JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biologie

Intestinal epitelregenerering som svar på joniserande bestrålning

Published: July 27, 2022
doi:
10.3791/64028
, , , ,
1Department of Medicine,Renaissance School of Medicine at Stony Brook University, 2Department of Physiology and Biophysics,Renaissance School of Medicine at Stony Brook University

Summary

Mag-tarmkanalen är ett av de mest känsliga organen för skador vid radioterapeutiska cancerbehandlingar. Det är samtidigt ett organsystem med en av de högsta regenerativa kapaciteterna efter sådana förolämpningar. Det presenterade protokollet beskriver en effektiv metod för att studera tarmepitelets regenerativa kapacitet.

Abstract

Tarmepitelet består av ett enda lager av celler men innehåller flera typer av terminalt differentierade celler, vilka genereras av aktiv proliferation av tarmstamceller belägna i botten av tarmkrypter. Men under händelser med akut tarmskada genomgår dessa aktiva tarmstamceller celldöd. Gammabestrålning är en allmänt använd kolorektal cancerbehandling, som, även om den är terapeutiskt effektiv, har bieffekten att tömma den aktiva stamcellspoolen. Faktum är att patienter ofta upplever gastrointestinalt strålningssyndrom medan de genomgår strålbehandling, delvis på grund av aktiv stamcellsutarmning. Förlusten av aktiva tarmstamceller i tarmkrypter aktiverar en pool av typiskt vilande reservtarmstamceller och inducerar dedifferentiering av sekretoriska och enterocytprekursorceller. Om inte för dessa celler skulle tarmepitelet sakna förmågan att återhämta sig från strålbehandling och andra sådana stora vävnadsförolämpningar. Nya framsteg inom härstamningsspårningsteknik möjliggör spårning av aktivering, differentiering och migration av celler under regenerering och har framgångsrikt använts för att studera detta i tarmen. Denna studie syftar till att avbilda en metod för analys av celler i musens tarmepitel efter strålskada.

Introduction

Det mänskliga tarmepitelet skulle täcka ungefär ytan på en halv badmintonbana om den placerades helt platt1. Istället komprimeras detta enda cellskikt som skiljer människor från innehållet i deras tarmar i en serie fingerliknande utsprång, villi och indragningar, krypter som maximerar tarmarnas yta. Epitelets celler skiljer sig längs en krypt-villusaxel. Villusen består huvudsakligen av näringsabsorberande enterocyter, slemutsöndrande bägarceller och de hormonproducerande enteroendokrina cellerna, medan kryptorna huvudsakligen består av defensinproducerande Paneth-celler, aktiva stamceller och reservstamcellersamt stamceller 2,3,4,5. Vidare genererar den dubbelriktade kommunikationen som dessa celler har med stroma- och immuncellerna i det underliggande mesenkymala facket och lumenets mikrobiota ett komplext nätverk av interaktioner som upprätthåller tarmhomeostas och är avgörande för återhämtning efter skada 6,7,8.

Tarmepitelet är den snabbaste självförnyande vävnaden i människokroppen, med en omsättningshastighet på 2-6 dagar 9,10,11. Under homeostas delar aktiva stamceller vid basen av tarmkrypter (kryptbaskolonnceller), markerade av uttrycket av leucinrika upprepade innehållande G-proteinkopplad receptor 5 (LGR5), snabbt och tillhandahåller stamceller som differentieras till alla andra tarmepitellinjer. På grund av sin höga mitotiska hastighet är aktiva stamceller och deras omedelbara förfäder särskilt känsliga för gammastrålningsskador och genomgår apoptos efter bestrålning 5,12,13,14. Vid deras förlust genomgår reservstamceller och icke-stamceller (subpopulation av förfäder och vissa terminalt differentierade celler) i tarmkrypter aktivering och fyller på basalkryptfacket, vilket sedan kan rekonstruera cellpopulationer av villi och därmed regenerera tarmepitelet15. Med hjälp av härstamningsspårningstekniker har flera forskargrupper visat att reservstamceller (vilande) kan stödja regenerering vid förlust av aktiva stamceller 13,16,17,18,19,20,21,22. Dessa celler kännetecknas av närvaron av polykamkomplexprotein 1 onkogen (Bmi1), mustelomeras omvänd transkriptasgen (mTert), Hop homeobox (Hopx) och leucinrikt upprepat protein 1-gen (Lrig1). Dessutom har det visats att icke-stamceller kan fylla på tarmkrypter vid skada 23,24,25,26,27,28,29,30,31. I synnerhet har det visats att föregångare till sekretoriska celler och enterocyter genomgår dedifferentiering vid skada, återgår till stamliknande celler och stöder regenerering av tarmepitelet. Nya studier har identifierat celler som uttrycker flera markörer som har förmågan att förvärva stamliknande egenskaper vid skada (såsom DLL +, ATOH1+, PROX1+, MIST1+, DCLK1+)32,33,34,35,36. Överraskande visade Yu et al. att även mogna Paneth-celler (LYZ +) kan bidra till tarmregenerering37. Förutom att orsaka apoptos av tarmepitelceller och störa epitelbarriärfunktionen resulterar bestrålning dessutom i dysbios av tarmfloran, immuncellsaktivering och initiering av ett proinflammatoriskt svar och aktivering av mesenkymala och stromaceller38,39.

