Summary

Determinación cuantitativa de la síntesis de ácidos grasos de novo en tejido adiposo marrón mediante óxido de deuterio

Published: May 12, 2023
doi:

Summary

Aquí, presentamos un método cuantitativo de bajo costo que utiliza óxido de deuterio y cromatografía de gases (GCMS) para el análisis de la lipogénesis total de novo de ácidos grasos en tejido adiposo marrón in vivo.

Abstract

La síntesis de ácidos grasos es una vía metabólica compleja y altamente exigente en energía con importantes funciones en el control de la homeostasis metabólica de todo el cuerpo y otros procesos fisiológicos y patológicos. A diferencia de otras vías metabólicas clave, como la eliminación de glucosa, la síntesis de ácidos grasos no se evalúa funcionalmente de forma rutinaria, lo que lleva a interpretaciones incompletas del estado metabólico. Además, hay una falta de protocolos detallados disponibles públicamente adecuados para los recién llegados al campo. Aquí, describimos un método cuantitativo de bajo costo que utiliza óxido de deuterio y cromatografía de gases y espectrometría de masas (GCMS) para el análisis de la síntesis total de novo de ácidos grasos en tejido adiposo marrón in vivo. Este método mide la síntesis de los productos de la sintasa de ácidos grasos independientemente de una fuente de carbono, y es potencialmente útil para prácticamente cualquier tejido, en cualquier modelo de ratón y bajo cualquier perturbación externa. Se proporcionan detalles sobre la preparación de la muestra para GCMS y los cálculos posteriores. Nos centramos en el análisis de la grasa parda debido a sus altos niveles de síntesis de ácidos grasos de novo y su papel fundamental en el mantenimiento de la homeostasis metabólica.

Introduction

La obesidad y las enfermedades metabólicas asociadas son una pandemia que pone en peligro a las generaciones presentes y futuras 1,2. Comúnmente simplificada como consecuencia del desequilibrio entre la ingesta y el gasto energético, la desregulación metabólica asociada a la obesidad afecta a un gran número de vías metabólicas controladas por factores ambientales y endógenos3. Sin embargo, solo unas pocas vías se prueban de forma rutinaria en modelos animales de desregulación metabólica.

A modo de ejemplo, la eliminación de glucosa se mide de forma rutinaria mediante pruebas de tolerancia a la glucosa y a la insulina, probablemente debido a la simplicidad del uso de monitores portátiles de glucosa4. Las tasas relativas de glucosa en el cuerpo entero y de oxidación de lípidos también se estiman de forma rutinaria en función de la relación de intercambio respiratorio de los ensayos de calorimetría indirecta 5,6. Sin embargo, la mayoría de todos los demás aspectos del metabolismo no se evalúan funcionalmente de forma rutinaria. Esto conduce a interpretaciones incompletas del estado metabólico y a la pérdida de opciones terapéuticas. Una de las principales vías de este tipo es la lipogénesis de novo.

La lipogénesis de novo (DNL) es el proceso mediante el cual se generan nuevos ácidos grasos a partir de precursores. Se considera que la glucosa es el principal precursor que contribuye a la DNL7 de todo el cuerpo, sin embargo, otros precursores, como el acetato, la fructosa, el lactato y los aminoácidos de cadena ramificada, han demostrado ser fuentes de carbono relevantes de manera espacial y dependiente de la condición 8,9,10,11,12. La DNL es un contribuyente clave a la homeostasis metabólica y es esencial para el desarrollo normal13. Además, las alteraciones en la DNL se han asociado con cáncer 14,15 y metabólico 16,17,18 y enfermedades cardiovasculares 19,20.

La vía DNL está compuesta por los componentes enzimáticos centrales ATP citrato liasa (ACLY), acetil-CoA carboxilasa (ACC1/2) y ácidos grasos sintasa (FAS) que producen principalmente palmitato, un ácido graso saturado de 16 carbonos. Sin embargo, los ácidos grasos de cadena impar y cadena ramificada también se pueden producir a tasas más bajas9. Las elongasas y desaturasas modifican aún más estos ácidos grasos, creando una amplia gama de especies de ácidos grasos útiles para una variedad de funciones (por ejemplo, almacenamiento de energía a largo plazo y manipulación de la fluidez de la membrana).

