Мышиная гетеротопическая трансплантация шейки матки с использованием сосудистых манжет
Summary
Мышиные модели трансплантации сердца представляют собой ценные исследовательские инструменты для изучения трансплантационной иммунологии. Настоящий протокол детализирует гетеротопную трансплантацию шейного отдела сердца мыши, которая включает в себя размещение манжет на общей сонной артерии реципиента и стволе легочной артерии донора, чтобы обеспечить ламинарный кровоток.
Abstract
Мышиные модели трансплантации сердца часто используются для изучения травмы ишемии-реперфузии, врожденных и адаптивных иммунных реакций после трансплантации и влияния иммуномодулирующей терапии на отторжение трансплантата. Гетеротопическая трансплантация шейного сердца у мышей была впервые описана в 1991 году с использованием ушных анастомозов и впоследствии модифицирована, чтобы включить методы манжеты. Это изменение позволило улучшить показатели успеха, и с тех пор было опубликовано несколько докладов, в которых предлагалось дальнейшее техническое усовершенствование. Тем не менее, перевод в более широкое использование остается ограниченным из-за технических трудностей, связанных с анастомозами трансплантата, которые требуют точности для достижения адекватной длины и калибра манжет, чтобы избежать сосудистого анастомотического скручивания или чрезмерного напряжения, что может привести к повреждению трансплантата. Настоящий протокол описывает модифицированный метод выполнения гетеротопной трансплантации шейного сердца у мышей, который включает размещение манжеты на общей сонной артерии реципиента и легочной артерии донора в соответствии с направлением кровотока.
Introduction
Abbott et al. опубликовали1 первое описание гетеротопной трансплантации брюшного сердца у крыс в 1964 году. Эти хирургические методы были усовершенствованы и упрощены Оно и др. в 1969 году2. Corry et al. впервые описали метод гетеротопной абдоминальной трансплантации сердца у мышей в 1973 году; подобно ранее сообщенным моделям крыс, это включало приживление в брюшную полость хозяина с реваскуляризацией путем сквозных анастомозов легочной артерии донора и восходящей аорты к нижней полой вене реципиента и брюшной аорте, соответственно3. Гетеротопическая трансплантация шейного сердца у крыс была описана Хероном в 1971 году с использованием тефлоновых манжет, изготовленных из 16 г (наружный диаметр 1,6 мм) внутривенных катетеров4. Chen5 и Matsuura et al.6 позже сообщили о гетеротопической трансплантации шейного сердца у мышей в 1991 году, чьи методы отличались главным образом методом повторного анастомоза. Подход Чэня включал ушённые анастомозы восходящей аорты донора к сонной артерии реципиента и легочной артерии донора к наружной яремной вене реципиента5. Благодаря передовым техническим навыкам, необходимым для этих микрохирургических ушибленных анастомозов, для достижения высокого уровня успеха потребовалось значительное количество времени и опыта. Matsuura et al. описали метод, использующий технику без шовной манжеты, аналогичную той, которая использовалась Heron, которая включала сквозные анастомозы с использованием внесветного размещения манжет. Он изготовил тефлоновые манжеты из 22 G (наружный диаметр 0,8 мм) и 24 G (наружный диаметр 0,67 мм) внутривенных катетеров и поместил их над наружной яремной веной реципиента и общей сонной артерией, соответственно6. Затем эти манжеты были помещены внутрь легочной артерии и аорты донора и закреплены путем связывания шовной лигатуры вокруг соединения. Такой подход привел к повышению показателей успеха. Самое главное, это привело к сокращению времени, необходимого для завершения обоих шейных анастомозов, тем самым сократив теплое ишемическое время трансплантата до менее чем одной трети от того, что используется метод брюшного шва. Кроме того, поскольку манжеты размещены вокруг наружной поверхности сосуда, нет инородного тела, подвергающегося воздействию просвета сосуда, что в значительной степени снижает возможность тромбоза после операции7. Между тем, использование манжеты обеспечивает поддержку вокруг сосудов в месте анастомоза, не требуя каких-либо швов, что снижает риск кровотечения после реваскуляризации6.
Были предложены многочисленные пересмотры этого метода. Чтобы приспособиться к короткой длине общей сонной артерии мыши (приблизительно 5 мм), Tomita et al.8 разработали модификацию этой техники с меньшей артериальной манжетой (наружный диаметр 0,6 мм), при этом не удерживая швы и протягивая артерию непосредственно через манжету тонкими щипцами. Wang et al. еще больше упростили этот подход, поместив манжеты 22 G и 24 G на правую легочную артерию донора и правую общую сонную артерию реципиента, соответственно9. В различных докладах описываются модификации этих подходов, включая использование специализированных манжет, микрохирургических зажимов, расширителей сосудов и кардиоплегии 10,11,12. Примечательно, что все эти методы включают ретроградную циркуляцию крови через сердце, при этом кровь течет от общей сонной артерии реципиента к донорской аорте, коронарным артериям, коронарной пазухе, затем опорожняется в правое предсердие и выходит из легочной артерии в наружную яремную вену реципиента.
