheep model of CLN5 Batten disease. Molecular Therapy. 26 (10), 2366-2378 (2018).
- Murray, S. J., Mitchell, N. L. Natural history of retinal degeneration in ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Scientific Reports. 12 (1), 3670 (2022).
- Russell, K. N., Mitchell, N. L., Wellby, M. P., Barrell, G. K., Palmer, D. N. Electroretinography data from ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Data in Brief. 37, 107188 (2021).
- Shafiee, A., McIntire, G. L., Sidebotham, L. C., Ward, K. W. Experimental determination and allometric prediction of vitreous volume, and retina and lens weights in Göttingen minipigs. Veterinary Ophthalmology. 11 (3), 193-196 (2008).
- Shinozaki, A., Hosaka, Y., Imagawa, T., Uehara, M. Topography of ganglion cells and photoreceptors in the sheep retina. The Journal of Comparative Neurology. 518 (12), 2305-2315 (2010).
- Frugier, T., et al. A new large animal model of CLN5 neuronal ceroid lipofuscinosis in Borderdale sheep is caused by a nucleotide substitution at a consensus splice site (c.571+1G>A) leading to excision of exon 3. Neurobiology of Disease. 29 (2), 306-315 (2008).
- Murray, S. J., et al. Intravitreal gene therapy protects against retinal dysfunction and degeneration in sheep with CLN5 Batten disease. Experimental Eye Research. 207, 108600 (2021).
- Ross, M., et al. Outer retinal transduction by AAV2-7m8 following intravitreal injection in a sheep model of CNGA3 achromatopsia. Gene Therapy. , (2021).
- Boyd, R. F., et al. Photoreceptor-targeted gene delivery using intravitreally administered AAV vectors in dogs. Gene Therapy. 23 (2), 223-230 (2016).
- Dalkara, D., et al. In vivo-directed evolution of a new adeno-associated virus for therapeutic outer retinal gene delivery from the vitreous. Science Translational Medicine. 5 (189), (2013).
- Gearhart, P. M., Gearhart, C., Thompson, D. A., Petersen-Jones, S. M. Improvement of visual performance with intravitreal administration of 9-cis-retinal in Rpe65-mutant dogs. Archives of Ophthalmology. 128 (11), 1442-1448 (2010).
- Ross, M., et al. Evaluation of photoreceptor transduction efficacy of capsid-modified adeno-associated viral vectors following intravitreal and subretinal delivery in sheep. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 719-729 (2020).
- Kotterman, M. A., et al. Antibody neutralization poses a barrier to intravitreal adeno-associated viral vector gene delivery to non-human primates. Gene Therapy. 22 (2), 116-126 (2015).
- Whitehead, M., Osborne, A., Yu-Wai-Man, P., Martin, K. Humoral immune responses to AAV gene therapy in the ocular compartment. Biological Reviews. 96 (4), 1616-1644 (2021).
- Yun, C., Oh, J., Hwang, S. -. Y., Kim, S. -. W., Huh, K. Subconjunctival hemorrhage after intravitreal injection of anti-vascular endothelial growth factor. Graefe’s Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 253 (9), 1465-1470 (2015).
- Christensen, L., Cerda, A., Olson, J. L. Real-time measurement of needle forces and acute pressure changes during intravitreal injections. Clinical & Experimental Ophthalmology. 45 (8), 820-827 (2017).
- Allmendinger, A., Butt, Y. L., Mueller, C. Intraocular pressure and injection forces during intravitreal injection into enucleated porcine eyes. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 166, 87-93 (2021).
- Ross, M., Ofri, R. The future of retinal gene therapy: Evolving from subretinal to intravitreal vector delivery. Neural Regeneration Research. 16 (9), 1751-1759 (2021).
- Henein, C., et al. Hydrodynamics of intravitreal injections into liquid vitreous substitutes. Pharmaceutics. 11 (8), 371 (2019).
- Park, I., Park, H. S., Kim, H. K., Chung, W. K., Kim, K. Real-time measurement of intraocular pressure variation during automatic intravitreal injections: An ex-vivo experimental study using porcine eyes. PloS One. 16 (8), 0256344 (2021).
- Willekens, K., et al. Intravitreally injected fluid dispersion: Importance of injection technique. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (3), 1434-1441 (2017).
- Peynshaert, K., Devoldere, J., De Smedt, S. C., Remaut, K. In vitro and ex vivo models to study drug delivery barriers in the posterior segment of the eye. Advanced Drug Delivery Reviews. 126, 44-57 (2018).
- Kiss, S. Vector Considerations for Ocular Gene Therapy. Adeno-associated virus vectors offer a safe and effective tool for gene delivery. Retinal Physician. 17, 40-45 (2020).
- Kleine Holthaus, S. -. M., et al. Gene therapy targeting the inner retina rescues the retinal phenotype in a mouse model of CLN3 Batten disease. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 709-718 (2020).
- Kleine Holthaus, S. -. M., et al. Neonatal brain-directed gene therapy rescues a mouse model of neurodegenerative CLN6 Batten disease. Human Molecular Genetics. 28 (23), 3867-3879 (2019).
