Summary

口腔気管挿管と人工肺虚血再灌流手術のマウスモデル

Published: September 09, 2022
doi:

Summary

換気を維持し、低酸素症を回避しながら左肺虚血再灌流(IR)損傷を引き起こすマウス手術モデル。

Abstract

虚血再灌流(IR)損傷は、血流の中断の一時的な期間を伴うプロセスから生じることがよくあります。肺では、孤立したIRにより、肺胞換気を継続してこの特定のプロセスの実験的研究が可能になり、それによって低酸素症と無気肺の複合的な有害なプロセスを回避できます。臨床の文脈では、肺虚血再灌流傷害(肺IRIまたはLIRIとしても知られている)は、肺塞栓症、蘇生出血性外傷、および肺移植を含むがこれらに限定されない多数のプロセスによって引き起こされる。現在、LIRIの効果的な治療オプションは限られています。今回われわれは今回,耳気管挿管とそれに続く片側性左肺虚血,肺胞換気またはガス交換による再灌流を伴う肺IRの可逆的手術モデルを提示する.マウスは左開胸術を受け、それを通して左肺動脈が露出され、視覚化され、分離され、可逆的なスリップノットを使用して圧縮されます。その後、虚血期間中に外科的切開部が閉じられ、動物が目覚めて抜管されます。マウスが自発的に呼吸すると、肺動脈の周りのスリップノットを解放することによって再灌流が確立されます。この臨床的に関連する生存モデルは、肺IR損傷、解決段階、肺機能に対する下流の影響、および実験的肺炎を含む2ヒットモデルの評価を可能にします。技術的には困難ですが、このモデルは数週間から数か月の間に習得でき、最終的な生存率または成功率は80%〜90%です。

Introduction

虚血再灌流(IR)損傷は、一定期間の中断後に血流が臓器または組織床に回復したときに発生する可能性があります。肺では、IRは、感染、低酸素症、無気肺、体積外傷(機械的換気中の高潮汐量から)、気圧外傷(機械的換気中の高ピークまたは持続圧力)、または鈍的(非貫通性)肺挫傷などの他の有害なプロセスに関連して、孤立して、または関連する可能性があります1,2,3.LIRIのメカニズムと同時プロセス(感染など)がLIRIの結果に与える影響についての知識にはいくつかのギャップが残っており、LIRIの治療選択肢も限られています。純粋なLIRIのin vivoモデルは、肺IR損傷の病態生理学を単独で特定し、肺損傷が構成要素であるマルチヒットプロセスへの寄与を研究するために必要です。

マウス肺IRモデルは、肺移植3、肺塞栓症4、蘇生による出血性外傷後の肺損傷5など、複数のプロセスの肺特異的病態生理学を研究するために使用できます。現在使用されているモデルには、外科的肺移植6、肺門クランプ7ex vivo 肺灌流8、および換気肺IR9が含まれます。ここでは、無菌肺損傷のマウス換気肺IRモデルの詳細なプロトコルを提供します。このアプローチには、最小限の低酸素症と最小限の無気肺を誘発すること、および長期的な研究を可能にする生存手術モデルであるなど、複数の利点があります(図2)。

肺門クランプや ex vivo 灌流モデルなどの他のモデルよりもこのLIRIモデルを選択する理由は次のとおりです:このモデルは、無気肺、機械的換気、および低酸素症の炎症性寄与を最小限に抑えます。周期的な換気を維持します。それはIR傷害に反応することができる無傷の in vivo 循環免疫系を維持する。そして最後に、生存手順として、二次損傷の発生(2ヒットモデル)と損傷の解決のメカニズムの長期的な分析を可能にします。全体として、この換気肺IRモデルは、実験的に研究できる「最も純粋な」形態のIR損傷を提供すると考えています。

他の出版物は、IT注射または設置を実行するためのマウスの口腔気管挿管の使用を記載している10,11が、このモデルのように生存手術の開始点としては記載されていない。口腔気管の配置は、手術肺の崩壊を可能にすることによって肺手術の実施を可能にする。それはまた、気胸にとって、および処置の終了時にマウスが自然換気に戻る能力にとって重要である、処置の終了時の肺の再膨張を可能にする。最後に、固定された口腔気管チューブの除去は、侵襲的気管切開術とは異なり、生存手術と互換性のある簡単な手順です。これにより、LIRIおよび関連障害の進行と解決の理解、および慢性損傷モデルの作成に焦点を当てた長期的な調査研究が可能になります。

Protocol

以下に説明するすべての手順と手順は、カリフォルニア大学サンフランシスコ校の施設動物管理および使用委員会(IACUC)によって承認されました。任意のマウス系統を使用できますが、一部の系統は他の系統と比較してより堅牢な肺IR炎症反応を示します12。約12〜15週齢(30〜40 g)以上のマウスは、若いマウスよりも肺IR手術に耐え、生き残ります。これらの手術には、雄と雌の…