Gammastrålning är ett värdefullt terapeutiskt verktyg vid cancerbehandling, särskilt för kolorektala tumörer40. Bestrålning påverkar emellertid signifikant tarmhomeostas genom att inducera skador på cellerna, vilket leder till apoptos. Strålningsexponering orsakar flera störningar som saktar ner patientens återhämtning och kännetecknas av slemhinneskada och inflammation i den akuta fasen och diarré, inkontinens, blödning och buksmärta på lång sikt. Denna panoply av manifestationer kallas gastrointestinal strålningstoxicitet. Dessutom kan strålningsinducerad progression av transmural fibros och / eller vaskulär skleros endast manifestera år efter behandlingen38,41. Samtidigt med själva skadan inducerar strålning ett reparationssvar i tarmceller som aktiverar signalvägar som är ansvariga för att initiera och orkestrera regenerering42. Strålningsinducerad tunntarmssjukdom kan härröra från strålbehandling av bäcken eller buk som ges till andra organ (såsom livmoderhals, prostata, bukspottkörtel, rektum)41,43,44,45,46. Tarmbestrålningsskada är således en betydande klinisk fråga, och en bättre förståelse av den resulterande patofysiologin kommer sannolikt att främja utvecklingen av interventioner för att lindra gastrointestinala komplikationer i samband med strålbehandling. Det finns andra tekniker som gör det möjligt att undersöka det regenerativa syftet med tarmepitelet förutom strålning. Transgena och kemiska murina modeller för att studera inflammation och regenerering därefter har utvecklats47. Dextrannatriumsulfat (DSS) inducerar inflammation i tarmen och leder till utveckling av egenskaper som liknar inflammatoriska tarmsjukdomar48. En kombination av DSS-behandling med den pro-cancerframkallande föreningen azoxymetan (AOM) kan resultera i utveckling av kolitassocierad cancer48,49. Ischemi-reperfusionsinducerad skada är en annan metod som används för att studera tarmepitelets regenerativa potential. Denna teknik kräver erfarenhet och kirurgisk kunskap50. Dessutom orsakar de ovan nämnda teknikerna andra typer av skador än strålning och kan leda till involvering av olika regenereringsmekanismer. Dessutom är dessa modeller tidskrävande, medan strålningstekniken är ganska kort. Nyligen har in vitro-metoder som använder enteroider och kolonoider genererade från tarmen och tjocktarmen använts i kombination med strålskada för att studera mekanismerna för tarmregenerering51,52. Dessa tekniker rekapitulerar dock inte helt det organ de modellerar53,54.

Det protokoll som presenteras innehåller en beskrivning av en murin modell av gammastrålningsskada i kombination med en genetisk modell som, efter tamoxifenbehandling, tillåter spårning av släktlinjer som härrör från reservstamcellspopulationen (Bmi1-CreER; Rosa26eYFP). Denna modell använder en 12 Gy bestrålning av hela kroppen, vilket inducerar tillräckligt stor tarmskada för att aktivera reservstamceller samtidigt som den möjliggör efterföljande undersökning av tarmregenerativ förmåga inom 7 dagar efter skada55.