La expresión de la maquinaria enzimática de DNL está controlada por un número reducido de factores de transcripción. Las más descritas hasta la fecha incluyen la familia de proteínas de unión a elementos reguladores de esteroles (SREBP), la proteína de unión a elementos de respuesta a carbohidratos (ChREBP) y el receptor X hepático (LXR)21,22,23,24,25,26. A pesar de una aparente superposición en sus funciones, se han descrito regulaciones individuales basadas en la dominancia del tipo celular y en condiciones fisiológicas o patológicas21,22,27,28.

Sorprendentemente, una serie de inhibidores para pasos seleccionados de la vía DNL han sido aprobados para uso clínico o se encuentran en las etapas preclínicas o clínicas de desarrollo para una serie de enfermedades, incluida la obesidad, la enfermedad del hígado graso no alcohólico/esteatohepatitis no alcohólica (NAFLD/NASH) y las enfermedades cardiovasculares29. Estos esfuerzos ponen de relieve la importancia de la DNL en la salud y la enfermedad.

En los últimos años, el empleo de métodos para evaluar cuantitativamente la síntesis de novo de ácidos grasos ha aumentado30. El método más común para evaluar esto es el uso de agua marcada pesada (D2O), donde el hidrógeno marcado pesado se incorpora a las cadenas de acilo durante la síntesis, tanto directa como indirectamente, a través del intercambio de deuterio con los hidrógenos de los sustratos DNL NAPDH, acetil-CoA y malonil-CoA. Aunque este enfoque está ganando popularidad, hay una falta de protocolos detallados disponibles públicamente adecuados para los recién llegados al campo. En este trabajo se describe un método para evaluar cuantitativamente la síntesis de novo de productos de FAS utilizando D2O y espectrometría de masas por cromatografía de gases (GCMS), con cálculos desarrollados previamente por Lee et al.31. Este método mide la síntesis de ácidos grasos de novo independientemente de una fuente de carbono, y es potencialmente útil para prácticamente cualquier tejido, en cualquier modelo de ratón y bajo cualquier perturbación externa. Aquí, nos centramos en el análisis del tejido adiposo marrón (BAT) debido a sus altos niveles de DNL y su papel crítico en el mantenimiento de la homeostasis metabólica.

Protocol

Todos los experimentos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Centro Médico del Hospital Infantil de Cincinnati. 1. Preparación de D2O NOTA: Para evitar la variación experimental, prepare suficiente solución/agua potable para todos los ratones durante la duración del experimento. Para inyección intraperitoneal: generar solución salina al 0,9% p/v D 2 O disolviendo 9 g de NaCl por li…

Representative Results

Basándonos en la dosificación deD2O descrita en el paso 1, normalmente encontramos que el agua corporal está enriquecida en el rango del 2,5% al 6%, y que un nivel basal de enriquecimiento de deuterio en el agua corporal se alcanza rápidamente en 1 h y se mantiene durante la duración del estudio a través del agua potable enriquecida al 8% (Figura 1). El enriquecimiento continuo de agua corporal en estado estacionario es una suposición de los cálculos utilizados en…

Discussion

Comprender el equilibrio y la interacción entre vías metabólicas complejas es un paso indispensable hacia la comprensión de las bases biológicas de las enfermedades relacionadas con el metabolismo. Aquí, mostramos una metodología no invasiva y económica para determinar los cambios en la síntesis de novo de ácidos grasos. Este método es una adaptación de métodos publicados anteriormente que desarrollaron cálculos para estimar el flujo de síntesis de novo a partir del enriquecimiento de deuterio de …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a los miembros del laboratorio Sanchez-Gurmaches y Wallace por sus valiosas discusiones. Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Asociación Americana del Corazón (18CDA34080527 a JSG y 19POST34380545 a RM), los NIH (R21OD031907 a JSG), un Premio del Consejo de Administración del CCHMC, un Premio del Centro de Genómica Pediátrica del CCHMC y un Premio del Centro de Genómica y Terapéutica Mendeliana del CCHMC. Este trabajo fue financiado en parte por el DK078392 P30 de los NIH del Centro Central de Investigación de Enfermedades Digestivas en Cincinnati. El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente los puntos de vista oficiales de los Institutos Nacionales de Salud. RT y MW contaron con el apoyo de una beca UCD Ad Astra.