По сравнению с приживлением в брюшной полости, трансплантация шейного сердца предлагает множество преимуществ. Как упоминалось ранее, цервикальное воздействие позволяет быстрее реваскуляризации и сократить теплые ишемические времена6. Шейный метод также менее инвазивный и связан с более коротким послеоперационным временем восстановления, поскольку он позволяет избежать лапаротомии6. Важно отметить, что сквозные анастомозы с манжетами могут быть выполнены вместо сквозных анастомозов, что снижает риск осложнений, таких как анастомотическое кровотечение. Абдоминальный подход также представляет повышенный риск развития тромботических осложнений в брюшной аорте или нижней полой вене, что приводит к ишемии спинного мозга и параличу задних конечностей. Поверхностное расположение цервикального отдела трансплантата обеспечивает легкий доступ к оценке жизнеспособности трансплантата с помощью пальпации, электрокардиографии и инвазивной или неинвазивной визуализации. Хотя шейные трансплантаты возобновляют спонтанную сердечную деятельность после реперфузии, они существенно не влияют на систолические и диастолические параметры реципиента. Эта модель дает ценную информацию для изучения клеточных реакций после трансплантации, таких как ишемия-реперфузионное повреждение и отторжение трансплантата. Кроме того, эта модель предлагает идеальный подход, позволяющий проводить посттрансплантационную визуализацию, такую как прижизненная двухфотонная микроскопия или позитронно-эмиссионная томография (ПЭТ). С этой целью наша лаборатория ранее сообщала о методах визуализации движущихся тканей и органов у мышей, включая бьющиеся мышиные сердца и трансплантаты дуги аорты после гетеротопической трансплантации шейки матки для визуализации трафика лейкоцитов во время ишемическо-реперфузионного повреждения и в атеросклеротических бляшках, соответственно 13,14,15 . Кроме того, благодаря своему поверхностному расположению и простоте воздействия, эта модель подходит для повторной трансплантации сердца16.
В этом отчете описывается методика, позволяющая осуществлять ламинарный кровоток с наружным размещением сосудистых манжет на сосудах, из которых происходит кровоток. Это позволяет плавно переходить кровотока из одного сосуда в другой, избегая воздействия края дистального сосуда на сосудистый просвет. Кроме того, метод использует большую манжету 20 Г вместо ранее использовавшихся манжет 22 Г для легочной артерии донора, чтобы обеспечить достаточный возврат кровотока к реципиенту.
Protocol
Representative Results
Discussion
Используя эту технику, гетеротопическая трансплантация шейного отдела сердца мыши может быть выполнена менее чем за 40 минут опытным микрохирургом и примерно за 60 минут микрохирургом начального уровня. В то время как трансплантация шейного сердца была изучена на многочисленных животн…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
DK поддерживается грантами Национальных институтов здравоохранения 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078, грантом Veterans Administration Merit Review 1I01BX002730 и Фондом для Barnes-Jewish Hospital.
Materials
| 6-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 7718729 | |
| 0.75% Providone iosine scrub | Priority Care Inc | NDC 57319-327-0 | |
| 10-0 nylon suture | Surgical Specialties Corporation | AK-0106 | |
| 655-nm nontargeted Q-dots | Invitrogen | Q21021MP | |
| 70% Ethanol | Pharmco Products Inc | 111000140 | |
| 8-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 1005597 | |
| Adson forceps | Fine Science Tools Inc | 91127-12 | |
| BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks) | Jackson Laboratories | ||
| Bipolar coagulator | Valleylab Inc | SurgII-20, E6008/E6008B | |
| Carprofen (Rimadyl) injection | Transpharm | 35844 | |
| Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet | Transpharm | 38995/37919 | |
| Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software | A&B Software | ||
| Dumont no. 5 forceps | Fine Science Tools Inc | 11251-20 | |
| Fine vannas style spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15000-03 | |
| GraphPad Prism 5.0 | Sun Microsystems Inc. | ||
| Halsey needle holder | Fine Science Tools Inc | 91201-13 | |
| Halsted-Mosquito clamp curved tip | Fine Science Tools Inc | 91309-12 | |
| Harvard Apparatus mouse ventilator model 687 | Harvard Apparatus | MA1 55-0001 | |
| Heparin solution (100 U/mL) | Abraxis Pharmaceutical Products | 504031 | |
| Imaris | Bitplane | ||
| Ketamine (50 mg/kg) | Wyeth | 206205-01 | |
| Microscope—Leica Wild M651 × 6–40 magnification | Leica Microsystems | ||
| Moria extra fine spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15396-00 | |
| Ohio isoflurane vaporizer | Parkland Scientific | V3000i | |
| Qdots | ThermoFisher | 1604036 | |
| S&T SuperGrip Forceps angled tip | Fine Science Tools Inc | 00649-11 | |
| S&T SuperGrip Forceps straight tip | Fine Science Tools Inc | 00632-11 | |
| Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride | Hospira Inc | NDC 0409-4888-20 | |
| Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators) | Puritan Medical Company LLC | 823-WC | |
| Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | SR-OX2032CA | |
| Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | R-OX2419CA | |
| ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 °C, 40% humidity) | Thermocare Inc | ||
| VetBond | Santa Cruz Biotechnology SC361931 | NC0846393 | |
| Xylazine (10 mg/kg) | Lloyd Laboratories | 139-236 |
References
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
- Heron, I. A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats. Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).
- Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
- Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
- Yu, Y., et al. Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice. Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).
- Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
- Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
- Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (180), e63504 (2022).
- Li, W., et al. Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).
- Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
- Li, W., et al. Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).
- Li, W., et al. Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis. Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).
- Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading – Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513 (2019).
- Ma, Y., et al. Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (160), e61103 (2020).
- Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).
- Hartley, C. J., et al. Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), 269-278 (2011).
- Bovenkamp, P. R., et al. Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI). MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).
- Wang, H. Small animal models of xenotransplantation. Methods in Molecular Biology. 885, 125-153 (2012).
- Martins, P. N. Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation. Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).