Protocol

Alla möss var inrymda i avdelningen för laboratoriedjurresurser (DLAR) vid Stony Brook University. Stony Brook University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) godkände alla studier och förfaranden som involverade djurämnen. Försök med försökspersoner utfördes strikt i enlighet med det godkända djurhanteringsprotokollet (IACUC #245094). OBS: Musstammarna B6;129-Bmi1 tm1(cre/ERT)Mrc/J (Bmi1-Cre ER) och B6.129X1-Gt(ROSA)26Sortm1(EYFP)Cos/J (Rosa26…

Representative Results

Användningen av 12 Gy totalkroppsbestrålning (TBI) i kombination med murin genetisk härstamningsspårning möjliggör en grundlig analys av konsekvenserna av strålskador i tarmen. För att starta, Bmi1-CreER; Rosa26eYFP-möss fick en enda tamoxifeninjektion, vilket inducerar förbättrat gulfluorescerande protein (EYFP) uttryck inom en Bmi1 + reservstamcellspopulation. Två dagar efter tamoxifeninjektionen genomgick mössen bestrålning eller skenbestrålning. Tre timmar för…

Discussion

Detta protokoll beskriver en robust och reproducerbar strålskademodell. Det möjliggör en exakt analys av förändringarna i tarmepitelet under 7 dagar efter skada. Det är viktigt att de valda tidpunkterna återspeglar avgörande stadier av skada och kännetecknas av tydliga förändringar i tarmen (skada, apoptos, regenerering och normaliseringsfaser)60. Denna bestrålningsmodell har fastställts och noggrant utvärderats, vilket visar en lämplig manifestation av skada för att efterlikna den…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Författarna vill erkänna Stony Brook Cancer Center Histology Research Core för experthjälp med beredning av vävnadsprover och avdelningen för laboratoriedjurresurser vid Stony Brook University för hjälp med djurvård och hantering. Detta arbete stöddes av bidrag från National Institutes of Health DK124342 som tilldelades Agnieszka B. Bialkowska och DK052230 till Dr. Vincent W. Yang.