Materials

4 mL Glass Vials Fisher Scientific 14-955-334
0.2 µm filter Olympus Plastic 25-244
26G needeled syringes BD 309597
Acetone Merck 34850
Acetonitrile Merck 900667
Blue GC screw cap with septa Agilent 5190-1599
Centrifuge Eppendorf 5424R
Chloroform Sigma 366927
Deuterium oxide Sigma 151882
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column
Merck B1378
Di-tert-butyl-4-methylphenol (BHT)
Select FAME Column
Agilent CP7419
EDTA tube Sarstedt 411395105
Ethanol Merck 51976
Hexadecenoic-d31 Acid Larodan 71-1631
Hexane Merck 34859
Methanol Merck 34860
Microcentrifuge tube Olympus Plastic 24-282
Mouse environmental chamber Caron Caron 7001-33
Potasium Chloride Fisher Bioreagents BP366-500
Potasium Phosphate MP Biomedicals 194727
SafeLock microcentrifuge tubes Eppendorf 30120086
Screw top amber GC vial Agilent 5182-0716
Sodium Chloride Fisher Bioreagents BP358-212
Sodium Hydroxide Merck S5881
Sodium Phosphate, dibasic Fisher Bioreagents BP332-500
Sodium Sulfate Merck 239313
Sulfuric Acid Merck 258105
Vial insert Agilent 5183-2088