Representative Results

片側換気滅菌肺虚血再灌流(IR)損傷によって引き起こされる炎症:虚血の1時間後、ELISAとqRT-PCRの両方によって血清および肺組織内のサイトカインのレベルの増加が観察され、再灌流後1時間でピークに達し、再灌流後12〜24時間以内に急速にベースラインに戻りました13。再灌流後3時間で採取したサンプルでは、左肺組織内に強い好中球浸潤が観察され、炎症の強さは使用した?…

Discussion

この原稿は、Dodd-oらによって開発された換気肺IRモデルの実行に関連する手順を詳述しています9。このモデルは、単離された肺IRからの炎症の発生と解消に関与する分子経路を特定するのに役立ちました14,15,16,17、共存感染と組み合わせた肺IR 18、および腸肺軸と腸<…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、カリフォルニア大学サンフランシスコ校およびサンフランシスコ総合病院の麻酔および周術期ケア部門からの部門別支援、およびNIH R01賞(APへ):1R01HL146753によって資金提供されました。

Materials

Equipment
Fiber Optic Light Pipe Cole-Parmer UX-41720-65 Fiberoptic light pipe
Fiber Optic Light Source AmScope SKU: CL-HL250-B Light source for fiberoptic lights
Germinator 500 Cell Point Scientific, Inc. No.5-1450 Bead Sterilizer
Heating Pad AIMS 14-370-223 Alternative option
Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper) WAHL home products SKU 09854-600B To remove mouse hair on surgical site
Microscope Nikon SMZ-10 Other newer options available at the company website
MiniVent Ventilator Havard Apparatus Model 845 Mouse ventilator
Ultrasonic Cleaner Cole-Parmer UX-08895-05 Clean tools that been used in operation
Warming Pad Kent Scientific RT-0501 To keep mouse warm while recovering from surgery
Weighing Scale Cole-Parmer UX-11003-41 Weighing scale
Surgery Tools
4-0 Silk Suture Ethicon 683G For closing muscle layer
7-0 Prolene Suture Ethicon Industry EP8734H Using for making a slip knot of left pulmonary artery
Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use) Aspen Surgical 372611 For entering thoracic cavity (option 1)
Bard-Parker (12) Scalpel Aspen Surgical 372612 For entering thoracic cavity (option 2)
Extra Fine Graefe Forceps FST 11150-10 Muscle/rib holding forceps
Magnetic Fixator Retraction System FST 1. Base Plate (Nos. 18200-03)
2. Fixators (Nos. 18200-01)
3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12)
4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08)
Small Animal Retraction System
Monoject Standard Hypodermic Needle COVIDIEN 05-561-20 For medication delivery IP
Narrow Pattern Forceps FST 11002-12 Skin level forceps
Needle holder/Needle driver FST 12565-14 for holding needles
Needles BD 305110 26 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too)
PA/Vessel Dilating forceps FST 00125-11 To hold PA; non-damaging gripper
Scissors FST 14060-09 Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery
Ultra Fine Dumont micro forceps FST 11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm) For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus
Reagents
0.25% Bupivacaine Hospira, Inc. 0409-1159-02 Topical analgesic used during surgical wound closure
Avertin (2,2,2-Tribromoethanol) Sigma-Aldrich T48402-25G Anesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg.
Buprenorphine Covetrus North America 59122 Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg
Eye Lubricant BAUSCH+LOMB Soothe Lubricant Eye Ointment Relieves dryness of the eye
Povidone-Iodine 10% Solution MEDLINE INDUSTRIES INC SKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic) Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery
Materials
Alcohol Swab BD brand  BD 326895 for sterilzing area of injection and surgery
Plastic film KIRKLAND Stretch-Tite premium Alternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective)
Rodent Surgical Drapes Stoelting 50981 Sterile field or drape for surgical field
Sterile Cotton Tipped Application Pwi-Wnaps 703033 used for applying eye lubricant
Top Sponges Dukal Corporaton Reorder # 5360 Stopping bleeding from skin/muscle

References

  1. Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
  2. Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
  3. Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121 (2017).
  4. Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
  5. Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
  6. Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
  7. Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
  8. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
  9. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
  10. Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
  11. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
  12. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
  13. Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
  14. Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
  15. Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
  16. Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
  17. Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337 (2017).
  18. Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159 (2019).
  19. Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids’ immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
  20. Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).
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Citer Cet Article
Liao, W., Maruyama, D., Kianian, F., Tat, C., Tian, X., Hellman, J., Dodd-o, J. M., Prakash, A. A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery. J. Vis. Exp. (187), e64383, doi:10.3791/64383 (2022).

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