Materials

1 mL syringe BD 309659 –
16G Reusable Small Animal Feeding Needles: Straight VWR 20068-630 –
27G x 1/2" needle BD 305109 –
28G x 1/2" Monoject 1mL insulin syringe Covidien 1188128012 –
5-Ethynyl-2′-deoxyuridine (EdU) Santa Cruz Biotechnology sc284628A 10 mg/mL in sterile DMSO:water (1:4 v/v), aliquot and store in -20°C
Azer Scientific 10% Neutral Buffered Formalin Fisher Scientific 22-026-213 –
B6.129X1-Gt(ROSA)26Sortm1(EYFP)Cos/J The Jackson Laboratory Strain #:006148
B6;129-Bmi1tm1(cre/ERT)Mrc/J The Jackson Laboratory Strain #:010531
Bovine Serum Albumin Fraction V, heat shock Millipore-Sigma 3116956001
Chicken anti-GFP Aves GFP-1020
Click-IT plus EdU Alexa Fluor 555 imaging kit, Invitrogen Thermo Fisher Scientific C10638 –
Corn oil Millipore-Sigma C8267 –
Decloaking Chamber Biocare Medical DC2012 –
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Fisher BioReagents BP231-100 light sensitive
DNase-free proteinase K Invitrogen C10618H diluted 25x in DPBS
Donkey anti-chicken AF647 Jackson ImmunoResearch 703-605-155
DPBS Fisher Scientific 21-031-CV –
Eosin Fisher Scientific S176
Fluorescence Microscope Nikon Eclipse 90i Bright and fluoerescent light, with objectives: 10X, 20X Nikon
Fluoromount Aqueous Mounting Medium Millipore-Sigma F4680-25ML
Gamma Cell 40 Exactor Best Theratronics Ltd. – 0.759 Gy min-1
Goat anti-rabbit AF488 Jackson ImmunoResearch 111-545-144
Hematoxylin Solution, Gill No. 3 Millipore-Sigma GHS332
HM 325 Rotary Microtome from Thermo Scientific Fisher Scientific 23-900-668
Hoechst 33258, Pentahydrate (bis-Benzimide) Thermo Fisher Scientific H3569 dilution 1:1000
Hydrogen Peroxide Solution, ACS, 29-32%, Spectrum Chemical Fisher Scientific 18-603-252 –
In Situ Cell Death Detection Kit, Fluorescein (Roche) Millipore-Sigma 11684795910
Liquid Blocker Super PAP PEN, Mini Fisher Scientific DAI-PAP-S-M
Lithium Carbonate (Powder/Certified ACS), Fisher Chemical Fisher Scientific L119-500 0.5g/1L dH2O
Luer-Lok Syringe sterile, single use, 10 mL VWR 89215-218 –
Methanol VWR BDH1135-4LP
Pharmco Products Ethyl alcohol, 200 PROOF Fisher Scientific NC1675398 –
Pharmco-Aaper 281000ACSCSLT Acetic Acid ACS Grade Capitol Scientific AAP-281000ACSCSLT –
Rabbit anti-Ki67 BioCare Medical CRM325
Richard-Allan Scientific Cytoseal XYL Mounting Medium Fisher Scientific 22-050-262
Scientific Industries Incubator-Genie for baking slides at 65 degree Fisher Scientific 50-728-103
Sodium Citrate Dihydrate Fisher Scientific S279-500
Stainless Steel Dissecting Kit VWR 25640-002
Superfrost Plus micro slides [size: 25 x 75 x 1 mm] VWR  48311-703
Tamoxifen Millipore-Sigma T5648 30 mg/mL in sterile corn oil, preferably fresh or short-sterm storage in -20°C, light sensitive
Tissue-Tek 24-Slide Holders with Detachable Handle Sakura 4465
Tissue-Tek Accu-Edge Low Profile Blades Sakura 4689
Tissue-Tek Manual Slide Staining Set Sakura 4451
Tissue-Tek Staining Dish, Green with Lid Sakura 4456
Tissue-Tek Staining Dish, White with Lid Sakura 4457
Tween 20 Millipore-Sigma P7949
Unisette Processing Cassettes VWR 87002-292 –
VWR Micro Cover Glasses VWR 48393-081
Xylene Fisher Scientific X5P-1GAL
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Helander, H. F., Fandriks, L. Surface area of the digestive tract – Revisited. Scandinavian Journal of Gastroenterology. 49 (6), 681-689 (2014).
  2. vander Flier, L. G., Clevers, H. Stem cells, self-renewal, and differentiation in the intestinal epithelium. Annual Review of Physiology. 71, 241-260 (2009).
  3. Clevers, H. The intestinal crypt, a prototype stem cell compartment. Cell. 154 (2), 274-284 (2013).
  4. Barker, N., et al. Identification of stem cells in small intestine and colon by marker gene Lgr5. Nature. 449 (7165), 1003-1007 (2007).
  5. Yan, K. S., et al. The intestinal stem cell markers Bmi1 and Lgr5 identify two functionally distinct populations. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (2), 466-471 (2012).
  6. Liao, Z., Hu, C., Gao, Y. Mechanisms modulating the activities of intestinal stem cells upon radiation or chemical agent exposure. Journal of Radiation Research. 63 (2), 149-157 (2022).
  7. Meyer, A. R., Brown, M. E., McGrath, P. S., Dempsey, P. J. Injury-Induced Cellular Plasticity Drives Intestinal Regeneration. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 13 (3), 843-856 (2022).