References

  1. . The Lancet, Diabetes Endocrinology. Childhood obesity: a growing pandemic. The Lancet. Diabetes & Endocrinology. 10 (1), 1 (2022).
  2. Gonzalez-Muniesa, P., et al. Obesity. Nature Reviews Disease Primers. 3, 17034 (2017).
  3. Müller, T. D., Blüher, M., Tschöp, M. H., DiMarchi, R. D. Anti-obesity drug discovery: advances and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (3), 201-223 (2021).
  4. Virtue, S., Vidal-Puig, A. GTTs and ITTs in mice: simple tests, complex answers. Nature Metabolism. 3 (7), 883-886 (2021).
  5. Müller, T. D., Klingenspor, M., Tschöp, M. H. Revisiting energy expenditure: how to correct mouse metabolic rate for body mass. Nature Metabolism. 3 (9), 1134-1136 (2021).
  6. Virtue, S., Lelliott, C. J., Vidal-Puig, A. What is the most appropriate covariate in ANCOVA when analysing metabolic rate. Nature Metabolism. 3 (12), 1585 (2021).
  7. Hellerstein, M. K. De novo lipogenesis in humans: metabolic and regulatory aspects. European Journal of Clinical Nutrition. 53 Suppl 1, S53-S65 (1999).
  8. Zhao, S., et al. Dietary fructose feeds hepatic lipogenesis via microbiota-derived acetate. Nature. 579 (7800), 586-591 (2020).
  9. Wallace, M., et al. Enzyme promiscuity drives branched-chain fatty acid synthesis in adipose tissues. Nature Chemical Biology. 14 (11), 1021-1031 (2018).
  10. Zhao, S., et al. ATP-citrate lyase controls a glucose-to-acetate metabolic switch. Cell Reports. 17 (4), 1037-1052 (2016).
  11. Green, C. R., et al. Branched-chain amino acid catabolism fuels adipocyte differentiation and lipogenesis. Nature Chemical Biology. 12 (1), 15-21 (2016).
  12. Zhang, Z., et al. Serine catabolism generates liver NADPH and supports hepatic lipogenesis. Nature Metabolism. 3 (12), 1608-1620 (2021).
  13. Chirala, S. S., et al. Fatty acid synthesis is essential in embryonic development: fatty acid synthase null mutants and most of the heterozygotes die in utero. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (11), 6358-6363 (2003).
  14. Icard, P., et al. ATP citrate lyase: A central metabolic enzyme in cancer. Cancer Letters. 471, 125-134 (2020).
  15. Fhu, C. W., Ali, A. Fatty acid synthase: an emerging target in cancer. Molecules. 25 (17), 3935 (2020).
  16. Lawitz, E. J., et al. Acetyl-CoA carboxylase inhibitor GS-0976 for 12 weeks reduces hepatic de novo lipogenesis and steatosis in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Clinical Gastroenterology and Hepatology. 16 (12), 1983e3-1991e3 (2018).
  17. Smith, G. I., et al. Insulin resistance drives hepatic de novo lipogenesis in nonalcoholic fatty liver disease. The Journal of Clinical Investigation. 130 (3), 1453-1460 (2020).
  18. Imamura, F., et al. Fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and incidence of type 2 diabetes: A pooled analysis of prospective cohort studies. PLoS Medicine. 17 (6), e1003102 (2020).
  19. Lai, H. T. M., et al. Serial plasma phospholipid fatty acids in the de novo lipogenesis pathway and total mortality, cause-specific mortality, and cardiovascular diseases in the cardiovascular health study. Journal of the American Heart Association. 8 (22), e012881 (2019).
  20. Ference, B. A., et al. Mendelian randomization study of ACLY and cardiovascular disease. The New England Journal of Medicine. 380 (11), 1033-1042 (2019).
  21. Herman, M. A., et al. A novel ChREBP isoform in adipose tissue regulates systemic glucose metabolism. Nature. 484 (7394), 333-338 (2012).
  22. Sanchez-Gurmaches, J., et al. Brown fat AKT2 Is a cold-induced kinase that stimulates ChREBP-mediated de novo lipogenesis to optimize fuel storage and thermogenesis. Cell Metabolism. 27 (1), 195e6-209e6 (2018).
  23. Wang, X., et al. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. II. Purification and characterization. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14497-14504 (1993).
  24. Briggs, M. R., Yokoyama, C., Wang, X., Brown, M. S., Goldstein, J. L. Nuclear protein that binds sterol regulatory element of low density lipoprotein receptor promoter. I. Identification of the protein and delineation of its target nucleotide sequence. The Journal of Biological Chemistry. 268 (19), 14490-14496 (1993).
  25. Yokoyama, C., et al. SREBP-1, a basic-helix-loop-helix-leucine zipper protein that controls transcription of the low density lipoprotein receptor gene. Cell. 75 (1), 187-197 (1993).