  8. Owens, B. M., Simmons, A. Intestinal stromal cells in mucosal immunity and homeostasis. Mucosal Immunology. 6 (2), 224-234 (2013).
  9. Barker, N. Adult intestinal stem cells: Critical drivers of epithelial homeostasis and regeneration. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (1), 19-33 (2014).
  10. Cheng, H., Origin Leblond, C. P. differentiation and renewal of the four main epithelial cell types in the mouse small intestine. V. Unitarian Theory of the origin of the four epithelial cell types. The American Journal of Anatomy. 141 (4), 537-561 (1974).
  11. Sender, R., Milo, R. The distribution of cellular turnover in the human body. Nature Medicine. 27 (1), 45-48 (2021).
  12. Metcalfe, C., Kljavin, N. M., Ybarra, R., de Sauvage, F. J. Lgr5+ stem cells are indispensable for radiation-induced intestinal regeneration. Cell Stem Cell. 14 (2), 149-159 (2014).
  13. Tian, H., et al. A reserve stem cell population in small intestine renders Lgr5-positive cells dispensable. Nature. 478 (7368), 255-259 (2011).
  14. Tirado, F. R., et al. Radiation-induced toxicity in rectal epithelial stem cell contributes to acute radiation injury in rectum. Stem Cell Research & Therapy. 12 (1), 63 (2021).
  15. Tetteh, P. W., Farin, H. F., Clevers, H. Plasticity within stem cell hierarchies in mammalian epithelia. Trends in Cell Biology. 25 (2), 100-108 (2015).
  16. Breault, D. T., et al. Generation of mTert-GFP mice as a model to identify and study tissue progenitor cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (30), 10420-10425 (2008).
  17. Montgomery, R. K., et al. Mouse telomerase reverse transcriptase (mTert) expression marks slowly cycling intestinal stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (1), 179-184 (2011).
  18. Orzechowska, E. J., Katano, T., Bialkowska, A. B., Yang, V. W. Interplay among p21(Waf1/Cip1), MUSASHI-1 and Kruppel-like factor 4 in activation of Bmi1-Cre(ER) reserve intestinal stem cells after gamma radiation-induced injury. Scientific Reports. 10 (1), 18300 (2020).
  19. Takeda, N., et al. Interconversion between intestinal stem cell populations in distinct niches. Science. 334 (6061), 1420-1424 (2011).
  20. Wong, V. W., et al. Lrig1 controls intestinal stem-cell homeostasis by negative regulation of ErbB signalling. Nature Cell Biology. 14 (4), 401-408 (2012).
  21. Powell, A. E., et al. The pan-ErbB negative regulator Lrig1 is an intestinal stem cell marker that functions as a tumor suppressor. Cell. 149 (1), 146-158 (2012).
  22. Ayyaz, A., et al. Single-cell transcriptomes of the regenerating intestine reveal a revival stem cell. Nature. 569 (7754), 121-125 (2019).
  23. Tomic, G., et al. Phospho-regulation of ATOH1 is required for plasticity of secretory progenitors and tissue regeneration. Cell Stem Cell. 23 (3), 436-443 (2018).
  24. Castillo-Azofeifa, D., et al. Atoh1(+) secretory progenitors possess renewal capacity independent of Lgr5(+) cells during colonic regeneration. The EMBO Journal. 38 (4), 99984 (2019).
  25. Van Landeghem, L., et al. Activation of two distinct Sox9-EGFP-expressing intestinal stem cell populations during crypt regeneration after irradiation. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 302 (10), 1111-1132 (2012).
  26. Roche, K. C., et al. SOX9 maintains reserve stem cells and preserves radioresistance in mouse small intestine. Gastroenterology. 149 (6), 1553-1563 (2015).
  27. Barriga, F. M., et al. Mex3a marks a slowly dividing subpopulation of Lgr5+ intestinal stem cells. Cell Stem Cell. 20 (6), 801-816 (2017).
  28. May, R., et al. Brief report: Dclk1 deletion in tuft cells results in impaired epithelial repair after radiation injury. Stem Cells. 32 (3), 822-827 (2014).
  29. Tetteh, P. W., et al. Replacement of lost Lgr5-positive stem cells through plasticity of their enterocyte-lineage daughters. Cell Stem Cell. 18 (2), 203-213 (2016).
  30. Bohin, N., et al. Rapid crypt cell remodeling regenerates the intestinal stem cell niche after Notch inhibition. Stem Cell Reports. 15 (1), 156-170 (2020).
  31. Li, N., et al. Single-cell analysis of proxy reporter allele-marked epithelial cells establishes intestinal stem cell hierarchy. Stem Cell Reports. 3 (5), 876-891 (2014).
  32. van Es, J. H., et al. Dll1+ secretory progenitor cells revert to stem cells upon crypt damage. Nature Cell Biology. 14 (10), 1099-1104 (2012).