  26. Chen, G., Liang, G., Ou, J., Goldstein, J. L., Brown, M. S. Central role for liver X receptor in insulin-mediated activation of Srebp-1c transcription and stimulation of fatty acid synthesis in liver. Proceedings of the National Academy of Sciences. 101 (31), 11245-11250 (2004).
  27. Denechaud, P. D., et al. ChREBP, but not LXRs, is required for the induction of glucose-regulated genes in mouse liver. The Journal of Clinical Investigation. 118 (3), 956-964 (2008).
  28. Crewe, C., et al. SREBP-regulated adipocyte lipogenesis is dependent on substrate availability and redox modulation of mTORC1. JCI Insight. 5 (15), e129397 (2019).
  29. Batchuluun, B., Pinkosky, S. L., Steinberg, G. R. Lipogenesis inhibitors: therapeutic opportunities and challenges. Nature Reviews Drug Discovery. 21 (4), 283-305 (2022).
  30. Wallace, M., Metallo, C. M. Tracing insights into de novo lipogenesis in liver and adipose tissues. Seminars in Cell & Developmental Biology. 108, 65-71 (2020).
  31. Lee, W. N., et al. In vivo measurement of fatty acids and cholesterol synthesis using D2O and mass isotopomer analysis. The American Journal of Physiology. 266 (5 Pt 1), E699-E708 (1994).
  32. Yao, C. H., Liu, G. Y., Yang, K., Gross, R. W., Patti, G. J. Inaccurate quantitation of palmitate in metabolomics and isotope tracer studies due to plastics. Metabolomics. 12, 143 (2016).
  33. Hiller, K., et al. MetaboliteDetector: comprehensive analysis tool for targeted and nontargeted GC/MS based metabolome analysis. Analytical Chemistry. 81 (9), 3429-3439 (2009).
  34. Fernandez, C. A., Des Rosiers, C., Previs, S. F., David, F., Brunengraber, H. Correction of 13C mass isotopomer distributions for natural stable isotope abundance. Journal of Mass Spectrometry. 31 (3), 255-262 (1996).
  35. Midani, F. S., Wynn, M. L., Schnell, S. The importance of accurately correcting for the natural abundance of stable isotopes. Analytical Biochemistry. 520, 27-43 (2017).
  36. Trefely, S., Ashwell, P., Snyder, N. W. FluxFix: automatic isotopologue normalization for metabolic tracer analysis. BMC Bioinformatics. 17 (1), 485 (2016).
  37. Jeong, H., et al. Correcting for naturally occurring mass isotopologue abundances in stable-isotope tracing experiments with PolyMID. Metabolites. 11 (5), 310 (2021).
  38. Millard, P., et al. IsoCor: isotope correction for high-resolution MS labeling experiments. Bioinformatics. 35 (21), 4484-4487 (2019).
  39. Brunengraber, D. Z., et al. Influence of diet on the modeling of adipose tissue triglycerides during growth. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolsim. 285 (4), E917-E925 (2003).
  40. Svensson, R. U., et al. Inhibition of acetyl-CoA carboxylase suppresses fatty acid synthesis and tumor growth of non-small-cell lung cancer in preclinical models. Nature Medicine. 22 (10), 1108-1119 (2016).
  41. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis: a technique for measuring biosynthesis and turnover of polymers. The American Journal of Physiology. 263 (5 Pt 1), E988-E1001 (1992).
  42. Hellerstein, M. K., Neese, R. A. Mass isotopomer distribution analysis at eight years: theoretical, analytic, and experimental considerations. The American Journal of Physiology. 276 (6), E1146-E1170 (1999).
  43. Kelleher, J. K., Masterson, T. M. Model equations for condensation biosynthesis using stable isotopes and radioisotopes. The American Journal of Physiology. 262 (1 Pt 1), E118-E125 (1992).
  44. Kelleher, J. K., Nickol, G. B. Isotopomer spectral analysis: utilizing nonlinear models in isotopic flux studies. Methods in Enzymology. 561, 303-330 (2015).
  45. Argus, J. P., et al. Development and application of FASA, a model for quantifying fatty acid metabolism using stable isotope labeling. Cell Reports. 25 (10), 2919.e8-2934.e8 (2018).
  46. Guilherme, A., et al. Control of adipocyte thermogenesis and lipogenesis through β3-adrenergic and thyroid hormone signal integration. Cell Reports. 31 (5), 107598 (2020).
  47. Guilherme, A., et al. Neuronal modulation of brown adipose activity through perturbation of white adipocyte lipogenesis. Molecular Metabolism. 16, 116-125 (2018).
  48. Guilherme, A., et al. Adipocyte lipid synthesis coupled to neuronal control of thermogenic programming. Molecular Metabolism. 6 (8), 781-796 (2017).
  49. Lodhi, I. J., et al. Inhibiting adipose tissue lipogenesis reprograms thermogenesis and PPARgamma activation to decrease diet-induced obesity. Cell Metabolism. 16 (2), 189-201 (2012).