  33. Durand, A., et al. Functional intestinal stem cells after Paneth cell ablation induced by the loss of transcription factor Math1 (Atoh1). Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (23), 8965-8970 (2012).
  34. Hayakawa, Y., et al. BHLHA15-positive secretory precursor cells can give rise to tumors in intestine and colon in mice. Gastroenterology. 156 (4), 1066-1081 (2019).
  35. Yan, K. S., et al. Intestinal enteroendocrine lineage cells possess homeostatic and injury-inducible stem cell activity. Cell Stem Cell. 21 (1), 78-90 (2017).
  36. Chandrakesan, P., et al. Intestinal tuft cells regulate the ATM mediated DNA damage response via Dclk1 dependent mechanism for crypt restitution following radiation injury. Scientific Reports. 6, 37667 (2016).
  37. Yu, S., et al. Paneth cell multipotency induced by Notch activation following Injury. Cell Stem Cell. 23 (1), 46-59 (2018).
  38. Moussa, L., et al. Bowel radiation injury: Complexity of the pathophysiology and promises of cell and tissue engineering. Cell Transplantation. 25 (10), 1723-1746 (2016).
  39. Gong, W., et al. Mesenchymal stem cells stimulate intestinal stem cells to repair radiation-induced intestinal injury. Cell Death & Disease. 7 (9), 2387 (2016).
  40. Tam, S. Y., Wu, V. W. C. A review on the special radiotherapy techniques of colorectal cancer. Frontiers in Oncology. 9, 208 (2019).
  41. Shadad, A. K., Sullivan, F. J., Martin, J. D., Egan, L. J. Gastrointestinal radiation injury: Symptoms, risk factors and mechanisms. World Journal of Gastroenterology. 19 (2), 185-198 (2013).
  42. Serrano Martinez, P., Giuranno, L., Vooijs, M., Coppes, R. P. The radiation-induced regenerative response of adult tissue-specific stem cells: Models and signaling pathways. Cancers. 13 (4), 855 (2021).
  43. Stacey, R., Green, J. T. Radiation-induced small bowel disease: Latest developments and clinical guidance. Therapeutic Advances in Chronic Disease. 5 (1), 15-29 (2014).
  44. Pan, Y. B., Maeda, Y., Wilson, A., Glynne-Jones, R., Vaizey, C. J. Late gastrointestinal toxicity after radiotherapy for anal cancer: A systematic literature review. Acta Oncologica. 57 (11), 1427-1437 (2018).
  45. Elhammali, A., et al. Late gastrointestinal tissue effects after hypofractionated radiation therapy of the pancreas. Radiation Oncology. 10, 186 (2015).
  46. You, S. H., Cho, M. Y., Sohn, J. H., Lee, C. G. Pancreatic radiation effect in apoptosis-related rectal radiation toxicity. Journal of Radiation Research. 59 (5), 529-540 (2018).
  47. Jiminez, J. A., Uwiera, T. C., Douglas Inglis, G., Uwiera, R. R. Animal models to study acute and chronic intestinal inflammation in mammals. Gut Pathogens. 7, 29 (2015).
  48. Snider, A. J., et al. Murine model for colitis-associated cancer of the colon. Methods in Molecular Biology. 1438, 245-254 (2016).
  49. Clapper, M. L., Cooper, H. S., Chang, W. C. Dextran sulfate sodium-induced colitis-associated neoplasia: A promising model for the development of chemopreventive interventions. Acta Pharmacologica Sinica. 28 (9), 1450-1459 (2007).
  50. Gonzalez, L. M., Moeser, A. J., Blikslager, A. T. Animal models of ischemia-reperfusion-induced intestinal injury: Progress and promise for translational research. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 308 (2), 63-75 (2015).
  51. Fujimichi, Y., Otsuka, K., Tomita, M., Iwasaki, T. Ionizing radiation alters organoid forming potential and replenishment rate in a dose/dose-rate dependent manner. Journal of Radiation Research. 63 (2), 166-173 (2022).
  52. Montenegro-Miranda, P. S., et al. A novel organoid model of damage and repair identifies HNF4alpha as a critical regulator of intestinal epithelial regeneration. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 10 (2), 209-223 (2020).
  53. Nagle, P. W., Coppes, R. P. Current and future perspectives of the use of organoids in radiobiology. Cells. 9 (12), 2649 (2020).
  54. Taelman, J., Diaz, M., Guiu, J. Human Intestinal Organoids: Promise and Challenge. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 854740 (2022).
  55. Kim, C. K., Yang, V. W., Bialkowska, A. B. The role of intestinal stem cells in epithelial regeneration following radiation-induced gut injury. Current Stem Cell Reports. 3 (4), 320-332 (2017).
  56. Kuruvilla, J. G., et al. Kruppel-like factor 4 modulates development of BMI1(+) intestinal stem cell-derived lineage following gamma-radiation-induced gut injury in mice. Stem Cell Reports. 6 (6), 815-824 (2016).
  57. Sangiorgi, E., Capecchi, M. R. Bmi1 is expressed in vivo in intestinal stem cells. Nature Genetics. 40 (7), 915-920 (2008).
  58. Srinivas, S., et al. Cre reporter strains produced by targeted insertion of EYFP and ECFP into the ROSA26 locus. BMC Developmental Biology. 1, 4 (2001).
  59. Bialkowska, A. B., Ghaleb, A. M., Nandan, M. O., Yang, V. W. Improved swiss-rolling technique for intestinal tissue preparation for immunohistochemical and immunofluorescent analyses. Journal of Visualized Experiments. (113), e54161 (2016).
  60. Booth, C., Tudor, G., Tudor, J., Katz, B. P., MacVittie, T. J. Acute gastrointestinal syndrome in high-dose irradiated mice. Health Physics. 103 (4), 383-399 (2012).
  61. Lu, L., Jiang, M., Zhu, C., He, J., Fan, S. Amelioration of whole abdominal irradiation-induced intestinal injury in mice with 3,3′-Diindolylmethane (DIM). Free Radical Biology & Medicine. 130, 244-255 (2019).
  62. Karlsson, J. A., Andersen, B. L. Radiation therapy and psychological distress in gynecologic oncology patients: Outcomes and recommendations for enhancing adjustment. Journal of Psychosomatic Obstetrics & Gynecology. 5 (4), 283-294 (1986).
  63. Yang, J., Cai, H., Xiao, Z. X., Wang, H., Yang, P. Effect of radiotherapy on the survival of cervical cancer patients: An analysis based on SEER database. Médecine. 98 (30), 16421 (2019).
  64. Giroux, V., et al. Mouse intestinal Krt15+ crypt cells are radio-resistant and tumor initiating. Stem Cell Reports. 10 (6), 1947-1958 (2018).
  65. Kim, C. K., et al. Kruppel-like factor 5 regulates stemness, lineage specification, and regeneration of intestinal epithelial stem cells. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 9 (4), 587-609 (2020).
  66. Sheng, X., et al. Cycling stem cells are radioresistant and regenerate the intestine. Cell Reports. 32 (4), 107952 (2020).
  67. Gross, S., et al. Nkx2.2 is expressed in a subset of enteroendocrine cells with expanded lineage potential. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 309 (12), 975-987 (2015).
  68. Sato, T., et al. Characterization of radioresistant epithelial stem cell heterogeneity in the damaged mouse intestine. Scientific Reports. 10 (1), 8308 (2020).
  69. Roth, S., et al. Paneth cells in intestinal homeostasis and tissue injury. PLoS One. 7 (6), 38965 (2012).
  70. Bohin, N., et al. Insulin-like growth factor-1 and mTORC1 signaling promote the intestinal regenerative response after irradiation injury. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 10 (4), 797-810 (2020).
  71. Romesser, P. B., et al. Preclinical murine platform to evaluate therapeutic countermeasures against radiation-induced gastrointestinal syndrome. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (41), 20672-20678 (2019).
  72. Gu, J., et al. At what dose can total body and whole abdominal irradiation cause lethal intestinal injury among C57BL/6J mice. Dose Response. 18 (3), 1559325820956783 (2020).
  73. Huh, W. J., et al. Tamoxifen induces rapid, reversible atrophy, and metaplasia in mouse stomach. Gastroenterology. 142 (1), 21-24 (2012).
  74. Keeley, T. M., Horita, N., Samuelson, L. C. Tamoxifen-induced gastric injury: Effects of dose and method of administration. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 8 (3), 365-367 (2019).
  75. Bohin, N., Carlson, E. A., Samuelson, L. C. Genome toxicity and impaired stem cell function after conditional activation of CreER(T2) in the intestine. Stem Cell Reports. 11 (6), 1337-1346 (2018).
  76. Boynton, F. D. D., Ericsson, A. C., Uchihashi, M., Dunbar, M. L., Wilkinson, J. E. Doxycycline induces dysbiosis in female C57BL/6NCrl mice. BMC Research Notes. 10 (1), 644 (2017).

Tags

Keywords: Intestinal Epithelial RegenerationIonizing RadiationGamma IrradiationColorectal CancerLineage TracingTamoxifenEdUBouin’s FixativeGamma IrradiatorCre-mediated Recombination
check_url/fr/64028?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Orzechowska-Licari, E. J., LaComb, J. F., Giarrizzo, M., Yang, V. W., Bialkowska, A. B. Intestinal Epithelial Regeneration in Response to Ionizing Irradiation. J. Vis. Exp. (185), e64028, doi:10.3791/64028 (2022).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image