  50. McCormack, J. G., Denton, R. M. Evidence that fatty acid synthesis in the interscapular brown adipose tissue of cold-adapted rats is increased in vivo by insulin by mechanisms involving parallel activation of pyruvate dehydrogenase and acetyl-coenzyme A carboxylase. The Biochemistry Journal. 166 (3), 627-630 (1977).
  51. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Letters. 104 (1), 13-16 (1979).
  52. Negron, S. G., Ercan-Sencicek, A. G., Freed, J., Walters, M., Lin, Z. Both proliferation and lipogenesis of brown adipocytes contribute to postnatal brown adipose tissue growth in mice. Science Reports. 10 (1), 20335 (2020).
  53. Schlein, C., et al. Endogenous fatty acid synthesis drives brown adipose tissue involution. Cell Reports. 34 (2), 108624 (2021).
  54. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. Journal of Lipid Research. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  55. Adlanmerini, M., et al. Circadian lipid synthesis in brown fat maintains murine body temperature during chronic cold. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (37), 18691-18699 (2019).
  56. Yu, X. X., Lewin, D. A., Forrest, W., Adams, S. H. Cold elicits the simultaneous induction of fatty acid synthesis and beta-oxidation in murine brown adipose tissue: prediction from differential gene expression and confirmation in vivo. FASEB Journal. 16 (2), 155-168 (2002).
  57. Kushner, D. J., Baker, A., Dunstall, T. G. Pharmacological uses and perspectives of heavy water and deuterated compounds. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 77 (2), 79-88 (1999).
  58. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. Measuring lipogenesis and cholesterol synthesis in humans with deuterated water: use of simple gas chromatographic/mass spectrometric techniques. Journal of Mass Spectrometry. 32 (1), 81-86 (1997).
  59. Yang, D., et al. Assay of low deuterium enrichment of water by isotopic exchange with [U-13C3]acetone and gas chromatography-mass spectrometry. Analytical Biochemistry. 258 (2), 315-321 (1998).
  60. Fu, X., et al. Measurement of lipogenic flux by deuterium resolved mass spectrometry. Nature Communications. 12 (1), 3756 (2021).
  61. Shah, V., Herath, K., Previs, S. F., Hubbard, B. K., Roddy, T. P. Headspace analyses of acetone: a rapid method for measuring the 2H-labeling of water. Analytical Biochemistry. 404 (2), 235-237 (2010).
  62. Argus, J. P., Yu, A. K., Wang, E. S., Williams, K. J., Bensinger, S. J. An optimized method for measuring fatty acids and cholesterol in stable isotope-labeled cells. Journal of Lipid Research. 58 (2), 460-468 (2017).
  63. Belew, G. D., Jones, J. G. De novo lipogenesis in non-alcoholic fatty liver disease: Quantification with stable isotope tracers. European Journal of Clinical Investigation. 52 (3), e13733 (2022).
  64. Zhang, Z., Chen, L., Liu, L., Su, X., Rabinowitz, J. D. Chemical basis for deuterium labeling of fat and NADPH. Journal of the American Chemical Society. 139 (41), 14368-14371 (2017).
  65. Belew, G. D., et al. Transfer of glucose hydrogens via acetyl-CoA, malonyl-CoA, and NADPH to fatty acids during de novo lipogenesis. Journal of Lipid Research. 60 (12), 2050-2056 (2019).
  66. Diraison, F., Pachiaudi, C., Beylot, M. In vivo measurement of plasma cholesterol and fatty acid synthesis with deuterated water: determination of the average number of deuterium atoms incorporated. Metabolism. 45 (7), 817-821 (1996).
  67. Ajie, H. O., et al. In vivo study of the biosynthesis of long-chain fatty acids using deuterated water. The American Journal of Physiology. 269 (2 Pt 1), E247-E252 (1995).
  68. Schloerb, P. R., Friis-Hansen, B. J., Edelman, I. S., Solomon, A. K., Moore, F. D. The measurement of total body water in the human subject by deuterium oxide dilution; with a consideration of the dynamics of deuterium distribution. The Journal of Clinical Investigation. 29 (10), 1296-1310 (1950).
check_url/fr/64219?article_type=t

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Citer Cet Article
Turner, R., Mukherjee, R., Wallace, M., Sanchez-Gurmaches, J. Quantitative Determination of De Novo Fatty Acid Synthesis in Brown Adipose Tissue Using Deuterium Oxide. J. Vis. Exp. (195), e64219, doi:10.3791/64219 (2023).

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